يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

النمذجة السكتة الدماغية في الفئران: الآفات القشرية البؤرية عن طريق Photothrombosis

7.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62536

⸱

مايو 6, 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

في هذه المقالة

ملخص

الموصوف هنا هو نموذج السكتة الدماغية الضوئية ، حيث يتم إنتاج السكتة الدماغية من خلال الجمجمة سليمة عن طريق تحفيز انسداد الأوعية الدموية الدقيقة الدائمة باستخدام إضاءة الليزر بعد إدارة صبغة حساسة للضوء.

الملخص

السكتة الدماغية هي السبب الرئيسي للوفاة وإعاقة البالغين المكتسبة في البلدان المتقدمة. على الرغم من التحقيق المكثف للاستراتيجيات العلاجية الجديدة ، لا تزال هناك خيارات علاجية محدودة لمرضى السكتة الدماغية. لذلك ، هناك حاجة إلى مزيد من البحوث للمسارات المرضية مثل التهاب ما بعد السكتة الدماغية ، وتولد الأوعية ، واللدونة العصبية ، والتجديد. ونظرا لعدم قدرة النماذج المختبرية على إعادة إنتاج تعقيد الدماغ، فإن نماذج السكتة الدماغية التجريبية ضرورية لتحليل وتقييم أهداف الأدوية الجديدة لهذه الآليات وتقييمها لاحقا. وبالإضافة إلى ذلك، هناك حاجة ماسة إلى نماذج موحدة مفصلة لجميع الإجراءات للتغلب على ما يسمى بأزمة النسخ المتماثل. كجهد داخل اتحاد أبحاث ImmunoStroke ، يتم وصف نموذج ماوس فوتوثرومبوتيك موحد باستخدام حقنة داخل الصفاق من روز البنغال وإضاءة الجمجمة السليمة بليزر 561 نانومتر. يسمح هذا النموذج بأداء السكتة الدماغية في الفئران مع تخصيصها لأي منطقة قشرية في الدماغ دون جراحة جراحية غازية. وبالتالي، تمكين دراسة السكتة الدماغية في مناطق مختلفة من الدماغ. في هذا الفيديو ، يتم عرض الطرق الجراحية لتحريض السكتة الدماغية في النموذج الضوئي جنبا إلى جنب مع التحليل النسيجي.

المقدمة

لا تزال السكتة الدماغية السبب الرئيسي للوفاة وإعاقة البالغين المكتسبة في البلدان المتقدمة فيالقرن الحادي والعشرين والتي تسبب ما يقرب من 2.7 مليون حالة وفاة في عام 2017 في جميع أنحاء العالم1. حتى مع الجهود الهائلة التي يبذلها المجتمع العلمي ، لا تتوفر سوى القليل من العلاجات. وعلاوة على ذلك، مع مثل هذه المعايير الاستبعاد عالية، وهذه الخيارات محدودة بالفعل ليست في متناول العديد من المرضى، مما أدى إلى حاجة ملحة لعلاجات جديدة لتحسين الانتعاش الوظيفي بعد السكتة الدماغية.

وبالنظر إلى عدم قدرة النماذج المختبرية على تكرار التفاعلات المعقدة للدماغ، فإن النماذج الحيوانية ضرورية لأبحاث السكتة الدماغية قبل السريرية. الفئران هي النموذج الحيواني الأكثر استخداما في مجال أبحاث السكتة الدماغية. وتهدف غالبية هذه النماذج الماوس للحث على احتشاءات عن طريق منع تدفق الدم داخل الشريان الدماغي الأوسط (MCA) منذ تقع غالبية الآفات السكتة الدماغية البشرية في إقليم MCA2. على الرغم من أن هذه النماذج تلخص بشكل أفضل آفات السكتة الدماغية البشرية ، إلا أنها تنطوي على عمليات جراحية ملتصقة مع تباين كبير في حجم العقائد.

منذ روزبلوم واقتراح الصبان من نموذج photothrombotic في 19773, وتطبيق هذا النموذج في وقت لاحق للفئران واتسونوآخرون. نموذج السكتة الدماغية الضوئية يحفز احتشاء القشرية المحلية والمحددة نتيجة لphotoactivation صبغة حساسة للضوء حقن سابقا في تدفق الدم. وهذا يسبب تجلط الأوعية المحلية في المناطق المعرضة للضوء. لفترة وجيزة ، عند التعرض للضوء من الصبغة الحساسة للضوء المحقونة ، يتم تحريض الإصابة التأكسدية الموضعية لغشاء الخلية البطانية ، مما يؤدي إلى تجميع الصفائح الدموية وتشكيل الجلطة ، يليها اضطراب محلي لتدفق الدم الدماغي7.

تكمن الميزة الرئيسية لهذه التقنية في بساطتها في التنفيذ وإمكانية توجيه الآفة إلى المنطقة المرغوبة. على عكس نماذج السكتة الدماغية التجريبية الأخرى ، هناك حاجة إلى خبرة جراحية طفيفة لأداء نموذج السكتة الدماغية الضوئية حيث يتم تحريض الآفة من خلال إضاءة الجمجمة السليمة. وعلاوة على ذلك، فإن الحدود المحددة جيدا(الشكل 2A والشكل 5B)والمرونة للحث على الآفة إلى منطقة معينة في الدماغ يمكن أن تسهل دراسة الاستجابات الخلوية داخل المنطقة القشرية الإقفارية أو السليمة8. لهذه الأسباب، وهذا النهج هو مناسبة لدراسة الآليات الخلوية والجزيئية من اللدونة القشرية.

على مدى العقود القليلة الماضية ، والقلق المتزايد بشأن عدم إعادة الإنتاج بين مجموعات البحوث قد صاغ ما يسمى أزمة النسخ المتماثل9. بعد تنسيق أول دراسة تجريبية متعددة المراكز معشاة قبل السريرية في عام 201510، وهي أداة مقترحة لتحسين الأبحاث قبل السريرية11و12و13، تم التأكيد على أن أحد أسباب عدم الاستنساخ بين الدراسات قبل السريرية من مختبرات مستقلة هو عدم وجود توحيد كاف لنماذج السكتة الدماغية التجريبية ومعلمات النتائج14. وبناء على ذلك، عندما تم تأسيس اتحاد ضربة المناعة (https://immunostroke.de/)، وهو تعاون يهدف إلى فهم التفاعلات بين الدماغ والمناعة الكامنة وراء المبادئ الميكانيكية لاستعادة السكتة الدماغية، كان توحيد جميع نماذج السكتة الدماغية التجريبية بين كل مجموعة بحثية أمرا أساسيا.

وصف هنا هو الإجراء الموحد لتحريض نموذج فوتوثروثوتيك كما هو مستخدم في اتحاد البحوث المذكورة أعلاه. لفترة وجيزة، خضع التخدير، تلقى حقنة روز البنغال (10 ميكرولتر / ز) داخل الصفاق، والجمجمة سليمة، 3 ملم اليسار من bregma، أضاءت على الفور من قبل ليزر 561 نانومتر لمدة 20 دقيقة (الشكل 1). بالإضافة إلى ذلك، يتم الإبلاغ عن طريقة الهسطولوجيا والسلوكية ذات الصلة لتحليل نتائج السكتة الدماغية في هذا النموذج. وتستند جميع الأساليب على إجراءات التشغيل القياسية التي وضعت واستخدمت في المختبر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت التجارب التي تم الإبلاغ عنها في هذا الفيديو وفقا للمبادئ التوجيهية الوطنية لاستخدام الحيوانات التجريبية، ووافقت اللجان الحكومية الألمانية على البروتوكولات (ريجيرونغ فون أوبربايرن، ميونيخ، ألمانيا). كانت الفئران المستخدمة في هذه الدراسة من الذكور C57Bl/6J الفئران، 10-12 أسابيع من العمر، وأرسلت من قبل نهر تشارلز ألمانيا. تم إيواء الحيوانات تحت درجات حرارة خاضعة للرقابة (22 درجة مئوية ± 2 درجة مئوية) ، مع فترة دورة خفيفة داكنة مدتها 12 ساعة والوصول إلى الطعام المكريه والحصول على libitum الإعلانية المائية.

1. إعداد المواد والصكوك

  1. حل روز البنغال في محلول ملحي 0.9٪ للوصول إلى تركيز نهائي من 10 ملغم / مل. قم بتوصيل بطانية الحرارة للحفاظ على دفء منطقة العملية والحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس أثناء التخدير عند 37 درجة مئوية.
  2. إعداد مقص، ملقط، قطعة من القطن، مرهم العين dexpanthenol، ومواد خياطة. إعداد حقنة مع محلول ملحي (بدون إبرة) للحفاظ على منطقة العملية رطب. إعداد غاز التخدير (100٪ O2 + isoflurane).

2. إعداد الحيوان

  1. حقن مسكن 30 دقيقة قبل الجراحة (4 ملغم/كغ كاربروفين و0.1 ملغم/كغ بوبرينورفين).
  2. سجل وزن جسم الفأر لضبط جرعة روز البنغال ليتم حقنها (10 ميكرولتر / غرام أي 100 ميكروغرام / غرام).
  3. ضع الماوس في غرفة التعريفي مع معدل تدفق isoflurane من 4٪ لتخديره حتى تتوقف الحركة العفوية للجسم وvibrissae.
  4. نقل الماوس إلى الإطار المجسم ووضعه في موقف عرضة مع أنفه في قناع التخدير. إصلاح الحيوان والحفاظ على تركيز isoflurane في 4٪ لمدة دقيقة واحدة. ثم تقليل والحفاظ على تركيز ايزوفلوران في 2٪.
  5. أدخل مسبار المستقيم برفق لمراقبة درجة الحرارة طوال العمليات الجراحية. تعيين لوحة التدفئة ذات الصلة التي تسيطر عليها ردود الفعل للحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس في 37 درجة مئوية.
  6. تطبيق مرهم العين dexpanthenol على كل من العينين وتنظيف الجلد والفراء المحيطة بها مع عامل مطهر.

3. نموذج فوتوثيرومبوسيس

  1. إجراء شق طولي 2.0-2.5 سم والتراجع لفضح الجمجمة. إجراء التعرض للجمجمة بقطع واحد لتجنب مضاعفات الجرح.
  2. إزالة periosteum بلطف مع القطن وتحديد الغرز التاجية.
  3. وضع على النظارات الواقية، والتبديل على الليزر 561 نانومتر ووضع علامة على bregma +3 ملم اليسار.
  4. قم بإيقاف تشغيل الليزر، وارفق ملصقا مع ثقب قطره 4 مم يوضع في الإحداثيات المميزة المذكورة أعلاه.
  5. حقن الماوس مع البنغال روز (10 ميكرولتر / غرام)، intraperitoneally. ضع شعاع الليزر على بعد 4-5 سم من الجمجمة، وابدل ليزر 561 نانومتر وأضاء الجمجمة لمدة 20 دقيقة.
  6. تطبيق قطرتين من 0.9٪ المالحة على الجمجمة لترطيب، خياطة الجرح، ووضع الحيوان في غرفة الانتعاش في 37 درجة مئوية للتعافي من التخدير. بعد ساعة واحدة، أعد الفئران إلى أقفاصها في غرفة يتم التحكم في درجة حرارتها.
  7. حقن مسكن كل 12 ساعة لمدة 3 أيام بعد الجراحة (4 ملغم / كغ كاربروفين و 0.1 ملغ / كغ بوبرينورفين).

4. عملية الشام

  1. تنفيذ إجراءين مختلفين لعمليات الشام كما هو موضح في الخطوتين 4-1-1 و4-1-2.
    1. تنفيذ كافة الإجراءات مطابقة للعملية الموضحة أعلاه. حقن روز البنغال دون تشغيل الليزر. بعد 20 دقيقة تحت التخدير، والسماح للحيوانات البقاء في غرفة الانتعاش لمدة 1 ساعة للتعافي، قبل أن تعاد إلى أقفاصها.
    2. تنفيذ جميع الإجراءات مطابقة للعملية المذكورة أعلاه، والتبديل على الليزر. لا تحقن روز بنغال. بعد 20 دقيقة من إضاءة الليزر، اسمح للحيوانات بالبقاء في غرفة التعافي لمدة ساعة واحدة للتعافي من التخدير، قبل إعادتها إلى أقفاصها.

5. بقع الليزر

  1. قم بتوصيل البطانية الساخنة للحفاظ على دفء منطقة العملية والحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس أثناء التخدير عند 37 درجة مئوية.
  2. ضع الماوس في غرفة التعريفي بمعدل تدفق isoflurane من 4٪ لتخديره حتى تتوقف الحركة العفوية للجسم وvibrissae ثم نقل الماوس إلى الإطار المجسم.
  3. ضع الماوس في وضع عرضة لأنفه في قناع التخدير. إصلاح الحيوان والحفاظ على تركيز isoflurane في 4٪ لمدة 1 دقيقة.
  4. أدخل مسبار المستقيم برفق لمراقبة درجة الحرارة طوال العمليات الجراحية. تعيين لوحة التدفئة ذات الصلة التي تسيطر عليها ردود الفعل للحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس في 37 درجة مئوية وتطبيق مرهم العين dexpanthenol لكلا العينين. تنظيف الجلد والفراء المحيطة بها مع عامل مطهر.
  5. إجراء شق طولي 2.0-2.5 سم والتراجع لفضح الجمجمة. إجراء التعرض للجمجمة بقطع واحد لتجنب مضاعفات الجرح.
  6. ضع الإطار sterotactic تحت بقع الليزر وضبط الارتفاع للحصول على صورة حادة. ركز كاميرا التصوير بالتصوير الرصاني بالليزر (LSI) على النافذة القحفية. تكوين نظام التصوير الليزري عالي الدقة (LSI) كما هو موضح سابقا15.
  7. احصل على بيانات من حقل رؤية بطول سم واحد × 1 سم باستخدام طول موجي يبلغ 785 نانومتر و80 ميجاوات ليزر بمعدل إطار يبلغ 21 صورة/ثانية على مسافة عمل 1 سم لمدة دقيقة واحدة.
  8. بعد التصوير، ضعي قطرتين من 0.9٪ ملحية على الجمجمة لإعادة ترطيب الجرح وخياطة الجرح ووضع الحيوان في غرفة الإنعاش عند 37 درجة مئوية للتعافي من التخدير لمدة ساعة واحدة. بعد ساعة واحدة، أعد الفئران إلى أقفاصها في غرفة يتم التحكم في درجة حرارتها.

6. العصبية

ملاحظة: لتحليل العجز العصبي، يتم استخدام مقياس عصبي معدل نشرته إيكنشتاين وآخرون في عام 199715.

  1. تسجيل الحيوانات لعامة (الجدول 1) والعجز البؤري (الجدول 2). ويتراوح هذا المقياس المركب بين صفر (بدون عجز) و46 (انخفاضات شديدة).
  2. أداء العصبية في نفس الوقت كل يوم واستخدام الملابس الجراحية للحفاظ على رائحة محايدة.
  3. Habituate الفئران لمدة 30 دقيقة في الغرفة مع قفص مفتوح قبل الاختبار والسماح لهم لمراقبة كل بند لمدة 30 ق.

7. التخبط

  1. إعداد حقنة 20 مل تحتوي على PBS-الهيبارين (2 U/mL) ووضعها 1 متر فوق مقاعد البدلاء لتسهيل / ضمان الجاذبية يحركها التشوه.
  2. حقن intraperitoneally 100 ميكرولتر من الكيتامين وإكسيلازين (120/16 ملغ / كغ وزن الجسم، على التوالي). انتظر لمدة 5 دقائق، وتؤيد وقف حركة الجسم العفوية وvibrissae.
  3. إصلاح الحيوان في موقف سوبين وتطهير سطح الجسم البطن مع الإيثانول 100٪. إجراء شق 3 سم طويلة في البطن; قطع الحجاب الحاجز والأضلاع لتصور تماما القلب.
  4. إجراء شق صغير في الأذين الأيمن وإدراج قنية النتوئة في البطين الأيسر و perfuse مع 20 مل PBS-الهيبارين.
  5. بعد التشوه، وقطع رأس الحيوان وإزالة الدماغ، وتجميده باستخدام الثلج الجاف وتخزينها في -80 درجة مئوية حتى مزيد من الاستخدام.

8. قياس حجم العقائد

  1. Cryosectioning: قطع الدماغ بشكل متسلسل على cryostat إلى 20 ميكرومتر أقسام سميكة كل 120 ميكرومتر وجبل على الشرائح. تخزين الشرائح في -80 درجة مئوية حتى مزيد من المعالجة.
  2. كريسيل البنفسجي (CV) تلطيخ
    1. لإعداد محلول التلطيخ، اخلط 0.5 غرام من خلات السيرة الذاتية في 500 مل من H2O. Stir والحرارة (60 درجة مئوية) حتى يتم إذابة البلورات. السماح للحل لتبرد وتخزينها في زجاجة داكنة. أعد تسخينه إلى 60 درجة مئوية وفلتر (فلتر الورق) قبل كل استخدام.
    2. جفف الشرائح في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة. وضعها في الإيثانول 95٪ لمدة 15 دقيقة، تليها 70٪ الإيثانول لمدة دقيقة واحدة، وبعد ذلك في الإيثانول 50٪ لمدة دقيقة واحدة.
    3. ضع الشرائح في الماء المقطر لمدة دقيقتين، وأنعش الماء المقطر، وضع الشرائح في الماء مرة أخرى لمدة دقيقة واحدة. ثم ضع الشرائح في محلول التلطيخ الذي تم تسخينه مسبقا لمدة 10 دقائق عند 60 درجة مئوية. غسل الشرائح مرتين في الماء المقطر لمدة 1 دقيقة.
    4. ضع الشرائح في الإيثانول 95٪ لمدة 2 دقيقة. ثم وضعها في الإيثانول 100٪ لمدة 5 دقائق، وتحديث الإيثانول 100٪ ووضع الشرائح في الإيثانول 100٪ مرة أخرى لمدة 2 دقيقة. بعد ذلك، قم بتغطية الشرائح باستخدام وسيطة متزايدة.
    5. تحليل: مسح الشرائح وتحليل حجم العقائد غير المباشرة من قبل طريقة سوانسون16 لتصحيح لذمة: المنطقة الإقفارية = (المنطقة الإقفارية)-((نصف الكرة الأرضية ipsilateral) - (نصف الكرة الأرضية)).

9. تلطيخ Tunel(في الموقع مجموعة الكشف عن موت الخلايا المبرمج)

  1. تجفيف الشرائح، بعد الإصلاح في 4٪ paraformaldehyde في برنامج تلفزيوني (ph 7.4) لمدة 10-20 دقيقة في RT. غسل في برنامج تلفزيوني، بعد الإصلاح في الإيثانول المبردة مسبقا: حمض الخليك 2:1 لمدة 5 دقائق في -20 درجة مئوية.
  2. غسل في برنامج تلفزيوني وتطبيق العازلة التوازن (10 ق إلى حد أقصى قدره 60 دقيقة في RT) وتطبيق قوة العمل انزيم TDT (1 ساعة في 37 درجة مئوية في غرفة رطبة)
  3. تطبيق قوة العمل وقف / غسل إنزيم (10 دقيقة في RT)، وغسل في برنامج تلفزيوني وتطبيق دافئ (RT) قوة العمل المضادة للديجوكسيجينين المترافق (30 دقيقة في RT في الظلام)
  4. اغسل في PBS، واحتضن DAPI لمدة 5 دقائق في RT وقم بتركيب الشرائح باستخدام وسائط الفلوروماونت.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

النموذج الموصوف هنا هو نموذج السكتة الدماغية الضوئية عن طريق حقن روز البنغال وإضاءة الجمجمة سليمة لمدة 20 دقيقة، في الطول الموجي ثابت 561 نانومتر و 25 كيلوواط قوة الانتاج في الألياف. على الرغم من أن الجراحة الفوتوثروبومبوتيك الكاملة تستمر 30 دقيقة ، إلا أن الحيوان يبقى تحت تخدير منخفض وتلف الدماغ معتدل. بعد حوالي 10 دقائق من نقلها إلى أقفاصها، كانت جميع الحيوانات مستيقظة، تتحرك بحرية في القفص، وتتفاعل مع زملاء القمامة.

تم إجراء قياس حجم العقش باستخدام كريميل البنفسجي الملون أقسام الدماغ التاجي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يصف البروتوكول المقدم نموذج السكتة الدماغية التجريبي لداء الخلايا الضوئية من خلال إضاءة الجمجمة السليمة بالليزر 561 نانومتر ، مع حقنة سابقة داخل الصفاق من روز البنغال. وحتى وقت قريب، كان استخدام هذا النموذج منخفضا ولكنه آخذ في الازدياد باطراد.

الوفيات أثناء تحريض السكتة الدماغية في هذا النموذج غائبة. الوفيات الإجمالية أقل من 5٪ تنشأ أثناء العملية بسبب مضاعفات التخدير أو التضحية بعد استيفاء معايير الاستبعاد. 1- لتبرير التباين المنخفض لهذا النموذج وقابليته للاستنساخ، يقترح معايير الاستبعاد التال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ولا توجد مصالح متنافسة بين أصحاب البلاغ للكشف عنها.

شكر وتقدير

نشكر جميع شركائنا في التعاون في اتحادات ضربة المناعة (FOR 2879 ، من الخلايا المناعية إلى استرداد السكتة الدماغية) على الاقتراحات والمناقشات. تم تمويل هذا العمل من قبل دويتشه Forschungsgemeinschaft (DFG، مؤسسة البحوث الألمانية) في إطار استراتيجية التميز الألمانية في إطار مجموعة ميونيخ لطب الأعصاب النظم (EXC 2145 SyNergy - الهوية 390857198) وبموجب المنح LI-2534/6-1، LI-2534/7-1 و LL-112/1-1.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
561 نانومتر ليزر التموجSolnaCobolt HS-03
حمض الخليكسيجما علوم الحياة695092
نظام التخدير للأيزوفلوراندراجر
أبوب تاغ بيروكسيداز في الموقع طقم الكشف عن موت الخلايا المبرمجMilliporeS7100
Bepanthen pomadeBayer1578681
C57Bl / 6J الفئرانتشارلز ريفر000664
كوليمترThorlabsF240APC-A
CotonsNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl البنفسجيSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
الإيثانول 70٪CLN Chemikalien Laborbedorf521005
الإيثانول 96٪CLN Chemikalien Laborbedorf522078
الإيثانول 99٪CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
ورق ترشيحMacherey-Nagel432018
مقص ناعمFST15000-00
ملقطFST11616-15
بطانية تسخينFHC DC تحكم في درجة الحرارة  40-90-8D
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
KetamineInresa Arzneimittel GmbH
Laser SpecklePerimedPeriCam PSI HR
Mayor ScissorsFST1410-15
محلول ملحي مخزن PH: 7.4Apotheke Innestadt Uni MunchenP32799
نظارات واقيةليزر 2000NIR-ZS2-38
روز البنغالسيجما ألدريتش198250-5G
Roti-Histokit تصاعد متوسطروث6638.1
محلول ملحيبراون131321
StereomikroskopZeissStemi DV4
إطارتجسيميستويلتينج51500U
سوبر فروست بلس شرائحJ1800AMNZالترموScientific
XylacineAlbrecht

المراجع

  1. GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
  2. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
  3. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
  4. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  5. Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
  6. Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
  7. Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
  8. Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370(2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  12. Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
  13. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
  14. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  17. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  18. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  19. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  20. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
  21. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  22. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  23. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729(2014).
  24. Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
  25. Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106(2018).
  26. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
  27. Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
  28. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  29. Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
  30. Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
  31. Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

نموذج السكتة الدماغية بالتخثر الضوئيآفة قشرية بؤريةنموذج السكتة الدماغية في الفئرانحقن روز بنغالالإضاءة بالليزراللدونة القشريةتحليل حجم الاحتشاءالقصور الحسي الحركيالتصوير الحيالتحليل النسيجي
النمذجة السكتة الدماغية في الفئران: الآفات القشرية البؤرية عن طريق Photothrombosis
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.