يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

ثلاثي الأبعاد الكولاجين مصفوفة زرع سقالة كاستراتيجية تجديد الكبد

3K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/62697

⸱

يونيو 29, 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Liver, Pancreas and Motility Laboratory; Unit of Experimental Medicine; School of Medicine, Universidad Nacional Autónoma de Mexico (UNAM), 2Department of Surgery, School of Medicine, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), 3Department of Cells and Tissue Biology, School of Medicine, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), 4Department of Pathology, Hospital General de Mexico, 5Materials Research Institute, Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM)

في هذه المقالة

ملخص

أمراض الكبد هي الناجمة عن العديد من الأسباب التي تعزز التليف أو تليف الكبد. زرع هو الخيار الوحيد لاستعادة الصحة. ومع ذلك، ونظرا لندرة الأعضاء القابلة للزراعة، يجب استكشاف البدائل. تقترح أبحاثنا زرع سقالات الكولاجين في أنسجة الكبد من نموذج حيواني.

الملخص

أمراض الكبد هي السبب الرئيسي للوفاة في جميع أنحاء العالم. الإفراط في استهلاك الكحول، واتباع نظام غذائي عالي الدهون، والتهاب الكبد الوبائي C فيروس تعزيز التليف، تليف الكبد، و / أو سرطان الكبد. زرع الكبد هو الإجراء الموصى به سريريا لتحسين وإطالة العمر الافتراضي للمرضى في مراحل المرض المتقدمة. ومع ذلك، فإن 10٪ فقط من عمليات الزرع ناجحة، مع توافر الأعضاء، والإجراءات السابقة للجراحة وما بعد الجراحة، وارتفاع التكاليف يرتبط مباشرة مع تلك النتيجة. ظهرت سقالات المصفوفة خارج الخلية (ECM) كبديل لاستعادة الأنسجة. التوافق البيولوجي وقبول الكسب غير المشروع هي الخصائص المفيدة الرئيسية لتلك المواد الحيوية. على الرغم من أن القدرة على استعادة حجم ووظيفة الصحيح للكبد قد تم تقييمها في نماذج استئصال الكبد الكبد, لم يتم تقييم استخدام السقالات أو نوع من الدعم لتحل محل حجم كتلة الكبد extirpated.

تم إجراء استئصال الكبد الجزئي في كبد الفئران مع زراعة سقالة مصفوفة الكولاجين (CMS) من كوندل البقري. تمت إزالة أنسجة فص الكبد الأيسر (حوالي 40٪)، وزرعت نسبة متساوية من CMS جراحيا. تم تقييم اختبارات وظائف الكبد قبل وبعد العملية الجراحية. بعد أيام 3 و 14 و 21 ، تم قتل الحيوانات ، وأجريت تقييمات العيان والهسولوجيا. في اليومين 3 و 14 ، لوحظت الأنسجة الدهنية المحيطة ب CMS ، مع عدم وجود دليل سريري على الرفض أو العدوى ، وكذلك الشكل الجديد للأوعية وإعادة امتصاص CMS في اليوم 21. كان هناك دليل الهلوسة من عملية التهاب ضئيلة والهجرة من الخلايا المجاورة لCMS، لوحظ مع hematoxylin وeosin (H &؛ E) وتلطيخ ماسون ثلاثي الألوان. وقد ثبت أن CMS أداء جيدا في أنسجة الكبد ويمكن أن يكون بديلا مفيدا لدراسة تجديد الأنسجة وإصلاحها في أمراض الكبد المزمنة.

المقدمة

الكبد هو واحد من أهم الأجهزة المشاركة في الحفاظ على التوازن وإنتاج البروتين1. لسوء الحظ، أمراض الكبد هي السبب الرئيسي للوفاة في جميع أنحاء العالم. في مراحل متقدمة من تلف الكبد، والتي تشمل تليف الكبد وسرطان الكبد الخلوي، زرع الكبد هو الإجراء الموصى به سريريا. ومع ذلك ، نظرا لندرة المتبرعين وانخفاض معدل عمليات الزرع الناجحة ، تم تطوير تقنيات جديدة في هندسة الأنسجة (TE) والطب التجديدي (RM)2،3.

TE ينطوي على استخدام الخلايا الجذعية، السقالات، وعوامل النمو4 لتعزيز استعادة الأعضاء الملتهبة، الليفية، والأنسجة1،5،6. المواد الحيوية المستخدمة في السقالات تحاكي ECM الأصلي ، وتوفير الإشارات الفيزيائية والكيميائية والبيولوجية لإعادة عرض الخلوية الموجهة7. الكولاجين هو واحد من البروتينات الأكثر وفرة التي تم الحصول عليها من الأدمة والأوتار والأمعاء، وتوالف8،9. وعلاوة على ذلك، يمكن الحصول على الكولاجين باعتباره البوليمر الحيوي لإنتاج السقالات ثنائي وثلاثي الأبعاد من خلال الطباعة الحيوية أو electrospinning10،11. هذه المجموعة هي أول من أبلغ عن استخدام الكولاجين من مصدر العظام لتجديد أنسجة الكبد. وتفيد دراسة أخرى عن استخدام السقالات المركبة من الكولاجين البقري، والتي تم الحصول عليها من الجلد، مع المسام متجانسة وقريبة، دون أي اتصال بينهما12.

Decellularization يحافظ على ECM الأصلي، مما يسمح لدمج لاحق من الخلايا مع الخلايا الجذعيةالمحتملة 13،14. ومع ذلك ، لا يزال هذا الإجراء في المرحلة التجريبية في الكبد والقلب والكلى والأمعاء الدقيقة والمثانة البولية من الفئران والجرذان والأرانب والخنازير والأغنام والماشية والخيول3و14. حاليا، لا يتم استبدال حجم كتلة الكبد استئصالها في أي من نماذج استئصال الكبد الحيواني. ومع ذلك، فإن استخدام دعم إضافي أو شبكة (المواد الحيوية) التي تمكن من انتشار الخلايا وتولد الأوعية يمكن أن تكون ضرورية لاستعادة سريعة من وظائف الكبد parenchymal. وهكذا، يمكن استخدام السقالات كنهج بديلة لتجديد أو إصلاح الأنسجة في أمراض الكبد المزمنة، وبالتالي، القضاء على القيود الناجمة عن التبرع والمضاعفات السريرية لزرع الكبد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد وافقت لجنة الأخلاقيات التابعة لكلية الطب (DI/115/2015) على هذا البحث في الجامعة الوطنية للطب ولجنة الأخلاقيات التابعة للمستشفى العام في المكسيك (CI/314/15). وتفي المؤسسة بجميع المواصفات التقنية لإنتاج الحيوانات المختبرية ورعايتها واستخدامها، وهي معتمدة قانونا بموجب القانون الوطني (NOM-062-ZOO-1999). تم الحصول على فئران الويستار الذكور التي يتراوح وزنها بين 150 و 250 جراما (6-8 أسابيع) من مرفق الحيوانات المختبري التابع لكلية الطب، UNAM، لهذه الدراسة.

1. الحصول على سقالات مصفوفة الكولاجين من عظم الفخذ البقري

  1. الحصول على condyle من عظم الفخذ البقري من مسلخ معتمد من قبل السلطات الصحية والزراعية في المكسيك.
    1. تشريح بعناية الدهون condyle, العضلات, والغضاريف مع أداة جراحية. قطع شظايا condyle إلى شظايا 3 سم × 3 سم باستخدام قاطع المنشار وتنظيف الدهون والدم بمنشفة. غسل شظايا كونديل بالماء.
    2. يغلي (92 درجة مئوية) شظايا مع 1 لتر من المنظفات أنيوني (10 غرام / لتر) لمدة 30 دقيقة. غسل شظايا كونديل مرتين لإزالة أي بقايا من المنظفات الأنيونية.
    3. جفف شظايا الكوندل لمدة 3 ساعات باستخدام ورق الفلتر (0.5 مم).
  2. إعداد مثلث (1 سم × 1 سم × 1 سم) CMS من سمك 0.5 سم من شظايا المذكورة في الخطوة 1.1(الشكل 1A).
    1. إزالة الألغام شظايا في 100 مل من 0.5 M HCl لمدة 10 دقيقة مع التحريض المستمر. إزالة HCl.
      ملاحظة: تحييد HCl مع هيدروكسيد الصوديوم (10 م).
    2. شطف شظايا ثلاث مرات مع 100 مل من الماء المقطر، 15 دقيقة في كل مرة، مع التحريض المستمر. قم بتجفيف نظام إدارة المحتوى بورق فلتر (0.5 مم) لمدة ساعة واحدة.
    3. استخدام مجهر ستيريو15 لتحليل الخصائص الهيكلية للCMS (حجم المسام، وتشكيل المسام، والترابط المسامية)(الشكل 1B).
    4. استخدام المجهر الإلكتروني المسحالضوئي 16 لتحليل السطح الخشن من trabeculae CMS (الشكل 1C).
    5. استخدام أداة تشريح لمزج وتمتد لتقييم التغيرات الميكانيكية (اللدونة والمرونة) من CMS(الشكل 1D).
    6. حزمة CMS في الحقيبة التعقيم وتعقيمها مع بلازما بيروكسيد الهيدروجين لمدة 38 دقيقة. تخزين CMS العقيمة في حزمة الأصلي في منطقة جافة في 20-25 درجة مئوية حتى الاستخدام.

2. إعداد المنطقة الجراحية والتعامل مع وإعداد النموذج الحيواني

  1. تعقيم المنطقة الجراحية، قابلة للتطبيق، المجهر microsurgery، ومقعد مع محلول الكلورهيكسيدين 2٪. تعقيم جميع الأدوات الجراحية والإسفنج الجراحي ومسحات والستائر الجراحية القابلة للتصرف من خلال التعقيم الحراري (121 درجة مئوية / 30 دقيقة / 100 كيلو باسكال)
  2. تعيين الفئران (ن = 5) في ثلاث مجموعات من خمسة فئران لكل مجموعة: 1. صورية، 2. استئصال الهيباتيك، و 3. استئصال الهيباتيك بالإضافة إلى CMS، واتبع جميع المجموعات في الأيام 3 و 14 و 21 يوما.
    1. إعطاء الكيتامين (35 ملغم/كغ) والزيلازين (2.5 ملغم/كغ) عضليا في الطرف الخلفي.
      ملاحظة: تستمر فترة المهدئات عادة لمدة 30-40 دقيقة.
    2. حلق جلد البطن (5 سم × 2 سم) باستخدام الصابون الجراحي وشفرة ذات حدين ، وتطهير الجلد باستخدام محلول povidone-iodine الموضعي بنسبة 10٪ في ثلاث جولات17.
    3. وضع الحيوان على لوحة دافئة في موقف الظهر decubitus، مع فرط الرقبة للحفاظ على مجرى الهواء نفاذية(الشكل 2).
    4. تقييم عمق التخدير من خلال نمط الجهاز التنفسي وفقدان منعكس الانسحاب في الأطراف.
    5. ضع ستارة جراحية قابلة للتصرف حول الجلد الحليق واصنع شقا (2.5 سم) على خط البو مع مشرط ، باستخدام عملية xiphoid كنقطة مرجعية. تجنب الأوعية الدموية جدار البطن لمنع النزيف.
    6. وضع متراجع البطن في مكانه ومراقبة تجويف البطن. باستخدام ملقط تشريح، استخراج فص الكبد الأيسر ووضعه على لوحة معدنية(الشكل 3A).
      ملاحظة: في المجموعة الصورية، فقط استخراج فص الكبد الأيسر ومن ثم إعادة الكبد إلى تجويف البطن. خياطة جدار البطن والجلد مع خياطة النايلون 3-0.
    7. في المجموعات التجريبية مع وبدون CMS، استخدم شفرة مشرط وشفرة مشرط معقمة (#15) لإجراء استئصال الهيباتيك (حوالي 40٪) مع اثنين من التخفيضات. استخدم قالب معدني مثلث (1 سم × 1 سم × 1 سم) لإجراء عملية استئصال الهيباتيك(الشكل 3B).
    8. لمنع نزيف الكبد، حافظ على الضغط الجراحي مع مسحة على حافة الكبد لمدة 5 دقائق.
    9. هيدرات CMS في محلول ملحي معقم لمدة 20 دقيقة قبل العملية الجراحية. زرع CMS في موقع استئصال الكبد مع أربع غرز الغرز بين أنسجة الكبد وCMS لمنع تشريد المواد الحيوية. استخدام 7-0 غير قابل للامتصاص خيوط البولي بروبلين (الشكل 3C).
      ملاحظة: لا تقم بإزالة الغرز في عملية جراحية ثانية; يمكن استخدام الغرز كمرجع لتحديد موقع زرع CMS.
    10. أعد الكبد إلى تجويف البطن وخياطة جدار البطن والجلد مع خياطة نايلون 3-0. تنظيف الشق الجراحي مع اسفنجة جراحية غارقة في اليود في جولتين. مراقبة ورصد العلامات الحيوية للحيوانات.

3. الرعاية بعد الجراحة

  1. إدارة meglumine flunixin (2.5 ملغ / كغ) عضلي في الطرف الخلفي. إدارة المسكنات كما وافقت عليها اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها.
  2. للتعافي من التخدير، ضع الحيوانات في صناديق البولي الفردية مع الفراش الحيواني المختبري في منطقة خالية من الضوضاء مع التحكم في درجة الحرارة (23 درجة مئوية).
  3. مراقبة انتعاش الحيوانات ورصد استهلاكها من المياه والغذاء لمدة 2 ساعة. مراقبة الحيوانات وظيفة المنطوق كما وافقت عليها لجنة الرعاية والاستخدام الحيواني المؤسسية.

4. تقييم وظائف الكبد في المصل

  1. جمع عينات الدم (500 ميكرولتر) من الأوردة الجانبية الذيل للحيوانات تخدير قبل العملية الجراحية (القيم الأساسية) وفي أيام التقييم 3, 14, و 21.
  2. الطرد المركزي عينات الدم في 850 × غرام/ 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة (23 درجة مئوية)؛ فصل المصل وتخزينه في -80 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  3. إجراء لوحة من اختبارات وظائف الكبد: الألبومين المصل (ALB), الفوسفاتاز القلوية (ALP), ألانين أمينوتانسيراز (ALT), أسبارتات أمينوتانسيراز (AST), مجموع البيليروبين (السل), والبيليروبين المباشر (DB) (الجدول 1).

5. القتل الرحيم وإدارة الأنسجة

  1. تخدير الحيوانات لكل تقييم (أيام 3 و 14 و 21) باتباع البروتوكول المذكور أعلاه.
  2. القتل الرحيم عن طريق أساليب الموافقة من قبل لجنة الرعاية والاستخدام الحيواني المؤسسية.
  3. إجراء شق (5-6 سم) على خط البوس مع مشرط لمراقبة أعضاء تجويف البطن والتقاط صور لمنطقة استئصال الهيباتيك من الصور والمجموعات التجريبية، مع وبدون CMS.
  4. أخذ عينات الكبد (2 سم × 2 سم؛ 0.40-0.45 غرام) من جميع مجموعة الدراسة ووضعها في محلول الفورمالديهايد 4٪ لمدة 24 ساعة للتقييم النسيجي اللاحق.

6. التحليل النسيجي

  1. الحفاظ على أنسجة الكبد في 4٪ الفورمالديهايد وتجفيف الأنسجة باستخدام سلسلة من تركيزات الكحول (60٪، 70٪، 80٪، 90٪، 100٪). وضعها في xylene (1h) وجزءا لا يتجزأ منها في البارافين16.
  2. قطع كتل البارافين مع microtome إلى 4 أجزاء ميكرومتر سميكة لإعداد ثماني شرائح.
  3. أداء H &؛ E وماسون ثلاثي الألوانتلطيخ 16.
  4. مراقبة المقاطع الملطخة تحت المجهر الخفيفة لتحديد المناطق التمثيلية للكبد، مع وبدون CMS. الحصول على التصوير الضوئي في 4x و 10x و 40x التكبير ومعالجة الصور باستخدام البرامج المناسبة18 (انظر جدول المواد).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

إزالة الألغام العظام يؤثر على الخصائص الميكانيكية للCMS دون تغيير الشكل الأصلي أو الربط بينالمسام. يمكن أن يكون CMS أي شكل، وبالتالي، يمكن تعديلها لحجم وشكل الجهاز أو الأنسجة المختارة19. في هذا البروتوكول، استخدمنا CMS الثلاثي(الشكل 1A-D). تم استخدام نموذج الفئران لتقييم القدرة التجديدية للزينومبلانت CMS في الكبد. على الرغم من أن الكبد هو عضو قابل للتفتيت والناعمة، فإن الإجراء الجراحي الذي تم إجراؤه في هذا البروتوكول...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

زرع الأعضاء هو الدعامة الأساسية للعلاج في المرضى الذين يعانون من تليف الكبد أو تليف الكبد. يستفيد عدد قليل من المرضى من هذا الإجراء ، مما يجعل من الضروري توفير بدائل علاجية للمرضى على قائمة الانتظار. هندسة الأنسجة هي استراتيجية واعدة توظف السقالات والخلايا ذات الإمكانات التجديدية2و4و13. إزالة جزء من الكبد هو خطوة حاسمة في هذا الإجراء بسبب النزيف الغزير لهذا الجهاز الأوعية الدموية. لذلك ، يجب إجراء الهموستاسي في السرير الجراحي لم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة. بينجامين ليون- مانسيلا هو طالب دكتوراه من برنامج الدكتوراه في العلوم الحيوية، الجامعة الوطنية للميكاسيكو وحصل على زمالة DGAPA-UNAM.

شكر وتقدير

ويود المؤلفان أن يشكرا موظفي مرفق الحيوانات المختبري التابع لوحدة الطب التجريبي، والممرضة كارولينا بانيوس ج. على الدعم التقني والجراحي، وماركو غودينيو ز. على دعمهم في التصوير الدقيق، وإريك آبو على الدعم في علم أنسجة الكبد. دعم المجلس الوطني هذا البحث للعلوم والتكنولوجيا(كوناسيت)،رقم المنحة SALUD-2016-272579 وPAPIIT-UNAM TA200515.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
منظف أنيونيالكونوكسZ273228
خزعةلايكا3802453
DMXنيكونDXM1200F
طردإيبندورف5424
كلورهيكسيدين غلوكونات 4٪ديناربحريني 372412
غطاء نظارات 25 مم × 40 ممكورنينج2980-224
EosinSigma-Aldrich200-MCAS 17372-87-1
كحول إيثيلي نقي ،نقي سيجما ألدريتش459836CAS 64-17-5
Flunixine meglumideMSDQ-0273-035
شرائح زجاجية 75 مم × 25 ممكورنينج101081022
هيماتوكسيلينميركH9627CAS 571-28-2
حمض الهيدروكلوريك 37٪ميرك339253CAS 7647-01-0
الكيتامينبيزا agropecuariaQ-7833-028
مجهر ضوئينيكونميكروفوتوغرافي-FXA
الجراحة المجهرية مجهر مجهرزيسOPMI F170
ميكروتينر أصفر الرأسبيكتون ديكنسون365967
ميكروتوملايكاRM2125
نموذج: فئران ويستارUniversidad Nacional Aut & oacute ؛ noma de M & eacute; xico
نايلون 3-0 (ديرمالون)Covidien1750-41
بولي بروبيلين 7-0AtramatSE867 / 2-60
Povidone-iodine10٪ محلول جلديDiafra SA de CV1.37E + 86
مجهر إلكتروني ضوئيZeissDSM-950
هيدروكسيد الصوديوم ، كرياتJT Baker3722-01CAS 1310-73-2
برنامج ACT-1نيكونفير 2.70
مجهر مجسملايكاEZ4Stereo 8X-35X
Sterrad 100Sجونسون آند جونسون99970
جراحي بارابلاستلايكا39601006
سينرينج 1 مل بإبرة (27 جم × 13 مم)SensiMedicalLAN-078-077
( Histokinette)LeicaTP1020
Tissue-Tek TEC 5 (تضمين الأنسجة)Sakura Finetek USA5229
مجموعة البقع ثلاثية الألوانمحلل Sigma-AldrichHT15
Unicell DxC600Analyzer Beckman CoulterBC 200-10
XylazinePisa agropecuariaQ-7833-099
XyleneSigma-Aldrich534056CAS 1330-20-7
كاسيت كاميرا جهاز مركزي معالج المناديل

المراجع

  1. Li, N., Hua, J. Immune cells in liver regeneration. Oncotarget. 8 (2), 3628-3639 (2017).
  2. Langer, R., Vacanti, J. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  3. Lee, H., et al. Development of liver decellularized extracellular matrix bioink for three-dimensional cell printing-based liver tissue engineering. Biomacromolecules. 18 (4), 1229-1237 (2017).
  4. Shafiee, A., Atla, A. Tissue engineering: Toward a new era of medicine. Annual Review of Medicine. 68, 29-40 (2017).
  5. Hu, C., Zhao, L., Wu, Z., Li, L. Transplantation of mesenchymal stem cells and their derivatives effectively promotes liver regeneration to attenuate acetaminophen-induced liver injury. Stem Cell Research & Therapy. 11 (1), 88(2020).
  6. Sancho-Bru, P. Therapeutic possibilities of stem cells in the treatment of liver diseases. Gastroenterologia y Hepatologia. 34 (10), 701-710 (2011).
  7. Kobolak, J., Dinnyes, A., Memic, A., Khademhosseini, A., Mobasheri, A. Mesenchymal stem cells: Identification, phenotypic characterization, biological properties and potential for regenerative medicine through biomaterial micro-engineering of their niche. Methods. 99, 62-68 (2016).
  8. Freedman, B. R., Mooney, D. J. Biomaterials to mimic and heal connective tissues. Advanced Materials. 31 (19), 1806695(2019).
  9. Meyer, M. Processing of collagen based biomaterials and the resulting materials properties. Biomedical Engineering Online. 18 (1), 24(2019).
  10. El Baz, H., et al. Transplant of hepatocytes, undifferentiated mesenchymal stem cells, and in vitro hepatocyte-differentiated mesenchymal stem cells in a chronic lver failure experimental model: a comparative study. Experimental and Clinical Transplantation. 16 (1), 81-89 (2018).
  11. Nedjari, S., Awaja, F., Guarino, R., Gugutkov, D., Altankov, G. Establishing multiple osteogenic differentiation pathways of mesenchymal stem cells through different scaffold configurations. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 14 (10), 1428-1437 (2020).
  12. Chan, E. C., et al. Three dimensional collagen scaffold promotes intrinsic vascularisation for tissue engineering applications. PLoS One. 11 (2), 0149799(2016).
  13. Arenas-Herrera, J. E., Ko, I. K., Atala, A., Yoo, J. J. Decellularization for whole organ bioengineering. Biomedical Materials. 8 (1), 014106(2013).
  14. Parmaksiz, M., Dogan, A., Odabas, S., Elçin, A. E., Elçin, Y. M. Clinical applications of decellularized extracellular matrices for tissue engineering and regenerative medicine. Biomedical Materials. 11 (2), 022003(2016).
  15. Gacek, G. Stereo microscope, neglected tool. Postepy Biochemii. 63 (1), 68-73 (2017).
  16. Oldham, S., Rivera, C., Boland, M. L., Trevaskis, J. L. Incorporation of a survivable liver biopsy procedure in mice to assess non-alcoholic steatohepatitis (NASH) resolution. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (146), e59130(2019).
  17. The University of Texas at Austin Institutional Animal Care and Use Committee. Guidelines for the Use of Chemical Depilatory Agents on Laboratory Animals. , https://research.utexas.edu (2021).
  18. Sivridis, L., Kotini, A., Anninos, P. The process of learning in neural net models with Poisson and Gauss connectivities. Neural Networks. 21 (1), 28-35 (2008).
  19. León-Mancilla, B. H., Araiza-Téllez, M. A., Flores-Flores, J. O., Piña-Barba, M. C. Physico-chemical characterization of collagen scaffolds for tissue engineering. Journal of Applied Research and Technology. 14 (1), 77-85 (2016).
  20. León, A., et al. Hematological and biochemical parameters in Sprague Dawley laboratory rats breed in CENPALAB, Cenp:SPRD. Revista Electronica de Veterinaria. 12, 1-10 (2011).
  21. Tsuchiya, A., et al. Mesenchymal stem cell therapies for liver cirrhosis: MSCs as "conducting cells" for improvement of liver fibrosis and regeneration. Inflammation and Regeneration. 39, 18(2019).
  22. Badylak, S. F. The extracellular matrix as a biologic scaffold material. Biomaterials. 28, 3587-3593 (2007).
  23. Acevedo, G. C. Xenoimplante de colágena en uretra de perro. Universidad Nacional Autónoma de México. , Specialty of Urology thesis (2011).
  24. Montalvo-Jave, E. E., et al. Absorbable bioprosthesis for the treatment of bile duct injury in an experimental model. International Journal of Surgery. 20, 163-169 (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

ثلاثي الأبعاد الكولاجين مصفوفة زرع سقالة كاستراتيجية تجديد الكبد
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.