يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تهوية الضغط السلبي Normothermic خارج التروية الرئوية في الموقع : تقييم وظائف الرئة والتمثيل الغذائي

2.5K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/62982

⸱

فبراير 14, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

في هذه المقالة

ملخص

تصف هذه الورقة نموذجا للخنزير للتهوية ذات الضغط السلبي خارج التروية الرئوية في الموقع ، بما في ذلك الشراء والمرفق والإدارة على المنصة المصممة خصيصا. يتم التركيز على تقنيات التخدير والجراحة ، وكذلك استكشاف الأخطاء وإصلاحها.

الملخص

تظل زراعة الرئة (LTx) هي معيار الرعاية لمرض الرئة في المرحلة النهائية. يشكل النقص في أعضاء المتبرعين المناسبة والمخاوف بشأن جودة أعضاء المتبرعين التي تفاقمت بسبب مسافة النقل الجغرافية المفرطة ومعايير قبول أعضاء المتبرعين الصارمة قيودا على جهود LTx الحالية. التروية الرئوية خارج الموقع (ESLP) هي تقنية مبتكرة أظهرت نتائج واعدة في تخفيف هذه القيود. توفر التهوية الفسيولوجية وتروية الرئتين خارج الوسط الالتهابي للجسم المتبرع العديد من مزايا ESLP مقارنة بالحفظ التقليدي البارد الثابت (CSP). هناك أدلة على أن التهوية بالضغط السلبي (NPV) ESLP تتفوق على التهوية بالضغط الإيجابي (PPV) ESLP ، حيث يتسبب PPV في إصابة الرئة التي يسببها جهاز التنفس الصناعي بشكل أكبر ، وإنتاج السيتوكين المؤيد للالتهابات ، والوذمة الرئوية ، وتشكيل الفقاعات. ربما ترجع ميزة NPV إلى التوزيع المتجانس للضغط داخل الصدر عبر سطح الرئة بأكمله. تم إثبات السلامة السريرية وجدوى جهاز NPV-ESLP المخصص في تجربة سريرية حديثة شملت رئتي الإنسان المانحة لمعايير الموسع (ECD). هنا ، يتم وصف استخدام هذا الجهاز المخصص في نموذج خنزير الأحداث من NPV-ESLP العادي الحرارة على مدى 12 ساعة ، مع إيلاء اهتمام خاص لتقنيات الإدارة. يتم تحديد التحضير قبل الجراحة ، بما في ذلك تهيئة برنامج ESLP ، والتحضير ، وإلغاء بث دائرة ESLP ، وإضافة عوامل مضادة للتخثر ومضادة للميكروبات ومضادة للالتهابات. يتم وصف التقنيات أثناء العملية لإدخال الخط المركزي ، وخزعة الرئة ، والاستنزاف ، وجمع الدم ، واستئصال القلب ، واستئصال الرئة. علاوة على ذلك ، يتم التركيز بشكل خاص على اعتبارات التخدير ، مع تحريض التخدير والصيانة والتعديلات الديناميكية. يحدد البروتوكول أيضا تهيئة الجهاز المخصص وصيانته وإنهاء التروية والتهوية. يتم وصف تقنيات إدارة الأعضاء الديناميكية ، بما في ذلك التعديلات في التهوية والمعلمات الأيضية لتحسين وظيفة الجهاز ، بدقة. أخيرا ، يتميز التقييم الفسيولوجي والأيضي لوظائف الرئة ويصور في النتائج التمثيلية.

المقدمة

لا يزال زرع الرئة (LTx) هو معيار الرعاية لمرض الرئة في المرحلة النهائية1 ؛ ومع ذلك ، فإن LTx لديها قيود كبيرة بما في ذلك عدم كفاية استخدام أعضاء المتبرعين2 ومعدل وفيات قائمة الانتظار بنسبة 40٪ 3 ، وهو أعلى من أي زرع أعضاء صلبة أخرى 4,5. معدلات استخدام أعضاء المتبرعين منخفضة (20-30٪) بسبب مخاوف تتعلق بجودة الأعضاء. تؤدي مسافة النقل الجغرافية المفرطة التي تتفاقم بسبب المعايير الصارمة لقبول أعضاء المتبرعين إلى تفاقم هذه المخاوف المتعلقة بالجودة. تتبع LTx أيضا عمليات زرع الأعضاء الصلبة الأخرى من حيث الكسب غير المشروع على المدى الطويل ونتائج المرضى2. يمثل خلل الكسب غير المشروع الأولي (PGD) ، الذي يحدث غالبا بسبب إصابة التروية الإقفارية (IRI) ، السبب الرئيسي للوفيات والمراضة لمدة 30 يوما بعد LTx ويزيد من خطر حدوث خلل وظيفي مزمن في الكسب غير المشروع 6,7. تعد الجهود المبذولة لتقليل IRI وتمديد أوقات النقل الآمنة أمرا بالغ الأهمية لتحسين نتائج المرضى.

التروية الرئوية خارج الموقع (ESLP) هي تقنية مبتكرة أظهرت نتائج واعدة في تخفيف هذه القيود. يسهل ESLP الحفاظ على رئتي المتبرع وتقييمها وإعادة تجديدها قبل الزرع. وقد أظهرت نتائج مرضية على المدى القصير والطويل بعد زرع رئتي المتبرعين ذوي المعايير الموسعة (ECD) ، مما ساهم في زيادة عدد رئات المتبرعين المناسبة ل LTx ، مع زيادة معدلات استخدام الأعضاء بنسبة 20٪ في بعض المراكز8،9،10. بالمقارنة مع المعيار السريري الحالي ل LTx ، الحفاظ على الكهرباء الساكنة الباردة (CSP) ، يوفر ESLP العديد من المزايا: لا يقتصر وقت الحفاظ على الأعضاء على 6 ساعات ، وتقييم وظيفة العضو ممكن قبل الزرع ، وبسبب التروية المستمرة للأعضاء ، يمكن إجراء تعديلات على perfusate الذي يحسن وظيفة الجهاز11.

الغالبية العظمى من أجهزة ESLP الحالية المصممة للاستخدام البشري تستخدم تهوية الضغط الإيجابي (PPV) ؛ ومع ذلك ، فقد أشارت الأدبيات الحديثة إلى أن استراتيجية التهوية هذه أدنى من التهوية بالضغط السلبي (NPV) ESLP ، حيث يتسبب PPV في إصابة الرئة التي يسببها جهاز التنفس الصناعيبشكل أكبر 12،13،14،15. في كل من الرئتين البشرية والخنازير ، يظهر NPV-ESLP وظيفة أعضاء متفوقة عند مقارنته بنضح الرئة خارج الموقع بالضغط الإيجابي (PPV-ESLP) عبر مختلف المجالات الفسيولوجية ، بما في ذلك إنتاج السيتوكين المؤيد للالتهابات ، والوذمة الرئوية ، وتشكيل الفقاعات15. تم اقتراح التوزيع المتجانس للضغط داخل الصدر عبر سطح الرئة بالكامل في NPV-ESLP كعامل مهم وراء هذه الميزة15,16. بالإضافة إلى فوائده قبل السريرية ، تم إثبات السلامة السريرية وجدوى NPV-ESLP في تجربة سريرية حديثة17. باستخدام جهاز NPV-ESLP جديد ، تم الحفاظ على اثني عشر رئة بشرية موسعة المعايير بنجاح وتقييمها وزرعها لاحقا مع بقاء 100٪ لمدة 30 يوما وسنة واحدة.

الهدف من هذه المخطوطة هو إظهار بروتوكول عمل لجهاز NPV-ESLP في مختبرنا باستخدام رئتي الخنازير اليافعة في ظل ظروف الحرارة المعيارية لمدة 12 ساعة. يتم تغطية الاسترجاع الجراحي بالتفصيل ، كما يتم وصف بدء منصة البرامج المخصصة الخاصة بنا وإدارتها وإنهائها. كما يتم شرح استراتيجية جمع الأنسجة وإدارة العينات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تتوافق الإجراءات التي يتم تنفيذها في هذه المخطوطة مع إرشادات المجلس الكندي لرعاية الحيوان ودليل رعاية واستخدام المختبر. وافقت لجنة رعاية الحيوان المؤسسية بجامعة ألبرتا على البروتوكولات. تم استخدام خنازير يوركشاير الأحداث بين 35-50 كجم حصريا. وكان التدريب المناسب على السلامة الأحيائية مطلوبا من قبل جميع الأفراد المشاركين في إجراءات ESLP. يتم تمثيل نظرة عامة تخطيطية لتجربة NPV-ESLP بأكملها في الشكل 1.

1. الاستعدادات قبل الجراحة

  1. ضع حجرة الجهاز على عربة ESLP وقم بتركيب غشاء دعم السيليكون (انظر جدول المواد) على خطافات الحجرة للتعليق.
  2. قم بتجميع أنابيب ESLP ومزيل الأكسجين والمرشح الشرياني ومضخة الطرد المركزي.
  3. قم بتوصيل خطوط مياه المبادل الحراري بجهاز إزالة الأكسجين وكذلك أنبوب غاز المسح.
  4. أدخل مسبار مستشعر درجة الحرارة (انظر جدول المواد) في مزيل الأكسجين.
  5. قم بتأمين محول تدفق الشريان الرئوي (PA) (انظر جدول المواد) على أنبوب PA.
    ملاحظة: يستخدم محول التدفق الموجات فوق الصوتية لقياس التدفق وإعادته إلى مضخة الطرد المركزي.
  6. استخدم محبس ثلاثي الاتجاهات لربط محول ضغط PA بقنية PA.
  7. قم بتوصيل جميع وصلات الأنابيب بإحكام لمنع التسرب ، وأغلق جميع محبس الإغلاق وأقفال Luer قبل إضافة perfusate.
  8. قم بتجهيز الدائرة ب 1000 مل من بيرفوسات مكون المستشفى المشترك المعدل (CHIP).
    ملاحظة: CHIP عبارة عن مادة بيرفوسات منخفضة التكلفة مصنوعة خصيصا بقياس أورام يبلغ 35 مم زئبق ، يمكن مقارنتها بحلول البيرفوسات المسجلة الملكية18.
  9. ابدأ تشغيل البرنامج بعد تحضير الدائرة لتسهيل إزالة تهوية المضخة والخطوط.
    ملاحظة: ترتبط هذه الخطوات بالشكل 2 والشكل 3.

2. تهيئة برنامج ESLP والتعديلات ودائرة إلغاء البث

  1. انقر فوق اختصار البرنامج على الشاشة لبدء برنامج ESLP. حدد مسح ضوئي ، عربة التسوق 3 ، الاتصال ، ثم برنامج NPV متبوعا ببدء البرنامج.
  2. في الصفحة الرئيسية ، بمجرد تحضير الدائرة ، قم بزيادة عدد دورات التدفق في الدقيقة إلى 900 لإخراج الهواء من الدائرة وإظهار تدفق البيروسات عبر قنية PA بتيار ثابت من السوائل.
  3. أضف 3.375 جم من بيبيراسيلين-تازوباكتام ، و 10000 وحدة من الهيبارين (10000 وحدة / 1.5 لتر بيرفوسات = 6.66 وحدة / لتر) ، و 500 مجم من ميثيل بريدنيزون إلى الدائرة.
  4. خذ عينة من غازات الدم الشرياني (ABG) من البيرفوسات لأغراض مرجعية.
  5. في الصفحة الرئيسية ، قم بتدوير CPAP حتى 20 سم H2O (كحد أقصى) وقم بتشغيله للتحقق من الوظيفة. قم بإيقاف التشغيل بمجرد تأكيد العملية.
  6. في الصفحة الرئيسية ، قم بتحويل EIP إلى -5 سم H20 وقم بتشغيله للتحقق من الوظيفة. قم بإيقاف التشغيل بمجرد تأكيد العملية.
  7. في صفحة الإعدادات ، قم بتشغيل السخان (انقر فوق بدء السخان) وقم بتأكيد الوظيفة. قم بتغيير نقطة ضبط درجة الحرارة على الشاشات وتأكد من وجود تغيير متطابق على شاشة السخان على العربة. قم بإيقاف التشغيل بمجرد التأكد من العملية.
    ملاحظة: جهاز ESLP المستخدم هنا مزود ببرنامج مخصص (الشكل 4). يسمح البرنامج بالتحكم في سرعة المضخة ومعلمات التهوية لتحقيق والحفاظ على تدفق PA المطلوب ، وضغط مجرى الهواء الإيجابي المستمر (CPAP) ، وضغط الزفير النهائي (EEP) ، وضغط الشهيق النهائي (EIP) ، ونسبة التنفس (RR) ، والشهيق: نسبة الزفير (I: E). يقوم البرنامج بحساب المعلمات الوظيفية وحلقات حجم الضغط. يسرد الجدول 1 جميع معلمات المراقبة التي يوفرها البرنامج.

3. الاستعدادات للتخدير

  1. تطبيق الكيتامين (20 ملغ/كغ) والأتروبين (0.05 ملغ/كغ) (الحقن العضلي) في غرفة العمليات كتخدير للخنزير المتبرع به.
  2. ضع الخنزير ضعيف على طاولة عمليات ساخنة. الحفاظ على الحرارة العادية والمضي قدما في تحريض القناع.
  3. معايرة تدفق الأكسجين وفقا لوزن الحيوان ، عادة 20-40 مل / كجم.
  4. إدارة إيزوفلوران في البداية بنسبة 4-5 ٪. ثم قلل إلى 3٪ بعد 1-2 دقيقة.
  5. تقييم عمق التخدير كل 5 دقائق. تأكد من أن الخنزير ليس لديه رد فعل انسحاب استجابة لحافز ضار.
  6. بمجرد تأكيد عمق التخدير الصحيح ، قم بتنبيب الخنزير.
  7. استهدف تشبع الأكسجين فوق 90٪ عن طريق وضع مسبار مقياس التأكسج النبضي على اللسان (المفضل) أو الأذن.
  8. اضبط تدفق الأكسجين (20-40 مل / كجم) وغاز الاستنشاق (1-3٪) للحفاظ على مستوى التخدير.
  9. حافظ على إعدادات جهاز التنفس الصناعي في التلفزيون 6-10 مل / كجم ، معدل التنفس من 12-30 نفسا / دقيقة ، PEEP 5 سم H 2 O ، ضغط الذروة 20 سم H2O.
  10. احلق واغسل باستخدام اليود لتحضير موقع الشق.

4. خزعة الرئة ، الاستنزاف ، وجمع الدم

  1. أدخل خطا مركزيا لإدارة السوائل والهيبارين.
    1. قم بعمل شق في خط الوسط بطول 5-8 سم مع توسيط كهربائي فوق القصبة الهوائية ويمتد بشكل جمجمي من الشق القصي.
    2. باستخدام الكي ، قسم الجلد والدهون تحت الجلد.
    3. لتحديد الحزمة السباتية اليسرى أو اليمنى داخل الأوعية الدموية الجانبية للقصبة الهوائية ، قسم مستوى خط الوسط بين عضلات الشريط وافصل طبقات النسيج الضام.
    4. باستخدام 2-0 روابط حريرية كحلقات وعاء ، احصل على تحكم بعيد وقريب في الوريد الوداجي.
    5. للتحكم في تدفق الدم ، اربط ربطة عنق الجمجمة المحيطة وتراجع لأعلى على ربطة العنق القريبة.
    6. لاستيعاب خط مركزي 7 Fr ، قم بعمل شق صغير في الوريد باستخدام مقص Metzenbaum (~ 1/3 محيط الوعاء).
    7. الافراج عن التوتر على حلقة الوعاء القريب في وقت واحد قنية الوريد. اربط الحرير لتثبيت القنية في الوريد على عمق 10 سم.
    8. قم بتوصيله بخط وريدي يحتوي على محلول ملحي عادي 0.9٪ بعد شطف الخط بالهيبارين (1 وحدة / مل). إذا تم استنفاد الخنزير داخل الأوعية الدموية من الجفاف ، فقم بإدارة السائل. قفل Hep أي منافذ غير مستخدمة.
  2. إجراء بضع القص المتوسط
    1. تحديد عمليات الشق القصي والخنجري كمعالم جراحية.
    2. استخدم الكي الكهربائي لعمل شق في خط الوسط يمتد على القص بأكمله (حوالي 40-50 سم) ويربط الشق السابق عند الشق القصي بالخنجري.
    3. قسم الأنسجة تحت الجلد واللفافة بين ألياف العضلة الصدرية الكبرى. كي أي أوعية نزيف للحفاظ على الإرقاء.
    4. استخدم الكي الكهربائي لتحديد خط الوسط على طول عظم القص. استخدم مقصا ثقيلا لقطع الخنجري واستخدم إصبعا لتشريح التامور بصراحة من الطاولة الخلفية للقص لإنشاء مساحة واضحة لاستيعاب المنشار القصي.
    5. ضع مقطعين للمنشفة على جانبي القص على مستوى الأضلاع 4 الجانبية إلى تقاطع الضلع الغضروفي. قم بشراء الأنسجة العلوية وطبقة اللفافة داخل مشابك المنشفة وارفع القص عموديا بعيدا عن القلب أثناء بضع القص.
    6. قم بإجراء بضع القص بمنشار كهربائي أو يعمل بالهواء ، والأسنان لأعلى ، بدءا من الخنجري باتجاه الشق القصي. لمنع إصابة الهياكل الأساسية (مثل التامور والوريد العضدي الرأسي ، والشريان الداخلي) ، استمر تدريجيا بالمنشار وتراجع عموديا باستخدام مشابك المنشفة.
      ملاحظة: يغوص القص عميقا في الخلف عند الشق القصي ، ويجب توجيه المنشار للخلف لإكمال بضع القص عند هذا المستوى.
    7. استخدام الكي للحصول على الارقاء من نزيف القص.
      ملاحظة: يمكن أيضا استخدام شمع العظام لهذا الغرض.
    8. تسليم 1000 وحدة / كغ من الهيبارين عن طريق الوريد. خذ عينة دم في الجسم الحي بعد 5 دقائق من إعطاء الهيبارين.
    9. استخدم إصبعك لتشريح غشاء الجنب بصراحة من القص الداخلي لخلق مساحة للضامد القصي.
    10. أدخل ضامنا عظميا بمقبض باتجاه البطن وتراجع تدريجيا لكشف المنصف بالكامل.
  3. إزالة الغدة الصعترية من التامور باستخدام مزيج من تشريح حادة مع إصبع والكي الكهربائي.
    ملاحظة: من الأفضل إزالة الغدة الصعترية كقطعة واحدة كبيرة بدلا من قطع صغيرة.
  4. خذ خزعة من الفص العلوي الأيمن من الرئة لتحليل الأنسجة: افتح غشاء الجنب الأيمن لكشف الفص العلوي الأيمن. قم بتطويق جزء 1 سم3 بالحرير 0 ، وربطة عنق ، واستئصال هذا الجزء من الرئة باستخدام مقص Metzenbaum.
    1. قسم الخزعة إلى ثلاثة أجزاء متساوية الحجم ، وضع واحدا من كل منها في درجة حرارة القطع المثلى (OCT) هلام ، فورمالين ، ونيتروجين سائل (تجميد مفاجئ).
    2. قم بتخزين عينات OCT والعينات المجمدة في مجمد -80 درجة مئوية ، وقم بتخزين عينات الفورمالين في ثلاجة 4 درجات مئوية باستخدام حاوية محكمة الغلق.
      ملاحظة: يتم تلطيخ عينات الخزعة بتلطيخ الهيماتوكسيلين-يوزين لفحص التشريح المرضي لإصابة الرئة ، بما في ذلك الوذمة الخلالية ، والالتهاب السنخي والخلالي ، وارتحال العدلات الخلالي وحول الأوعية الدموية ، والنزف15.
  5. افتح التامور. خيمة التامور باستخدام ملقط وجعل شق في خط الوسط من التامور مع مقص Metzenbaum.
    1. استمر في هذا الشق القحفي إلى جذر الأبهر ، ثم أفقيا لكشف الوريد الأجوف العلوي (SVC). أكمل بضع التامور ذيليا و T-off شق اليسار واليمين على مستوى قمة القلب.
  6. القتل الرحيم للخنزير عن طريق الاستنزاف. شق SVC وأدخل شفط بول المائل (انظر جدول المواد) في التجويف ، مع دفع طرف الشفط إلى الوريد الأجوف السفلي (IVC).
    ملاحظة: يتم إجراء شق في الجدار الأمامي للأذين الأيسر (LA) لتسريع عملية الاستنزاف.
    1. ارفع قمة القلب وشق LA 1 سم تحت الجيب التاجي باستخدام مقص Metzenbaum. في الاستنزاف ، قم بالتبديل من 100٪ O2 إلى هواء الغرفة.
  7. جمع الدم الكامل: يتم توصيل شفط طرف بول بجهاز موفر للخلايا لجمع 1200 مل من الدم الكامل ، والذي يتم نسجه لإنتاج 500 مل من خلايا الدم الحمراء المعبأة (pRBC).
    ملاحظة: إعداد بروتوكول موفر الخلية: تدفق التعبئة: 300 مل / دقيقة ، تدفق الغسيل: 100 مل / دقيقة ، التدفق الفارغ: 150 مل / دقيقة ، تدفق العودة: 150 مل / دقيقة ، حجم الغسيل: 300 مل ، تدفق التركيز: 200 مل / دقيقة. سيستغرق هذا ~ 5 دقائق.

5. استئصال القلب

  1. إجراء استئصال القلب: ارفع قمة القلب بشكل قحفي واستمر في شق LA السابق بشكل جانبي لعبور الجيب التاجي حيث ينضم إليه الوريد النصفي الأيسر.
  2. قسم LA عن طريق القطع الإنسي عبر السطح الأمامي لتشعب PA.
  3. قم بتحريك IVC 1 سم فوق الحجاب الحاجز. قم بتوصيل هذا الشق ب LA عن طريق القطع الإنسي.
  4. أكمل تقسيم LA عن طريق قطع الجزء العلوي من الشريان الرئوي الأيمن متجها نحو تشعب PA.
    ملاحظة: تستثني هذه الخطوة الوريد الرئوي العلوي الأيمن من لوس أنجلوس الخلفي.
  5. ارفع IVC بشكل جمجمي وقسم الوريد الرئوي العلوي الأيمن. قسم انعكاسات التامور التي تتجمع بين PA الرئيسي والأذين الأيمن (RA) / SVC.
  6. ضع القلب لأسفل وقم بنقل SVC. اقسم SVC من طبقة النسيج الضام إلى الخلف وعبر الوريد الأزيجتي.
  7. رفع القلب الجمجمة ، وتقسيم السلطة الفلسطينية على مستوى الصمام الرئوي. تشريح الشريان الأورطي جزئيا من السلطة الفلسطينية باستخدام مقص Metzenbaum ، ثم عبور الشريان الأورطي الصاعد.
    ملاحظة: هذا يكمل استئصال القلب.

6. استئصال الرئة

  1. إجراء استئصال الرئة: تحقق من أن حجم المد والجزر الزفيري (TVe) حوالي 10 مل / كجم. قم بالتبديل إلى الإلهام 2: 1: نسبة الزفير لتحقيق هذا الهدف. إذا ظل التلفزيون < 6 مل / كجم ، فقم بزيادة ضغوط الذروة و / أو PEEP لتحقيق هدف 8-10 مل / كجم للتوظيف السنخي الأقصى.
  2. افتح غشاء الجنب على الجانب الأيسر من الخنزير. قم بعمل شق أفقي على طول الطاولة الخلفية للقص باستخدام مقص Metzenbaum. قم بعمل شقين عموديين أسفل غشاء الجنب إلى العصب الحجابي عند الحدود العلوية والسفلية للمنصف.
    1. استئصال غشاء الجنب عن طريق قطع العصب الحجابي. كرر هذه الخطوة على الجانب الأيمن. فتح وإزالة غشاء الجنب الحجابي بالمثل ، باستخدام الكفة LA الخلفية كحدود سفلية ، بطريقة مماثلة للعصب الحجابي.
  3. قسم المرفقات الجنبية من الحجاب الحاجز باتجاه الفص الرئوي السفلي الأيسر. استخدم مبعدة Deaver (انظر جدول المواد) لتثبيت الحجاب الحاجز لأعلى. قسم الرباط الرئوي السفلي على اليسار واستمر صعودا نحو الهيلوم.
  4. جرب "تقنية عدم اللمس" فيما يتعلق بأنسجة الرئة نفسها.
    ملاحظة: وهذا هو ، محاولة الحد الأدنى من التلاعب اليدوي للرئة لمنع الصدمة.
  5. على الجانب الأيمن ، قسم IVC والمرفقات الجنبية من الحجاب الحاجز. اسحب الحجاب الحاجز لأعلى باستخدام ضامد ديفر. قسم الرباط الرئوي السفلي على الجانب الأيمن واستمر صعودا نحو الهيلوم.
  6. قسم الوريد المرشح والأوعية المقوسة لكشف القصبة الهوائية.
  7. تشريح الأنسجة المحيطة بالقصبة الهوائية بصراحة. مع أحجام المد والجزر الزفيرية (TVe) عند حوالي 10 مل / كجم ، قم بتثبيت القصبة الهوائية باستخدام مشبك أنبوب عند الاستنشاق الأقصى.
  8. قم بتحريك القصبة الهوائية وارفع الجزء المثبت لأعلى للخطوات المتبقية لتوفير الجر الجراحي.
  9. تشريح القصبة الهوائية الخلفية من المريء باستخدام تشريح حاد مع مقص Metzenbaum الثقيل واليد الحرة. قسم أي مرفقات جنبية متبقية ، وعبر الشريان الأورطي أعلى وأسفل القصبة الهوائية اليسرى ، وقم بإزالة الرئتين من الصدر بجزء من الشريان الأورطي النازل.
  10. قم بوزن الرئتين مع وضع المشبك وتخزينها بسرعة في مبرد مليء بالثلج. زيادة الوزن أثناء تشغيل ESLP هو مؤشر على تكوين وذمة.
    ملاحظة: هذا يكمل استئصال الرئة.

7. وضع الرئتين على جهاز ESLP

  1. أضف 500 مل من pRBC إلى دائرة التروية (تم تحضيرها مسبقا ب 1 لتر من CHIP ، الخطوة 1.8) للوصول إلى الحجم النهائي 1.5 لتر من البيرفوسات.
    ملاحظة: يستهدف تركيز الهيموجلوبين حوالي 50 جم / لتر أو الهيماتوكريت بنسبة 15٪.
  2. التقط صورا للرئتين لسجلات البيانات.
  3. خزعة من الفص الرئوي الأوسط الأيمن. قم بتطويق جزء 1 سم3 بالحرير 0 ، وربطة عنق ، واستأصل هذا الجزء من الرئة باستخدام مقص لتحليل الأنسجة كما هو موضح سابقا (الخطوة 4.4).
  4. قم بتأمين محول الأنبوب 3/8 ، 1/2 بوصة إلى الشريان الرئوي الرئيسي (mPA). أمسك الجوانب المقابلة ل mPA باستخدام الانطقات. أدخل المحول مع جزء 1/2 بوصة في mPA وثبته في مكانه بينما يقوم المساعد بتثبيت المحول في موضعه باستخدام أربطة 0-silk.
    ملاحظة: يجب أن يجلس المحول 2-3 سم فوق تشعب السلطة الفلسطينية (إذا كان طول السلطة الفلسطينية غير كاف ، فيمكن خياطة جزء من الشريان الأورطي الهابط للخنزير المتبرع من طرف إلى طرف على mPa للحصول على طول إضافي).
  5. ضع رئتي الاستلقاء على غشاء دعم السيليكون وقم بتوصيلهما بجهاز ESLP.
  6. ضع مشبك أنبوب ثان على القصبة الهوائية بالقرب من موقع القصبة الهوائية. قم بإزالة المشبك البعيد وتنبيب القصبة الهوائية باستخدام الأنبوب الرغامي (ETT).
    1. قم بتثبيت ETT في موضعه باستخدام رباطين مضغوطين. قم بتثبيت خط التهوية باستخدام مشبك أنبوب وحرر المشبك القريب من القصبة الهوائية.
      ملاحظة: تبقى الرئتان منتفختين إذا تم ذلك بشكل صحيح ولم يكن هناك تسرب للهواء.
  7. قم بتوصيل محول PA بخط PA وقم بإزالة الهواء من mPA. ابدأ مؤقت التروية.
    ملاحظة: انظر الشكل 5 للحصول على تصوير فوتوغرافي للخطوات.

8. بدء التروية والتهوية

  1. في صفحة الإعدادات ، انقر فوق بدء تشغيل السخان واضبط درجة الحرارة على 38 درجة مئوية. أدخل وزن الخنزير أيضا لحساب النتاج القلبي (التدفق).
  2. في الصفحة الرئيسية ، اضبط CPAP على 20 سم H2O وانقر فوق بدء CPAP. عندما تبدأ التهوية ، قم بفك خط التهوية.
  3. صفر مستشعر الضغط الشرياني. قم بتثبيت خط PA فوق مستشعر الضغط بمشبك أنبوب. افتح المستشعر لهواء الغرفة ، وانقر فوق ZERO PAP و Zero Bld Flow في صفحة الإعدادات ، ثم تأكد من أن القراءات صفرية في الصفحة الرئيسية .
    1. أغلق محبس مستشعر الضغط لقراءة ضغط الخط ، وافتح الخط إلى قنية PA ، وحدد 10٪ من النتاج القلبي في الصفحة الرئيسية ، وانقر فوق العودة إلى دليل PA (يتحول الزر إلى اللون الأخضر) ، ثم قم بفك خط PA.
      ملاحظة: الخط الآن صفر بشكل مناسب ، وتتدفق المضخة الآن بنسبة 10٪ من الناتج القلبي المحسوب.
  4. ارسم 10 مل من البيرفوسات لتحليل الطرد المركزي وارسم زمنا صفر (T0) ABG.
  5. بمجرد أن يتم ترشيح الرئتين لمدة 10 دقائق ، قم بزيادة التدفق إلى 20٪ من النتاج القلبي.
  6. عندما تصل درجة حرارة البيروسات إلى 32 درجة مئوية ، ثبت غطاء الحجرة في مكانه بمشابك لإنشاء ختم محكم الغلق. ضع الرئتين على النحو الأمثل قبل وضع الغطاء. إصلاح أي تسرب للهواء بحجم 6-0 برولين على إبر BV-1.
  7. مع تأمين الغطاء ، قم بتثبيت أنبوب التهوية وإيقاف تشغيل CPAP. في صفحة الإعدادات ، انقر فوق Zero ITP أو Zero Paw أو Zero Air Flow ، ثم تأكد من أن القراءات صفرية في الصفحة الرئيسية .
    1. انقر فوق بدء CPAP عند 20 سم H2O وقم بفك أنبوب التهوية. بعد ذلك ، اضبط هدف EEP على 0 سم H2 O ، EIP على 1 سم H20 ، RR 10 ، نسبة I: E 1: 1 ، وانقر فوق اضغط لبدء التهوية لتنشيط تهوية الضغط السلبي.
    2. استمع إلى فتحة التهوية وهي تغير وظيفتها ، ثم قم بتوصيل أنبوب تهوية المنفذ الجانبي بالغرفة.
      ملاحظة: يبدأ جهاز التنفس الصناعي دورته التنفسية في الزفير. سوف تنضغط الرئتان قليلا إذا تم توصيل المنفذ الجانبي أثناء الزفير. يفضل الانتظار والاستماع للاستنشاق ، ثم توصيل المنفذ الجانبي لتحقيق أقصى قدر من التوظيف.
  8. خلال الأنفاس القليلة التالية ، قم بتقليل CPAP إلى 12 سم H 2 O مع زيادة EIP في نفس الوقت إلى -9 سم H 2 O. حافظ على معلمات التهوية هذه للساعة الأولى ، ثم قلل CPAP إلى 8-10 سم H 2 O اعتمادا على التوظيف السنخي وقم بزيادةEIP إلى -12 إلى -13 سم H2O.
  9. اضبط ضغوط الذروة على 20-21 سم H2O.
    ملاحظة: إذا كانت هناك حاجة إلى ضغوط أعلى في وقت استئصال الرئة ، يصبح هذا هو ضغط الذروة المستهدف.
  10. عندما تصل درجة حرارة البيرفوسات إلى 35 درجة مئوية ، قم بزيادة التدفق إلى 30٪ من الناتج القلبي.
    ملاحظة: هذه هي إعدادات حفظ الأعضاء (الجدول 2).
  11. في 3 ، 5 ، 7 ، 9 ، 11 ساعة ، قم بالتقييم بتدفقات 50٪ من النتاج القلبي وإضافة غاز الاجتياح المختلط (89٪ N 2 ، 8٪ CO 2 ، 3٪ O2) المضاف إلى مزيل الأكسجين عند 0.125 لتر / دقيقة لمحاكاة استخدام الأكسجين النظامي (الجدول 3).
  12. في كل ساعة فردية أثناء وضع الحفظ ، ارسم عينة 10 مل من perfusate لتحليلها في المستقبل. ارسم عينة ABG قبل مزيل الأكسجين 1 مل كل ساعة.
  13. بعد 5 دقائق من وضع التقييم ، اسحب ABGs من منافذ ما قبل وبعد مزيل الأكسجين (الجدول 4).
    ملاحظة: هذا يكمل وضع الرئتين على ESLP وبدء التروية والتهوية. انظر الجدول 2 للاطلاع على بدء البروتوكول. ويفصل الجدول 3 طريقتي NPV-ESLP المستخدمة.

9. الدعم الأيضي للرئة

  1. تحقق من مستوى الجلوكوز المعرقل كل ساعة عن طريق تحليل ABG. استهدف الجلوكوز عند 3-6 مليمول / لتر وقم بالمعايرة وفقا لمعدلات الاستهلاك باستخدام مضخة تسريب قياسية لتسريب الجلوكوز المستمر وجرعات البلعة حسب الحاجة.
    ملاحظة: توفر مضخة تسريب أخرى ضخا مستمرا بمقدار 2 وحدة / ساعة من الأنسولين. يحتوي CHIP ، إلى جانب معظم محاليل تروية الأعضاء الأخرى ، على الجلوكوز باعتباره ركيزة الطاقة الأولية.

10. الهيبارين والعوامل المضادة للميكروبات والمضادة للالتهابات

  1. أضف 10000 وحدة من الهيبارين إلى البيرفوسات في بداية التروية قبل إضافة pRBC.
  2. أضف 3.375 جم من بيبيراسيلين-تازوباكتام إلى البيرفوسات في بداية التروية قبل إضافة pRBC.
  3. أضف 500 ملغ من ميثيل بريدنيزولون إلى البيرفوسات في بداية التروية قبل إضافة pRBC.

11. تقييم وظائف الرئة

  1. استخدم الوضعين المتميزين للتهوية والتروية أثناء تشغيل ESLP: الحفظ والتقييم.
    ملاحظة: يرجى الاطلاع على الحفظ والتقييم (الجدول 3). وضع الحفظ: النتاج القلبي 30٪ ، PEEP 8-12 ، EEP 0 ، EIP -10 إلى -12 ، ضغط الذروة 20-22 سم H2O ، RR 6-10 ، ونسبة I: E 1: 1-1.5. عادة ما يكون طول تشغيل ESLP 12 ساعة ، على الرغم من أنه يمكن تمديدها إلى 24 ساعة.
  2. اضبط ضغط الذروة لمطابقة ضغط ذروة استئصال الرئة وتحقيق تلفزيون مستهدف يبلغ 10 مل / كجم.
    ملاحظة: على الرغم من استهداف TVe البالغ 10 مل / كجم ، إلا أنه يتم الوصول بشكل عام إلى 6-8 مل / كجم.
  3. كل 30 دقيقة أثناء الحفظ ، قم بإجراء التوظيف لمدة 30 دقيقة أو أقل.
    ملاحظة: تعتمد مدة ومدى التوظيف على التعليم التقني والمهني الذي تم الوصول إليه. إذا كانت تكلفة TVe 8-10 مل / كجم ، فلن يكون من الضروري إجراء مزيد من التوظيف.
  4. للتجنيد ، قم بزيادة PEEP إلى 10-12 سم H 2 O ، وقم بتقليل RR إلى 6 أنفاس / دقيقة ، وقم بزيادة ضغوط الذروة بمقدار 2-4 سم H 2 0 دون تجاوز 30سم H2O (نادرا ما نتجاوز 25 سمH2O) ، وقم بتغيير نسبة I: E إلى 1: 0.5.
    ملاحظة: بشكل عام ، يتم إجراء واحد أو اثنين فقط من هذه التغييرات لكل فاصل زمني مدته 30 دقيقة ، مع زيادة PEEP وضغط الذروة الأكثر فعالية.
  5. في 3 ، 5 ، 7 ، 9 ، 11 ساعة ، تقييم وظائف الجهاز.
    ملاحظة: المعلمة الرئيسية للاهتمام هي نسبة PF ؛ ومع ذلك ، يتم مراقبة الامتثال الديناميكي وضغوط السلطة الفلسطينية عن كثب (الشكل 6).
  6. أثناء التقييم ، قم بزيادة النتاج القلبي إلى 50٪ بينما يتم إضافة غاز مسح مختلط (89٪ N 2 ، 8٪ CO 2 ، 3٪ O2) إلى الدائرة بمعدل تدفق 0.125 لتر / دقيقة عبر مزيل الأكسجين.
    ملاحظة: هذا يكرر استنفاد الأكسجين النظامي ويحدث أكثر من 5 دقائق. خلال هذا الوقت ، قم بتقليل PEEP إلى 5 سم H2O مع الحفاظ على ضغوط الذروة ، وزيادة EIP وفقا لذلك. حافظ على RR عند 10 نبضة في الدقيقة واضبط I: E على 1 أو 1.5 اعتمادا على ما إذا كانت الرئتان تحبس الهواء أم لا.
  7. إجراء الحسابات الوظيفية لمقاومة الأوعية الدموية الرئوية ، والتهوية الدقيقة ، والامتثال الديناميكي ، ونسبة P / F.
    ملاحظة: يمكن حساب مقاومة الأوعية الدموية الرئوية من خلال: [(PAP - LAP) / CO] × 80 ، حيث يكون LAP (ضغط الأذين الأيسر) 0 مم زئبق بسبب تصميم نظام تصريف LA مفتوح.
    يتم حساب التهوية الدقيقة بواسطة: TVالزفير × RR
    يتم حساب الامتثال الديناميكي من خلال: TVexpiratory / EIP
    يتم حساب نسبة P / F بواسطة: PaO2 / Fi02 ، حيث FiO2 هي 21٪.
    يقوم برنامج ESLP تلقائيا بحساب وتسجيل التهوية والمؤشرات الوظيفية بشكل مستمر.

12. التقييم الأيضي للرئتين خارج الموقع

  1. تقييم الحالة الأيضية لل perfusate كل ساعة عبر ABGs ، والتي تعمل كعلامة بديلة لحالة الرئتين. اجمع 10 مل من البيروسوات من منفذ ما قبل مزيل الأكسجين للتحليل المستقبلي.
    ملاحظة: يعمل تحليل غازات الدم أيضا على مراقبة الحالة الغازية والأيونية للبيرفوسات.
  2. استخدم PaO2 كعلامة على وظائف الرئة بشكل عام.
    ملاحظة: هذا صحيح بشكل خاص خلال مراحل التقييم عند إضافة غاز الاجتياح المختلط إلى الدائرة لمحاكاة نزع الأكسجين الجهازي. تتم مقارنة غازات مزيل الأكسجين قبل مقابل ما بعد لتقييم زيادة الأكسجين من الرئتين.
  3. استهدف الحماض الطبيعي للأس الهيدروجيني (7.35-7.45) الصحيح مع بلعات المخزن المؤقت tris-hydroxymethyl aminomethane (THAM) (انظر جدول المواد).
    ملاحظة: لا يتم تصحيح القلاء بشكل عام ولا يتجاوز 7.55. يمكن إضافة اكتساح CO2 إلى الدائرة لتصحيح هذا إلى الوضع الطبيعي أو إذا تجاوز القلاء هذه العتبة.
  4. تعامل مع PaCO2 بشكل متساهل ويتراوح بشكل عام بين 10-20 مم زئبق.
    ملاحظة: يتم تفسير هذه القيم على أنها علامة على التهوية المرضية. لا يتم ضبط الإلكتروليتات أثناء ESLP ، ولكن يتم مراقبتها كجزء من تحليل ABG القياسي. سوف يرتفع اللاكتات خلال فترات متزايدة من ESLP ، وكذلك البوتاسيوم. يظل الصوديوم مستقرا (135-145 مليمول / لتر) ، وعادة ما يكون الكالسيوم منخفضا. يحتوي الجدول 4 على نتائج تمثيلية للعينة لتحليل بيرفوسات ABGs خلال تشغيل 12 ساعة من NPV-ESLP في الحرارة العادية و 30٪ من النتاج القلبي باستخدام البيرفوسات الخلوي (الدم + CHIP).

13. إنهاء التروية والتهوية وفصل الرئتين عن جهاز ESLP

  1. في الصفحة إعداد ، انقر فوق إيقاف تشغيل الخادم.
  2. انزع الغطاء من الغرفة. افصل محول PA عن قنية PA.
  3. نزع القصبة الهوائية. لتحديد مقدار تكوين الوذمة ، قم بوزن الرئتين.
  4. خذ خزعة الأنسجة 1 سم3 من الفص الملحق وقسمها إلى ثلاث قطع كما هو موضح سابقا.
  5. قم بإجراء تحليلات الغاز النهائية ، والطرد المركزي لعينات البيروسات ، وتخزين خزعات الأنسجة كما هو موضح سابقا (الخطوة 4.4).
    ملاحظة: إعدادات الطرد المركزي: السرعة ، 112 × جم ؛ التسارع ، 9 ؛ التباطؤ ، 9 ؛ درجة الحرارة ، 4 درجات مئوية ، والوقت ، 15 دقيقة.
  6. أغلق البرنامج ؛ سيتم حفظ جميع البيانات المسجلة.
  7. باتباع البروتوكولات المؤسسية ، تخلص من الأنسجة المتبقية والدم والمواد النشطة بيولوجيا.
  8. نظف عربة ESLP باستخدام منظف سطح صلب معقم (على سبيل المثال ، 70٪ إيثانول) وضع جميع المكونات القابلة لإعادة الاستخدام في مجمد -20 درجة مئوية لتقليل نمو البكتيريا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

في بداية التروية والتهوية الرئوية (وضع الحفظ) ، سيكون للرئتين عموما ضغط شريان رئوي منخفض (< 10 مم زئبق) وامتثال ديناميكي منخفض (< 10 مل / مم زئبق) مع ارتفاع درجة حرارة البيرفوسات إلى الحرارة الطبيعية. عادة ما ينتج عن خنازير يوركشاير التي يتراوح وزنها بين 35 و 50 كجم رئتان تزن 350-500 جم. خلال الساعة الأولى من NPV-ESLP ، تكون أحجام المد والجزر المنتشرة المقاسة (TVe) 0-2 مل / كجم ، وأحجام المد والجزر الشهيقية (TVi) هي 100-200 مل. تصل TVe بشكل عام إلى 4-6 mL / kg في غضون 3-6 ساعات ، وبعد ذلك قد تستمر في الزيادة ولكنها...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هناك العديد من الخطوات الجراحية الحاسمة جنبا إلى جنب مع استكشاف الأخطاء وإصلاحها اللازمة لضمان نجاح تشغيل ESLP. رئات الخنازير اليافعة حساسة للغاية مقارنة برئتي الإنسان البالغ ، لذلك يجب على الجراح المشتري توخي الحذر عند التعامل مع رئتي الخنازير. من الأهمية بمكان محاولة استخدام تقنية "عدم اللمس" لتجنب التسبب في الصدمة وانخماص الرئة عند تشريح الرئتين. "عدم اللمس" يعني استخدام الحد الأدنى من التلاعب اليدوي للرئتين أثناء الشراء. مناورات التوظيف أثناء استخدام جهاز التنفس الصناعي أثناء الجراحة أقل فعالية بكثير في رئتي الخنازير...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

تمتلك DHF براءات اختراع في تكنولوجيا وطرق تروية الأعضاء خارج الموقع . DHF و JN هما مؤسسان ومساهمان رئيسيان في شركة Tevosol، Inc.

شكر وتقدير

تم تمويل هذا البحث نيابة عن مؤسسة أبحاث المستشفيات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0 ETHIBOND Green 1 × 36 "Endo Loop 0ETHICOND8573
2-0 SILK Black 12 × 18" خيوطETHICONSA77G
ABL 800 FLEX مقياس إشعاع محلل غازات الدم989-963
مرشح إلكتروستاتيكي للبالغين والأطفال HME - فلترصغير Covidien352/5877
SORIN GROUP01706/03
Backhaus منشفة المشبكبيلينغ454300
Biomedicus PumpMaquetBPX-80
روابط الكابلات &ndash ؛ أبيض 12 بوصةHUASU الدوليةHS4830001
كلوريد الكالسيومفيشر ScientificC69-500G
كولي الضام القصيبيلينغ341162
CUSHING Gutschdressing ملقطبيلينغ466200
D-glucoseSigma-AldrichG5767-500G
DeepDeaver RetractPilling 481826
Debakey مستقيم أنسجة الأوعية الدموية ملقطبيلينغ351808
Debakey-Metzenbaum تشريحبيلينغ342202
مقصبيلينغ342202
أنبوب القصبة الهوائية 9.0 مم CUFDMallinckrodt9590Eتمت إزالة الكفة لجهاز ESLP
محول التدفقBIO-PROBETX 40
مصل الألبومين البشريGrifols Therapeutics2223708
مضخة التسريبBaxterAS50
Inspire 7 M غشاء الألياف المجوفة الأكسجينSORIN GROUPK190690
أنابيب الاعتراض 1/4 بوصة × 1/16 بوصة × 8'Medtronic3108
Intercepting Tubing 3/8 بوصة × 3/32 بوصة × 6'Medtronic3506
موصل الأنابيب المعترضة 3/8 "× 1/2"Medtronic6013
MAYO تشريح مقصبيلينغ460420
خزان ثاني أكسيد الكربون الطبيPraxair5823115
خزان النيتروجين الطبيPraxairNI MK
الأكسجين الطبيPraxair2014408
غرفة الأعضاءTevosol
PlasmaLyte ABaxterTB2544
Poole أنبوب شفطبيلينج162212
فوسفات البوتاسيومفيشر العلميP285-500G
مقياسTANITAKD4063611
غشاء دعم السيليكونتيفوسول
بيكربوناتالصوديومسيجما ألدريتش792519-1 كجم
كلوريد الصوديوم 0.9٪باكسترJB1324
سورين XTRA خلية التوقفSORIN GROUP75221
المنشار القصيسترايكر6207
جهاز الكي الكهربائي الجراحيKls MartinME411
مسبار مستشعر درجة الحرارةOmniacell Tertia Srl1777288F
THAM BufferThermo Fisher Scientific15504020مصنوع من UltraPureTM Tris
TruWave Pressure TransducerEdwardsVSYPX272
قسطرة وريدية مركزية ثنائية التجويف 7frArrowg + ardCS-12702-E
Vorse TubingClamp Pilling351377
Willauer-Deaver RetractorPilling341720
يانكاور أنبوب شفطبيلينغ162300
شرياني خزان

المراجع

  1. Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
  2. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
  3. Chambers, D. C., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fourth adult lung and heart-lung transplantation report-2017; focus theme: Allograft ischemic time. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1047-1059 (2017).
  4. Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
  5. Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
  6. Bhorade, S. M., Vigneswaran, W., McCabe, M. A., Garrity, E. R. Liberalization of donor criteria may expand the donor pool without adverse consequence in lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 19 (12), 1199-1204 (2000).
  7. Snell, G. I., Griffiths, A., Levvey, B. J., Oto, T. Availability of lungs for transplantation: Exploring the real potential of the donor pool. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 27 (6), 662-667 (2008).
  8. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  9. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-45 (2014).
  10. Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (1), 1200-1206 (2012).
  11. Buchko, M. T., et al. Total parenteral nutrition in ex vivo lung perfusion: Addressing metabolism improves both inflammation and oxygenation. American Journal of Transplantation. 19 (12), 3390-3397 (2019).
  12. Andreasson, A. S. I., et al. Profiling inflammation and tissue injury markers in perfusate and bronchoalveolar lavage fluid during human ex vivo lung perfusion. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 51 (3), 577-586 (2017).
  13. Sadaria, M. R., et al. Cytokine expression profile in human lungs undergoing normothermic ex-vivo lung perfusion. The Annals of Thoracic Surgery. 92 (2), 478-484 (2011).
  14. Ricard, J. D., Dreyfuss, D., Saumon, G. Ventilator-induced lung injury. European Respiratory Journal. 42, 2-9 (2003).
  15. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  16. Lai-Fook, S. J., Rodarte, J. R. Pleural pressure distribution and its relationship to lung volume and interstitial pressure. Journal of Applied Physiology. 70 (3), 967-978 (1991).
  17. Buchko, M. T., et al. Clinical transplantation using negative pressure ventilation ex situ lung perfusion with extended criteria donor lungs. Nature Communications. 11 (1), 5765(2020).
  18. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo perfusion. Transplantation Proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  19. Forgie, K. A., et al. Left lung orthotopic transplantation in a juvenile porcine model for ESLP. The Journal of Visualized Experiments. , (2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تهوية الضغط السلبي Normothermic خارج التروية الرئوية في الموقع : تقييم وظائف الرئة والتمثيل الغذائي
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.