مقالة منهجية

الحصول على Resting-الدولة وظيفية بيانات التصوير بالرنين المغناطيسي في الجرذ

DOI:

10.3791/62596

⸱

أغسطس 28, 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Dartmouth-Hitchcock Medical Center, 2Geisel School of Medicine at Dartmouth, 3National Institute on Drug Abuse, National Institutes of Health, 4University of Guelph

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف هذا البروتوكول طريقة للحصول على بيانات مستقرة للتصوير بالرنين المغناطيسي الوظيفي (rs-fMRI) من فأر باستخدام جرعة منخفضة من الأيزوفلوران بالاشتراك مع جرعة منخفضة من ديكسميدتوميدين.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أصبح التصوير بالرنين المغناطيسي الوظيفي (rs-fMRI) طريقة شائعة بشكل متزايد لدراسة وظائف الدماغ في حالة الراحة وعدم المهمة. يصف هذا البروتوكول طريقة بقاء ما قبل السريرية للحصول على بيانات rs-fMRI. الجمع بين جرعة منخفضة isoflurane مع التسريب المستمر α2 مستقبلات الأدرينالية ناهض dexmedetomidine يوفر خيارا قويا للحصول على بيانات مستقرة وعالية الجودة مع الحفاظ على وظيفة شبكة الدماغ. وعلاوة على ذلك، يسمح هذا الإجراء للتنفس التلقائي وعلم وظائف الأعضاء شبه الطبيعي في الفئران. يمكن الجمع بين تسلسل التصوير الإضافي واكتساب حالة الراحة إنشاء بروتوكولات تجريبية مع استقرار مخدر يصل إلى 5 ساعات باستخدام هذه الطريقة. يصف هذا البروتوكول إعداد المعدات، ورصد فسيولوجيا الفئران خلال أربع مراحل متميزة من التخدير، والحصول على فحوصات حالة الراحة، وتقييم جودة البيانات، واستعادة الحيوان، ومناقشة موجزة لتحليل البيانات بعد المعالجة. يمكن استخدام هذا البروتوكول عبر مجموعة واسعة من نماذج القوارض قبل السريرية للمساعدة في الكشف عن التغيرات الناتجة في شبكة الدماغ التي تحدث في الراحة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يستريح الدولة التصوير بالرنين المغناطيسي الوظيفي (RS-fMRI) هو مقياس للإشارة التي تعتمد على مستوى الأكسجين في الدم (BOLD) عندما يكون الدماغ في بقية وغير منخرط في أي مهمة معينة. ويمكن استخدام هذه الإشارات لقياس الارتباطات بين مناطق الدماغ لتحديد الاتصال الوظيفي داخل الشبكات العصبية. يستخدم rs-fMRI على نطاق واسع في الدراسات السريرية نظرا لعدم غزوه وانخفاض مقدار الجهد المطلوب من المرضى (بالمقارنة مع fMRI القائم على المهام) مما يجعله الأمثل لمختلف مجموعات المرضى1.

وقد سمح التقدم التكنولوجي بتكييف RS-fMRI للاستخدام في نماذج القوارض للكشف عن الآليات الكامنة وراء حالات المرض (انظر المرجع2 للمراجعة). تسمح النماذج الحيوانية قبل السريرية ، بما في ذلك نماذج المرض أو خروج المغلوب ، بمجموعة واسعة من التلاعب التجريبي غير المطبق على البشر ، ويمكن للدراسات أيضا الاستفادة من عينات ما بعد الوفاة لزيادة تعزيز التجارب2. ومع ذلك ، نظرا لصعوبة في كل من الحد من الحركة وتخفيف التوتر ، يتم إجراء اكتساب التصوير بالرنين المغناطيسي في القوارض تقليديا تحت التخدير. تؤثر عوامل التخدير ، اعتمادا على الدوائية ، والديناميكا الدوائية ، والأهداف الجزيئية ، على تدفق دم الدماغ ، واستقلاب الدماغ ، وربما تؤثر على مسارات اقتران الأوعية الدموية العصبية.

كانت هناك جهود عديدة لتطوير بروتوكولات التخدير التي تحافظ على اقتران الأوعية الدموية العصبية ووظيفة شبكة الدماغ3،4،5،6،7،8. أبلغنا سابقا نظام مخدر التي طبقت جرعة منخفضة من ايزوفلوران جنبا إلى جنب مع جرعة منخفضة من α2 مستقبلات الأدرينالية ناهض ديكسميديتوميدين9. الفئران تحت هذه الطريقة من التخدير أظهرت استجابات جريئة قوية لتحفيز شعيرات في المناطق بما يتفق مع مسارات الإسقاط المعمول بها (نواة الثالامي البطيني والبطيني، قشرة سوماتوسينسوري الأولية والثانوية)؛ كما تم الكشف باستمرار عن شبكات الدماغ واسعة النطاق يستريح الدولة، بما في ذلك شبكة الوضع الافتراضي10و11 وشبكة بارزة12. وعلاوة على ذلك، يسمح هذا البروتوكول مخدر للتصوير المتكرر على نفس الحيوان، وهو أمر مهم لرصد تطور المرض وتأثير التلاعب التجريبي طوليا.

في هذه الدراسة، نقوم بتفصيل الإعداد التجريبي وإعداد الحيوانات وإجراءات المراقبة الفسيولوجية المعنية. على وجه الخصوص، نحن نصف مراحل التخدير المحددة والحصول على الاشعة خلال كل مرحلة. يتم تقييم جودة البيانات بعد كل مسح حالة الراحة. كما يتضمن النقاش موجزا موجزا لتحليل ما بعد الفحص. المختبرات المهتمة في الكشف عن إمكانات استخدام RS-fMRI في الفئران سوف تجد هذا البروتوكول مفيد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أجريت جميع التجارب على ماسح التصوير بالرنين المغناطيسي 9.4 T، ووافقت عليها اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها في كلية دارتموث. تم الحصول على موافقة إضافية لتسجيل وإظهار الحيوانات المستخدمة في الفيديو والأرقام أدناه.

1. الاستعدادات قبل المسح الضوئي

  1. خط التسريب تحت الجلد
    1. إزالة جزئيا إبرة 23 G من حزمة بحيث تبقى نقطة إبرة عقيمة.
    2. عقد بأمان محور الإبرة واستخدام شفرة حلاقة ليسجل رمح إبرة حيث يلتقي المحور.
    3. المشبك حامل إبرة حول رمح مباشرة تحت التهديف وكسر بلطف رمح من المحور.
    4. إدراج 1/3 من رمح إبرة (نهاية حادة) في خط PE50 معقمة سابقا مع طول خط ما يكفي لتمتد من مضخة المخدرات إلى الحيوان داخل تحمل المغناطيس.
  2. تمييع ديكسميدتوميدين وأتيباميزول
    1. إعداد محلول هيدروكلوريد ديكسميدتوميدين المخفف باستخدام 0.5 مل من 0.5 ملغم / مل من المخزون مختلطة مع 9.5 مل من المالحة العقيمة في زجاجة واضحة ومعقمة (تركيز مخفف = 0.025 ملغ / مل).
    2. إعداد محلول من الاتيباميزول المخفف باستخدام 0.1 مل من 5 ملغ / مل من المخزون مختلطة مع 9.9 مل من المالحة المعقمة في زجاجة زجاجية واضحة ومعقمة (تركيز مخفف = 0.05 ملغم / مل).
  3. معلمات المسح الضوئي
    1. استخدم المعلمات المعروضة في الجدول 1 لإعداد تسلسلات المسح الضوئي.

2. المرحلة 1 التخدير: تحريض الحيوان وإعداد

  1. اعداد
    1. تأكد من تشغيل جميع المعدات والعمل بشكل صحيح بما في ذلك خلاط الأكسجين والهواء، ولوحة التدفئة، ونظام المسح النشط (انظر الشكل 1).
    2. تعيين درجة حرارة نظام التدفئة نقطة إلى 37.5 درجة مئوية.
  2. تحريض الحيوان
    1. ضع الحيوان (90 يوما من العمر ، ذكر سبراغ داولي الفئران) في غرفة التعريفي والحث على التخدير مع 2.5 ٪ isoflurane في الهواء 30 ٪ المخصب بالأوكسجين.
      ملاحظة: يمكن استخدام مجموعة واسعة من الأعمار الحيوانية وكلا الجنسين.
    2. بمجرد تخدير الحيوان ، قم بإزالتها من الغرفة ، ووزن الحيوان ، ووضعه في مخروط الأنف (بنسبة 2.5٪ isoflurane) على لوحة التدفئة في مساحة التحضير.
  3. إعداد الحيوان
    1. تطبيق مرهم تشحيم العيون على كل عين لمنع التجفيف.
    2. تأكيد عمق التخدير بسبب عدم وجود استجابة قرصة إصبع القدم.
    3. استخدام المقصات لحلاقة 2 "من قبل 2" منطقة مربعة على المنطقة القطنية السفلى من ظهر الحيوان (أي مباشرة فوق الذيل).
    4. إعطاء 0.015 ملغم/كغ من محلول ديكسميدتوميدين مع حقن داخل الصفاق (أي p.) (على سبيل المثال، فإن الفئران 300 غرام تلقي 0.18 مل) في الربع الأيمن السفلي من البطن باستخدام إبرة 25 G.
    5. تبديل تدفق isoflurane من الفضاء إعداد إلى مهد الحيوان.
    6. نقل الحيوان إلى مهد الحيوان. ضع أسنان الجرذ الأمامية بشكل آمن فوق وإلى شريط اللدغة. دفع مخروط الأنف على الأنف لضمان تناسب ضيق.
      ملاحظة: إذا كان مخروط الأنف لا يغطي الفك السفلي، استخدم فيلم البارافين لعقد بلطف الفك مغلقة في حين ختم أيضا حول مخروط الأنف.
    7. ضع لوحة التنفس تحت بطن الجرذ تحت القفص الصدري وأعيد وضعه حتى يظهر شكل موجة التنفس حوضا عميقا يتمركز على كل نفس (انظر شكل موجة التنفس في الشكل 2).
    8. مراقبة تنفس الحيوان باستخدام برنامج مراقبة علم وظائف الأعضاء. الانتقال إلى المرحلة التالية من التخدير عندما يكون التنفس أقل من 40 نفسا / دقيقة (bpm؛ حوالي 5 دقائق بعد حقن ديكسميدتوميدين).

3. المرحلة 2 التخدير: إعداد الحيوان

  1. أدخل قضبان الأذن في قناة الأذن لتثبيت رأس الجرذ في مهد الحيوان. مرة واحدة في وضع، سحب إلى الأمام على شريط لدغة وتأكيد الرأس لا يتحرك. إعادة ضبط مخروط الأنف وفيلم البارافين حسب الحاجة (انظر الشكل 3a).
  2. أدخل مسبار درجة الحرارة في غطاء مسبار مشحم مسبقا يمكن التخلص منه. أدخل بلطف مسبار درجة الحرارة حوالي 1/2 بوصة في المستقيم، وألصقه على قاعدة الذيل بشريط طبي.
  3. ضع مقطع مقياس أكسدة النبض على منطقة مشط القدم الخلفية ، مما يضمن أن مصدر الضوء في أسفل القدم (النخيل).
    ملاحظة: دوران القصاصة يمكن أن يؤثر على الإشارة; وبالتالي، فإن إنشاء حامل للحفاظ على مخلب ومقطع تستقيم يؤدي إلى مزيد من الاستقرار. لاحظ أيضا أنه حتى يكون الجرذ في درجة حرارة الجسم العادية ، قد يكون تشبع الأكسجين منخفضا (<95٪).
  4. استخدم وزن الجرذ لحساب معدل التسريب لإخراج 0.015 ملغم/كغ/ساعة من ديكسميدتوميدين (يتلقى الجرذ 300 غرام 0.18 مل/ساعة).
  5. تعيين مضخة الدواء لإخراج معدل التسريب المحسوبة.
  6. ملء حقنة 3 مل مع المعقمة، محلول ديكسميدتوميدين المخفف وإدراج غيض من الإبرة في الطرف المفتوح من خط التسريب المعقم (تمتد من مضخة المخدرات إلى مهد الحيوان مع إبرة تحت الجلد المرفقة سابقا). ملء الخط وتأمين الحقنة في حامل حقنة من مضخة المخدرات.
  7. حرك كتلة الدفع إلى الأمام حتى تلمس المكبس ، ويتم طرد الدواء عند الإبرة ، مما يضمن ملء خط التسريب تماما.
  8. باستخدام مسح الكحول، وتنظيف منطقة حلق لإزالة أي شعر ضال.
  9. قرصة الجلد ما يقرب من اثنين من عرض الإصبع فوق قاعدة الذيل. أدخل 1/3 من إبرة خط التسريب في الجلد الخيام.
  10. تأمين الإبرة إلى الجلد مع قطعة 3 "من الشريط الطبي واسعة. ضع قطعة ثانية من الشريط الطبي الواسع فوق الأول ، عبر الجرذ ، وتعلق على جانبي مهد الحيوان (انظر الشكل 4).
    ملاحظة: من المهم للغاية أن يتم تأمين إبرة المغناطيسي الحديدي بشكل جيد لمنع الحركة أثناء الفحص.
  11. بدء ضخ ديكسميدتوميدين تحت الجلد.
  12. ضع قطعة من الشاش على جسر أنف الجرذ لإنشاء سطح مستو لللفائف. استخدام الشريط الورقي، الذي لا تتداخل مع إشارة التصوير بالرنين المغناطيسي، لتأمين لفائف إلى رأس الجرذ، تتمحور على الدماغ (انظر الشكل 3b،ج).
  13. تأمين جميع خطوط وكابلات داخل مهد الحيوان مع شريط المختبر والتحقق مما إذا كانت جميع إشارات علم وظائف الأعضاء مستقرة (انظر الشكل 2).
  14. ضع مناشف ورقية فوق الحيوان ، وتأمينها إلى مهد الحيوان مع شريط المختبر. إذا كنت تستخدم نظام تسخين الهواء، قم بلف ورقة بلاستيكية حول المهد بأكمله لاحتواء الهواء الدافئ.
  15. نقل الحيوان إلى تحمل وضبط المغناطيس.

4. المرحلة 3 التخدير: التشريحية مسح اكتساب

  1. خفض isoflurane إلى 1.5٪، مما أدى إلى زيادة مطردة في التنفس إلى ما يقرب من 45-50 bpm. البقاء في هذا المستوى لمدة المسح التشريحي.
  2. استخدام فلاش المسح الموضعي لضمان محاذاة الدماغ مع isocenter المغناطيس (الشكل 5a). إعادة وضع الحيوان وكرر إذا لزم الأمر.
  3. تشغيل فحص الموضعية النادرة أعلى دقة واستخدام هذا الإخراج المسح الضوئي لمحاذاة 15 شرائح القوس تركزت عبر الدماغ (من اليسار إلى اليمين، الشكل 5b).
  4. باستخدام الشريحة القوسية الوسطى، قم بمحاذاة الشريحة المحورية الوسطى إلى تناقص الخانة الأمامية، والتي تظهر كبقعة داكنة(الشكل 5c). لاحظ إزاحة الشريحة لاستخدامها لاحقا في عمليات المسح الضوئي حالة الراحة.
  5. الحصول على 23 شرائح باستخدام كل من FLASH والبروتوكولات المحورية النادرة للمساعدة في التسجيل إلى مساحة مشتركة أثناء تحليل ما بعد المسح الضوئي.
  6. شيم عبر الدماغ كله باستخدام تسلسل الصحافة.

5. المرحلة 4: الراحة الدولة مسح الاستحواذ

  1. بعد الانتهاء من المسح التشريحي، والحد من isoflurane إلى 0.5٪ إلى 0.75٪، وتعديل بحيث التنفس الحيوان هو 60-65 نفسا في الدقيقة الواحدة. البقاء على هذا المستوى لمدة 10 دقائق على الأقل قبل البدء في المسح الضوئي للراحة لضمان الاستقرار.
  2. عندما علم وظائف الأعضاء مستقرة (نطاق التنفس هو 60-75 bpm مع عدم وجود اللهاث أو المخالفات، ودرجة حرارة الجسم الأساسية هي 37.5 ± 1.0 درجة مئوية، وتشبع الأكسجين هو 95٪ أو أكثر)، والحصول على 15 شريحة مسح EPI باستخدام نفس شريحة تعويض السلسلة المحورية التشريحية.
  3. بعد اكتمال كل فحص حالة الراحة، تحقق من الجودة باستخدام تحليل مكون مستقل (ICA) لتحليل البيانات إلى مكونات مكانية وزمنية.
  4. الحصول على ما لا يقل عن ثلاثة عالية الجودة يستريح الدولة بمسح.

6. بعد المسح الانتعاش

  1. عند اكتمال المسح الضوئي، قم بزيادة الأيزوفلوران إلى 2٪ وتوقف ضخ ديكسميدتوميدين تحت الجلد.
  2. إزالة مهد الحيوان من تحمل المغناطيس، فك الحيوان، وإزالة قضبان الأذن، مسبار درجة الحرارة، مقطع oximeter نبض، وإبرة ديكسميدتوميدين.
  3. حقن 0.015 ملغم/كغ من محلول الاتيباميزول المخفف في عضلة الساق الخلفية للجرذ باستخدام حقنة 1 مل مع إبرة 25 غرام (أي أن الجرذ 300 غرام سيتلقى 0.09 مل).
  4. ضع الجرذ مرة أخرى في القفص المنزلي على رأس وسادة التدفئة ورصد حتى الحيوان هو الإسعافية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بعد كل فحص حالة الراحة، يتم تقييم الاستقرار باستخدام تحليل مكون مستقل (ICA؛ مثال البرنامج النصي المضمن في الملفات التكميلية). يوضح الشكل 6 أمثلة على مخرجات المكونات من عمليات المسح الضوئي لحالة الراحة. يظهر الشكل 6a مكون إشارة من المسح الضوئي مع استقرار عالية. لاحظ أن العنصر له مكانيا إقليمية عالية. في غضون الدورة الزمنية تحت المكون المكاني ، تكون الإشارة مستقرة وغير متوقعة ، مما يدل على نشاط الدماغ الحقيقي. يظهر طيف الطاقة في الأسفل ترددات منخف...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

استقرار الحيوان ، جسديا وفسيولوجيا ، هو المفتاح للحصول على بيانات عالية الجودة يستريح الدولة. هذا البروتوكول يحقق الاستقرار من خلال التحرك من خلال أربع مراحل متميزة من التخدير. من الضروري أن الحيوان قد اجتمع عتبات الفسيولوجية مجموعة قبل الانتقال إلى المرحلة التالية من التخدير; وبما أن هذه الطريقة تعتمد على آليات التنظيم الذاتي الفسيولوجية ، فقد تتطلب الحيوانات الفردية كميات مختلفة قليلا من الوقت في كل مرحلة تخدير. ومن تجربتنا أن أخذ المزيد من الوقت في كل مرحلة هو أكثر كفاءة من التسرع من خلال المراحل السابقة دون إعطاء فسي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل بتمويل من المعهد الوطني للصحة (NIH) حول تعاطي المخدرات (NIDA) [DJW، تم دعم EDKS و EMB من قبل غرانت R21DA044501 الممنوح لآلان غرين وDJW بدعم من غرانت T32DA037202 إلى ألان ج. بودني] والمعهد الوطني لتعاطي الكحول وإدمان الكحول (NIAAA) [منح F31AA028413 إلى إميلي د. ك. سوليفان]. تم تقديم دعم إضافي من خلال صندوق آلان غرين الموهوب كأستاذ رايموند سوبيل للطب النفسي في دارتموث.

ويدعم هانبينغ لو من قبل المعهد الوطني لتعاطي المخدرات برنامج البحوث داخل الأم، المعاهد القومية للصحة.

ويود المؤلفان أن يعترفا بالراحل آلان غرين وأن يشكراه. وقد ساعد تفانيه الثابت في مجال الاضطرابات التي تحدث بشكل مشترك على إقامة التعاون بين المؤلفين. ونشكره على إرشاده وتوجيهه، اللذين سيفتقدان كثيرا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
تمت ترقية التصوير بالرنين المغناطيسي 9.4TVarian / BrukerVarian مع وحدة تحكم Bruker التي تعمل ببرنامج Paravision 6.0.1
خلاط الهواء والأكسجينSechristModel 3500CP-G
تحليل الصور العصبية الوظيفية (AFNI)NIMH / NIHالإصدار AFNI_18.3.03متاح مجانا عند: https://afni.nimh.nih.gov/
Animal CradleRAPID BiomedicalLHRXGS-00563حامل الفئران مع قضيب لدغة ومخروط الأنف وقضبان الأذن
مراقبة فسيولوجيا & نظام البواباتSAIIModel 1025نظام متوافق مع MR بما في ذلك تشبع الأكسجين ودرجة الحرارة والتنفس وقياس التأكسج النبضي الإضافي للألياف البصرية
مضاد سيدان (هيدروكلوريد أتيباميزول)باترسون بيطري07-867-7097Zoetis ، العنصر الصانع #10000449
مقص سيراميك آمن للتصوير بالرنين المغناطيسيMRIequip.comMT-6003
كليبرزباترسون بيطري07-882-1032طقم مجموعة كومبو ماكينة تشذيب الانتهازي من Wahl ، البند الصانع #09990-1201
Dexmedesed (dexmedetomidine hydrochloride)Patterson Veterinary07-893-1801Dechra Veterinary Products, Manufacturer Item #17033-005-10
حرارة المستقيم الرقمي يغطيMedlineMDS9608
FMRIB مكتبة برامجFMRIBMELODIC الإصدار 3.15متاح مجانا على: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki
Heating PadCara Inc.موديل 50
ملقط مرقئ ، مستقيمكينت ScientificINS750451-2
IsofluranePatterson Veterinary07-893-1389Patterson Private Label ، البند الصانع # 14043-0704-06
Isoflurane VaporizerVetEquip Inc.شريط مختبر 911103
، إبرVWR International89097-990
مقاس 3/4 بوصة ، 23BD305145محور بلاستيكي تمت إزالته
فيلم مختبر بارافيلمباترسون البيطري07-893-0260شركة Medline Industries Inc. ، العنصر الصانع #HSFHS234526A
لفائف السطح المستويBrukerT126092 سم
بولي إيثيلين أنابيببرينتري العلميةPE50 50FT0.023 "(القطر الداخلي) ، 0.038" (القطر الخارجي)
مرهم Puralube Ophthalmicباترسون البيطري07-888-2572Dechra المنتجات البيطرية ، العنصر الصانع # 211-38
Sprague Dawley Rats CharlesRiver400 SAS SD
معقم 0.9٪ محلول ملحيباترسون البيطري07-892-4348Aspen Vet ، العنصر الصانع # 14208186
وسادات تحضير الكحول المعقمة MedlineMDS090735
الشريط الجراحي ، 1 "(3M Durapore)MedlineMMM15381Z3M Healthcare ، "شريط طبي عريض"
ورق أبيض جراحي ، 1/2 بوصة (3M Micropore)محاقن MedlineMMM153003M للرعاية الصحية
، 1 مل مع إبرة قياس 25BD309626
المحاقن ، 3 ملدينار بحريني309657
نظام الحث والكسح ذات التهويةVetEquip Inc.942102غرفة تحريض سعة 2 لتر مع مكعب كشف
نشط 411724مقياس جريان
931600، "فراغ"
921616مخروط أنف ، غير قابل لإعادة التنفس
مقياس مقياس شريط أوميغا

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Smitha, K. A., et al. Resting state fMRI: A review on methods in resting state connectivity analysis and resting state networks. The Neuroradiology Journal. 30 (4), 305-317 (2017).
  2. Gorges, M., et al. Functional connectivity mapping in the animal model: Principles and applications of resting-state fMRI. Frontiers in Neurology. 8, (2017).
  3. Paasonen, J., Stenroos, P., Salo, R. A., Kiviniemi, V., Gröhn, O. Functional connectivity under six anesthesia protocols and the awake condition in rat brain. NeuroImage. 172, 9-20 (2018).
  4. Pawela, C. P., et al. A protocol for use of medetomidine anesthesia in rats for extended studies using task-induced BOLD contrast and resting-state functional connectivity. NeuroImage. 46 (4), 1137-1147 (2009).
  5. Jonckers, E., et al. Different anesthesia regimes modulate the functional connectivity outcome in mice. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (4), 1103-1112 (2014).
  6. Williams, K. A., et al. Comparison of alpha-chloralose, medetomidine and isoflurane anesthesia for functional connectivity mapping in the rat. Magnetic Resonance Imaging. 28 (7), 995-1003 (2010).
  7. Zhurakovskaya, E., et al. Global functional connectivity differences between sleep-like states in urethane anesthetized rats measured by fMRI. PloS One. 11 (5), 0155343(2016).
  8. Fukuda, M., Vazquez, A. L., Zong, X., Kim, S. -G. Effects of the α2-adrenergic receptor agonist dexmedetomidine on neural, vascular and BOLD fMRI responses in the somatosensory cortex. The European Journal of Neuroscience. 37 (1), 80-95 (2013).
  9. Brynildsen, J. K., et al. Physiological characterization of a robust survival rodent fMRI method. Magnetic Resonance Imaging. 35, 54-60 (2017).
  10. Lu, H., et al. Rat brains also have a default mode network. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (10), 3979-3984 (2012).
  11. Lu, H., et al. Low- but not high-frequency LFP correlates with spontaneous BOLD fluctuations in rat whisker barrel cortex. Cerebral Cortex. 26 (2), 683-694 (2016).
  12. Tsai, P. -J., et al. Converging structural and functional evidence for a rat salience network. Biological Psychiatry. 88 (11), 867-878 (2020).
  13. Murphy, K., Bodurka, J., Bandettini, P. A. How long to scan? The relationship between fMRI temporal signal to noise ratio and necessary scan duration. NeuroImage. 34 (2), 565-574 (2007).
  14. Birn, R. M., et al. The effect of scan length on the reliability of resting-state fMRI connectivity estimates. NeuroImage. 83, 550-558 (2013).
  15. Lu, H., et al. Synchronized delta oscillations correlate with the resting-state functional MRI signal. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (46), 18265-18269 (2007).
  16. Lu, H., et al. Registering and analyzing rat fMRI data in the stereotaxic framework by exploiting intrinsic anatomical features. Magnetic Resonance Imaging. 28 (1), 146-152 (2010).
  17. Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
  18. Ash, J. A., et al. Functional connectivity with the retrosplenial cortex predicts cognitive aging in rats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (43), 12286-12291 (2016).
  19. Hsu, L. -M., et al. Intrinsic insular-frontal networks predict future nicotine dependence severity. The Journal of Neuroscience. 39 (25), 5028-5037 (2019).
  20. Li, Q., et al. Resting-state functional MRI reveals altered brain connectivity and its correlation with motor dysfunction in a mouse model of Huntington's disease. Scientific Reports. 7, (2017).
  21. Lu, H., et al. Abstinence from cocaine and sucrose self-administration reveals altered mesocorticolimbic circuit connectivity by resting state MRI. Brain Connectivity. 4 (7), 499-510 (2014).
  22. Seewoo, B. J., Joos, A. C., Feindel, K. W. An analytical workflow for seed-based correlation and independent component analysis in interventional resting-state fMRI studies. Neuroscience Research. 165, 26-37 (2021).
  23. Broadwater, M. A., et al. Adolescent alcohol exposure decreases frontostriatal resting-state functional connectivity in adulthood. Addiction Biology. 23 (2), 810-823 (2018).
  24. Jaime, S., Cavazos, J. E., Yang, Y., Lu, H. Longitudinal observations using simultaneous fMRI, multiple channel electrophysiology recording, and chemical microiontophoresis in the rat brain. Journal of Neuroscience Methods. 306, 68-76 (2018).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة