مقالة منهجية

تباين بين ثلاث تقنيات تلقيح تستخدم لتحديد جنس الفيوزاريوم أوكسيسبوروم f.sp غير المعروف. نيفيوم يعزل

DOI:

10.3791/63181

⸱

أكتوبر 28, 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plant Pathology, University of Florida, 2University of Florida Institute of Food and Agricultural Sciences, 3Gulf Coast Research and Education Center, University of Florida, 4Horticultural Sciences Department, University of Florida, 5Tropical Research and Education Center, University of Florida, 6Department of Horticulture, University of Georgia

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتطلب إدارة ذبول الفيوزاريوم للبطيخ معرفة الأجناس المسببة للأمراض الموجودة. هنا ، نصف تراجع الجذر ، وبذر النواة الموبوءة ، وطرق التلقيح المعدلة بالدرج لإثبات فعاليتها في كتابة العرق للفطريات المسببة للأمراض Fusarium oxysporum f. sp niveum (Fon).

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

عاد ذبول البطيخ الفيوزاريوم (Citrullus lanatus) ، الناجم عن Fusarium oxysporum f. sp. niveum (Fon) ، إلى الظهور كقيد إنتاج رئيسي في جنوب شرق الولايات المتحدة الأمريكية ، وخاصة في فلوريدا. ويتطلب نشر استراتيجيات الإدارة المتكاملة للآفات، مثل الأصناف المقاومة الخاصة بالعرق، معلومات عن تنوع العامل الممرض وكثافته السكانية في حقول المزارعين. على الرغم من إحراز بعض التقدم في تطوير أدوات التشخيص الجزيئي لتحديد عزلات مسببات الأمراض، فإن تحديد العرق غالبا ما يتطلب نهج الفحص البيولوجي.

تم إجراء كتابة السباق عن طريق التلقيح الجذري ، وطريقة بذر النواة الموبوءة ، وطريقة غمس الدرج المعدلة مع كل من فروق البطيخ الأربعة (Black Diamond ، Charleston Grey ، Calhoun Grey ، Plant Introduction 296341-FR). يتم تعيين العزلات تسمية سباق عن طريق حساب حدوث المرض بعد خمسة أسابيع من التلقيح. إذا كان أقل من 33٪ من النباتات لصنف معين من الأعراض ، فقد تم تصنيفها على أنها مقاومة. واعتبرت تلك الأصناف التي يزيد معدل حدوثها عن 33٪ عرضة للإصابة. تصف هذه الورقة ثلاث طرق مختلفة للتلقيح للتأكد من العرق ، وتراجع الجذر ، والنواة الموبوءة ، والتلقيح المعدل بالدرج ، والتي تختلف تطبيقاتها وفقا للتصميم التجريبي.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الفطريات المنقولة بالتربة التي تشكل مركب أنواع Fusarium oxysporum (FOSC) هي مسببات أمراض نباتية نصف حيوية مؤثرة يمكن أن تسبب مرضا خطيرا وفقدان الغلة في مجموعة متنوعة من المحاصيل1. ذبول الفيوزاريوم من البطيخ ، الناجم عن F. oxysporum f. sp. niveum (Fon) ، يزداد في النطاق والإصابة والشدة في جميع أنحاء العالم في العقود القليلة الماضية 2,3. في الشتلات ، غالبا ما تشبه أعراض ذبول الفيوزاريوم التخميد. في النباتات القديمة ، تصبح أوراق الشجر رمادية وكلوروتيكية ونخرية. في نهاية المطاف ، يتطور ذبول النباتات إلى انهيار النبات بالكامل والموت4. يحدث فقدان الغلة المباشر بسبب الأعراض وموت النبات ، في حين يمكن أن يحدث فقدان الغلة غير المباشر بسبب أضرار أشعة الشمس الناجمة عن القضاء على المظلة الورقية5. لم يلاحظ أبدا التكاثر الجنسي والهياكل التناسلية المرتبطة به في F. oxysporum. ومع ذلك ، ينتج العامل الممرض نوعين من الجراثيم اللاجنسية ، micro- و macroconidia ، بالإضافة إلى هياكل البقاء على قيد الحياة الأكبر والطويلة الأجل تسمى chlamydospores ، والتي يمكن أن تعيش في التربة لسنوات عديدة6.

يتم تصنيف FOSC إلى أشكال خاصة بناء على نطاقات المضيف المرصودة ، وعادة ما تقتصر على واحد أو عدد قليل من الأنواع المضيفة1. على الرغم من أن الأبحاث الحديثة قد أشارت إلى أن هذا النوع المركب قد يكون مركبا من 15 نوعا مختلفا ، إلا أن الأنواع المعينة التي تصيب البطيخ غير معروفة حاليا7. F. oxysporum f. sp. niveum (Fon) هو اسم لمجموعات السلالات التي تصيب حصريا Citrullus lanatus أو البطيخ المستأنس 8,9. F. تظهر سلالات أوكسيسبوروم داخل معظم الأنواع المسببة للأمراض مستويات معينة من التنوع فيما يتعلق بمكوناتها الوراثية وضراوتها تجاه الأنواع المضيفة. على سبيل المثال ، قد تصيب سلالة واحدة جميع أصناف المضيف ، في حين أن سلالة أخرى قد تصيب فقط الأصناف الأكثر عرضة للإصابة. لتفسير هذا الاختلاف ، يتم تصنيف هذه المجموعات بشكل غير رسمي إلى أجناس بناء على العلاقات التطورية أو الخصائص الظاهرية المشتركة. داخل فون ، تم تمييز أربعة أجناس (0 و 1 و 2 و 3) بناء على إمراضها ضد مجموعة من أصناف البطيخ المختارة ، مع اكتشاف السباق 3 الذي حدث مؤخرا10.

على الرغم من هذا التنوع الواضح ، لا يمكن التمييز بين مورفولوجيا الجراثيم أو hyphae بين أجناس أعراق Fon ، مما يعني أن هناك حاجة إلى فحوصات جزيئية أو مظهرية لتحديد العرق الفريدللمعزول 11. حددت الأبحاث الجزيئية بعض الاختلافات الجينية. على سبيل المثال ، تمت دراسة دور المستجيبات Secreted in Xylem (SIX) لسنوات في F. oxysporum ، وتم تحديد موقع بعض هذه المستجيبات على الكروموسومات المتبادلة أثناء نقل الجينات الأفقي12. على سبيل المثال ، تم العثور على SIX6 في سباقات Fon 0 و 1 ولكن ليس في السباق 213. وقد تورطت ستة مؤثرات في إمراض F. oxysporum f. sp. lycopersici و F. oxysporum f. sp. cubense ، والتي تسبب ذبول Fusarium على الطماطم والموز ، على التوالي14،15،16،17. وقد مكن تحليل ملامح المستجيبات SIX بين سلالات F. oxysporum f. sp. spiniciae ، ممرض ذبول الفيوزاريوم على السبانخ ، من التصنيف الذي يعكس بدقة التنوع الجيني والمظهري18. ومع ذلك ، فإن الاختلافات بين آليات الضراوة في سباقات فون ليست مفهومة تماما حاليا ، وقد أظهرت الفحوصات الجزيئية التي تم تطويرها عند استخدامها نتائج غير متسقة وغير دقيقة19. لذلك ، فإن نتائج النمط الظاهري من فحوصات العدوى هي حاليا أفضل طريقة لتصنيف العزلات.

F. أوكسيسبوروم يصيب المضيفين في البداية من خلال الجذور قبل أن يشق طريقه إلى xylem20. وهذا يجعل التلقيح المباشر لجذور صنف مضيف معين طريقة فعالة لأداء كتابة العرق وهو أساس طرق التلقيح الجذري وتراجع الدرج21. عندما لا تصيب مضيف ، يقيم F. oxysporum في التربة ويمكن أن يظل نائما لسنوات. زراعة أصناف البطيخ الحساسة في التربة من حقل الاهتمام هي إحدى الطرق لاختبار وجود فون. إن توسيع هذه الطريقة لتشمل أصنافا ذات مستويات مختلفة معروفة من المقاومة في التربة الموبوءة عمدا ب Fon هو أيضا طريقة جيدة لأداء كتابة العرق (الجدول 1) وهو أساس طريقة بذر النواة الموبوءة. طريقة غمس الدرج المعدلة هي اختلاف عن طريقة غمس الدرج الأصلية التي تسمح بكتابة سباق عالية الإنتاجية حيث يمكن التحقيق في العديد من النباتات والعزلات الميدانية بسرعة22. وتشمل العوامل الهامة للفحص الحيوي السريع والناجح لكتابة العرق استخدام الأصناف التي لديها اختلافات موثقة في مقاومة الأجناس المسببة للأمراض المختلفة، وضمان أن يكون اللقاح نشطا بيولوجيا ووفيرا أثناء العدوى، والحفاظ على بيئة مواتية للممرض والمضيف على حد سواء، واستخدام نظام تصنيف متسق لشدة المرض أو حدوثه. تصف هذه الورقة طرق تراجع الجذر23,24 ، وبذر النواة الموبوءة 25,26 ، وطرق الغمس 22 المعدلة لكتابة السباق المظهره بناء على المبادئ الموضحة أعلاه.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. تحديد العرق عن طريق طريقة الجذر تراجع (RDM)

  1. إعداد البيئة التجريبية
    1. نظرا لأن التعبير عن الأعراض يعتمد بشكل كبير على الظروف البيئية ، حافظ على النباتات في منطقة خاضعة للرقابة. راقب الرطوبة النسبية ودرجة الحرارة والفترة الضوئية وشدة الضوء (الشكل 1).
      1. اضبط درجة الحرارة على 26-28 درجة مئوية ، والرطوبة النسبية على 50-75٪ ، وقم بتعيين فترة ضوئية لمدة 16 ساعة لضمان نمو النبات وصحته بشكل كاف.
        ملاحظة: لمنع نقص الأكسجة و/أو ذبول الشتلات و/أو تعفن البذور، لا تفرط في الماء أو تسمح بالمياه الراكدة حول الشتلات.
      2. استخدم مصباحين من أنابيب الفلورسنت، لكل منهما 1850 لومن على الأقل من الضوء ودرجة حرارة لون تبلغ 2800 كلفن لكل بنك من الأضواء لدعم نمو التمثيل الضوئي.
      3. حافظ على نظافة المنطقة واستخدم الممارسات الصحية ، بما في ذلك إزالة نفايات التربة وحطام النبات ، لمنع تلف الآفات والعدوى العرضية.
    2. ظروف الزراعة
      1. املأ 8 × 16 خلية (عرض 25 سم × طول 50 سم) بدءا من المسطحات بوسط الزراعة واضغط لأسفل لضغط التربة قليلا (الشكل 2).
      2. احصل على بذور الأصناف الأربعة التفاضلية: Black Diamond / Sugar Baby و Charleston Grey / Allsweet / Dixielee و Calhoun Grey و PI-296341-FR.
      3. زرع البذور مع قمتها (نهاية مدببة) تشير إلى أعلى إلى عمق يساوي طولها. بعد زرع البذور ، قم بتغطية الوسط الذي يحتوي على البذور المدفونة بأرض فولر بنسبة 100٪ أو بديل آخر من طين البنتونيت على عمق 0.3175-0.635 سم.
      4. قم برش المسطحات لترطيب الوسط دون إنشاء مياه دائمة أو مجمعة. بعد ذلك ، حافظ على رطوبة الوسائط عن طريق التغشية لمدة 20 ثانية كل 180 دقيقة ، أو الري باليد مرة واحدة يوميا حتى إنبات البذور لمدة 5 أيام تقريبا. بعد الإنبات ، الماء مرة واحدة يوميا وحسب الحاجة لدعم نمو الشتلات.
    3. الإعداد الإعلامي
      ملاحظة: كلا الوسائطين مصنوعتان من الأجار المحبب الإضافي لتمكين حصاد الجراثيم عن طريق كشط السطح.
      1. عصير V8 منقى متوسط (V8)
        1. تحضير 500 مل من عصير V8 المصفى المتوسط (V8)27 عن طريق إضافة 100 مل من عصير الخضار الأصلي V8 المصفى 100٪ مع 1٪ CaCO3 إلى 400 مل من الماء المقطر.
        2. أضف 7.5 غرام من الأجار المحبب.
        3. اخلطي المكونات جيدا ، والأوتوكلاف ، واتركيها تبرد إلى 50 درجة مئوية قبل سكبها في أطباق بتري معقمة.
      2. وسائط أجار سكر العنب البطاطس ربع القوة (qPDA)
        1. تحضير وسط qPDA عن طريق إضافة 4.5 غرام من أجار المحبب إلى 500 مل من الماء المقطر ، إضافة 3.8 غرام من أجار سكر العنب البطاطس.
        2. اخلطي المكونات جيدا ، والأوتوكلاف ، واتركيها تبرد إلى 50 درجة مئوية قبل صب 12-15 مل في أطباق بتري معقمة.
  2. إعداد العلاجات التجريبية
    1. تحضير اللقاح.
      1. بعد خمسة أيام من الزراعة (dpp) ، ضع الأقراص الورقية المخترقة (قطرها 1-1.25 سم) التي تحتوي على F. oxysporum المعزول المفضل على لوحة V8 واحدة ولوحة qPDA واحدة وتخزينها في حاضنة (~ 28 درجة مئوية) لمدة ثمانية أيام28 (الشكل 3A).
      2. في اليوم الثامن من نمو الفطريات واليوم السابق للتلقيح (انظر القسم 1.3.2) ، انقل لوحات V8 و qPDA من الحاضنة إلى خزانة السلامة الأحيائية.
      3. لكل عزلة، وزع 6 مل من الماء المعقم منزوع الأيونات على كل لوحة من لوحات ثقافة V8 وqPADA.
      4. إزاحة كونيديا عن طريق كشط موزع خلية معقمة عبر السطح المتوسط (الشكل 3B). قم بتجميع التعليق المخروطي السائل ونقله إلى أنبوب استزراع معقم سعة 50 مل (الشكل 3C).
      5. كرر هذه العملية حتى يبلغ إجمالي حجم التعليق المخروطي السائل في أنبوب الاستزراع 50 مل حوالي 12 مل.
      6. قبل الشروع في عزل آخر ، قم بتعقيم منطقة العمل وموزع الخلايا بالكحول. قم بتعقيم موزع الخلايا عن طريق تمريره عبر موقد بنسن بعد غمسه في ≥70٪ من الإيثانول.
      7. بمجرد نقل المعلقات المخروطية السائلة إلى أنابيب الاستزراع لجميع العزلات ، قم بتحديد عدد البوغ. أولا ، دوامة أنبوب زراعة فردي سعة 50 مل وتوزيع 10 ميكرولتر في كل غرفة من مقياس الدم. ثم احسب عدد الجراثيم في مقياس الدم كما هو موضح سابقا29.
      8. تحضير محلول التلقيح النهائي عن طريق نقل الحجم المحسوب ل 106 + 10٪ إلى أنبوب زراعة معقم آخر ورفع الحجم الإجمالي إلى 30 مل عن طريق إضافة ماء معقم منزوع الأيونات.
      9. قم بتخزين أنابيب الاستزراع هذه بين عشية وضحاها عند 8 ± 1 درجة مئوية.
        ملاحظة: يمكن القيام بذلك دون فقدان الجدوى المخروطية ، كما هو موضح في البيانات غير المنشورة.
  3. تلقيح
    1. تحضير التلقيح.
      1. قبل يوم التلقيح ، قم بسقي الشتلات التي يبلغ عمرها ثلاثة عشر يوما بقوة إلى القدرة على تحمل التربة.
      2. قم بتسمية الرهانات مسبقا بالمعلومات ذات الصلة ، بما في ذلك العزل المراد اختباره ، وصنف البطيخ ، وتاريخ التلقيح.
      3. ضع 6 × 12 خلية (عرض 20 سم × طول 40 سم) مسطحات من الستايروفوم ، تم تعقيمها مسبقا باستخدام 10٪ من المبيض وشطفها جيدا ، لتلقي النباتات الملقحة.
      4. وضع جميع المواد المطلوبة بحرف الجر (انظر جدول المواد).
    2. تلقيح جذور النباتات.
      1. سقي النباتات بقوة قبل عدة ساعات من بدء التلقيح. بعد 2 ساعة على الأقل من الري ، قم بإزالة النباتات من مسطحات الستايروفوم المكونة من 8 × 16 خلية وشطف جذورها لإزالة أي جسيمات مواد زراعة ملتصقة.
      2. قم بتخزين النباتات المغسولة مؤقتا في حاويات نظيفة بمياه الصنبور حتى الاستخدام ، مع الحفاظ على الأصناف منفصلة عن بعضها البعض (الشكل 4A). افصل النباتات إلى مجموعات من ستة أفراد واحتفظ بمجموعات الشتلات ملفوفة بمناشف ورقية مبللة على صينية المختبر لمنع الجفاف.
      3. ضع 25-30 سم3 من التربة في الجزء السفلي من كل خلية من صينية الستايروفوم 6 × 12 الصفيف واستخدم زجاجة بخاخ لترطيب التربة حتى تصبح رطبة بشكل واضح.
      4. قم بتلقيح النباتات وإعادة زراعتها بالترتيب وفقا للصنف ، بحيث يتم زرع Black Diamond و Charleston Grey و Calhoun Grey ثم PI 296341 01 FR من اليسار إلى اليمين.
      5. بدءا من التحكم الصحي ، ضع مجموعة من ست شتلات غير تالفة من نفس الصنف في أنابيب 50 مل التي تحتوي على اللقاح. في حالة التحكم الصحي ، استخدم ماء الصنبور بدلا من تعليق البوغ. تطعيم النباتات مع السيطرة الإيجابية (Fon race 3) الماضي.
      6. بمجرد الدخول إلى الأنبوب ، تأكد من وصول جذور النباتات وتعرضها للتلقيح (ماء الصنبور).
      7. دوامة الأنابيب مع جذور النباتات المغمورة لمدة 30 ثانية (الشكل 4B). بعد الدوامة ، ضع نبتة واحدة لكل خلية في شقق الستايروفوم 6 × 12. ضع نباتات نفس الصنف في نفس العمود في الدرج.
      8. بعد التنسيب ، قم بتعقيم أيدي القفازات عن طريق الاحتفاظ بها في دلاء من محلول الكلور المتاح بنسبة 0.7٪ لمدة 30 ثانية ، يليه شطف بماء الصنبور لمدة 1 دقيقة.
      9. بعد ذلك ، قم بتغطية النباتات الموضوعة بوسط الزراعة واضبطها بلطف. باستخدام حقنة أو ماصة ، قم بسقي النباتات بعناية مع 20 مل لكل نبات مع تجنب الرش.
      10. قبل الانتقال إلى المجموعة التالية من النباتات ، قم بتعقيم أيدي القفازات مرة أخرى باستخدام محلول الكلور وشطف ماء الصنبور.
      11. بعد إعادة زراعة جميع النباتات ، قم بسقيها مرة أخرى بالحد الأدنى لمنع الجريان السطحي للتطعيم.
      12. امسك النباتات بين عشية وضحاها في بيئة مغلقة ومظلمة بمتوسط درجة حرارة 27 درجة مئوية. في اليوم التالي ، انقل النباتات إلى الدفيئة ، مع الحفاظ على متوسط درجة الحرارة عند 27 درجة مئوية.
  4. صيانة ورعاية النباتات الملقحة
    1. لمنع فيضان المياه الزائدة ، قم بسقي المسطحات بخفة ثلاث مرات في اليوم لمدة 4-5 أيام حتى تستقر النباتات.
    2. تحقق من الصواني 2-3 مرات يوميا لمدة ثلاثة أيام على الأقل لضمان تغطية كافية وحتى للري.
    3. تجنب التجفيف بسبب أشعة الشمس أو التظليل عن طريق تدوير الشقق و / أو توفير تظليل / سقي إضافي حسب الضرورة.
    4. عند 3 ديسيبل ، قم بتخصيب النباتات بسماد سريع الإطلاق 20-20-20 (10 جم / 3.78 لتر) بمعدل 3-6 مل لكل لتر من الماء.
    5. تسميد أسبوعيا لمدة 3-4 أسابيع.
    6. حافظ على نفس الإضاءة والظروف البيئية طوال هذه الخطوة.

2. تحديد العرق بطريقة النواة الموبوءة (IKM)

  1. الإصابة بالحبات
    1. تحضير اللقاح.
      1. إما من عينة مخزنة أو تم جمعها حديثا ، قم بعزل وزراعة سلالة F. oxysporum f. sp. niveum ذات الأهمية على صفيحة من qPDA لدرجة أن نموها يغطي نصف اللوحة.
        ملاحظة: هذا يدل على أنه نشط وقابل للحياة ، وهو أمر ضروري للإصابة الكبيرة بالحبوب في خطوات لاحقة.
    2. تحضير الحبوب.
      1. على نطاق واسع ، قم بقياس 200 غرام من التوت الجاودار (Secale spp.) (أو حبات القمح Maxie var. (Triticum spp.) في أي حاوية كبيرة بما فيه الكفاية وصبها في واحد أو أكثر من قوارير Erlenmeyer الزجاجية سعة 1 لتر. أضف ماء الصنبور المعقم إلى القوارير لتغطية الحبوب بالكامل حتى 5 سم على الأقل (الشكل 5A).
      2. نقع الحبات في درجة حرارة الغرفة (~ 24 درجة مئوية) لمدة 2 ساعة. استنزاف الماء من القوارير. قم بتوصيل الفتحة بقطعة من لفائف القطن ملفوفة بالقماش القطني ؛ وتغطية الفتحة مع التفاف رقائق الألومنيوم (الشكل 5B).
    3. تطهير الحبوب. بمجرد أن تشرب الحبوب الماء ، قم بتعقيمه مرتين بطريقتين متميزتين لقتل الميكروبات الأخرى غير المرغوب فيها قبل التلقيح.
      1. خلال المرة الأولى ، قم بتعقيم الحبوب في القوارير المحضرة في دورة جاذبية (121.2 درجة مئوية ، 1.06 كجم / سم2) لمدة 1 ساعة مع 5 دقائق من وقت التجفيف. اترك القوارير لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة.
      2. قبل التعقيم في المرة الثانية ، انقل الحبوب إلى كيس صغير ينمو بالفطر مع مرشح 0.5 ميكرومتر. أخرج الهواء من الكيس ثم قم بطي البلاستيك الزائد حول الحقيبة.
      3. ضع الكيس في صندوق بلاستيكي آمن للأوتوكلاف. قم بتغطية الصندوق بغلاف رقائق الألومنيوم (الشكل 5C).
        ملاحظة: لا تستخدم صندوقا معدنيا عند تعقيم الحبوب في الأكياس، لأن ذلك قد يتسبب في ذوبان الأكياس.
      4. قم بتعقيم الصندوق على دورة الجاذبية لمدة 1 ساعة مع 5 دقائق من وقت التجفيف ، وهي نفس الدورة كما كان من قبل.
        ملاحظة: قم بتعقيم الحقيبة فقط في المرة الثانية ، وليس الأولى ، حيث قد يتعرض الفلتر والمنفذ للخطر إذا تم تعقيم الأكياس مرتين. منع التكثيف على الفلتر عن طريق السماح للأكياس أن تبرد ببطء وبشكل كامل قبل إزالتها من الأوتوكلاف لأن مرشح كيس النمو سيصبح معرضا للخطر إذا أصبح مبللا.
    4. تطعيم الحبوب.
      1. من خلال العمل مع لوحة الاستزراع والكيس في خزانة السلامة البيولوجية ، قم بقطع أقراص أجار ، قطرها 6 مم ، من منطقة النمو النشط على لوحة الاستزراع باستخدام تجويف فلين معقم # 4 أحجام. افتح الحقيبة. باستخدام تقنية معقمة صارمة ، ضع 5 أقراص أجار في الحقيبة. استخدم أسطوانة متدرجة معقمة سعة 50 مل لقياس 35 مل من ماء الصنبور المعقم وأضفها إلى الحقيبة.
      2. لف فتحة الكيس إلى حد ما ثم رش الخارج بنسبة 70٪ من الإيثانول لتعقيم السطح.
        ملاحظة: لا ترش الفلتر لأن هذه الرطوبة ستؤثر عليه أيضا.
      3. أغلق الكيس عن طريق طي الزوايا باتجاه الوسط ثم أكثر من مرتين فوق الفلتر. قم بتأمين الحقيبة بمشابك الأكياس وأنابيب الفينيل الشفافة التي توفرها الشركة المصنعة.
        ملاحظة: المشابك قابلة لإعادة الاستخدام.
      4. قم بإزالة الكيس من خزانة السلامة الأحيائية.
    5. تخزين العامل الممرض للنمو.
      1. قم بتخزين الحقيبة في وضع مستقيم. تأكد من سحب الفلتر بعيدا عن الجانب الآخر من الكيس لتمكين الحد الأقصى لتبادل الغاز (الشكل 5D).
      2. احتضان المواد في درجة حرارة الغرفة لمدة ثلاثة أسابيع تقريبا. إعادة توزيع الحبوب بانتظام لضمان نمو متساو للممرض.
        ملاحظة: الأكياس غير قابلة لإعادة الاستخدام.
  2. عدوى شتلات البطيخ بالحبوب الموبوءة
    1. مصدر بذور البطيخ كما هو موضح سابقا.
    2. تحديد المجموعات التجريبية.
      ملاحظة: السلالة (السلالات) الوحيدة من العامل الممرض المطلوب هي العزلات التي يتم اختبارها لتحديد العرق. ومع ذلك ، فإن الضوابط السلبية والإيجابية ستساعد في إجراء مقارنات مع النباتات التي لا توجد بها عدوى أو مستوى معين من العدوى.
      1. لإعداد تحكم سلبي ، استخدم حبات القمح المعقمة وفقا للطريقة المذكورة سابقا ولكن دون تلقيح.
      2. لإعداد تحكم إيجابي ، استخدم حبات القمح الملقحة بسلالة مصنفة بالفعل للمقارنة مع العزلة غير المعروفة.
    3. الجمع بين التربة والحبوب.
      1. قم بقياس 14 حبة من الحبوب الموبوءة في كيس بلاستيكي كبير (الشكل 5E). املأ الأواني البلاستيكية (قطرها 15 سم × ارتفاعها 10 سم) بمزيج الأواني لقياس كمية المزيج المطلوب. أفرغ المزيج في الحقيبة. قم بإنشاء وسادة هوائية في الكيس وقم بلفها أو إغلاقها.
      2. امزج الحبات والتربة عن طريق عكس الكيس عدة مرات. للحصول على تحكم سلبي ، قم بإجراء نفس العملية في كيس مختلف مع حبات نظيفة. للحصول على تحكم إيجابي ، قم بإجراء نفس العملية في كيس مختلف مع حبات موبوءة بسلالة المقارنة.
      3. املأ أربعة أواني معقمة على السطح بخليط التربة الموبوء. للحصول على تحكم سلبي ، ضع هذا الخليط قبل التعامل مع أي تربة ملوثة بالفونات.
    4. زرع بذور البطيخ.
      1. زرع ست بذور في كل وعاء. تأكد من أن كل وعاء يحتوي فقط على بذور من صنف واحد. ضع البذور مع نهاية قمة البذور متجهة لأعلى للسماح بالنمو السليم أثناء الظهور (الشكل 6A).
      2. باستخدام زجاجة رذاذ ، بلل الجزء العلوي من التربة 0.3-0.6 سم بالماء. ضع طبقا بلاستيكيا شفافا (قطره 15 سم) تحت وفوق كل وعاء لخلق بيئة رطبة لإنبات البذور (الشكل 6 ب).
    5. إنشاء ظروف النمو.
      1. سقي الأواني ثلاث مرات في اليوم بزجاجة رذاذ للحفاظ على التورجيدية دون الجريان السطحي حتى تنبت البذور (حوالي 5 أيام).
        ملاحظة: ستزداد كمية المياه المستخدمة مع حجم النبات وحجم الوعاء.
      2. بمجرد أن تنبت البذور ، حرك الطبق العلوي إلى الجانب السفلي من الوعاء.
      3. سقي النباتات يوميا حسب الحاجة لنمو النبات الأمثل. تعريض النباتات لفترة ضوئية مدتها 16 ساعة تحت ظروف إضاءة مماثلة لتلك الموصوفة سابقا ودرجة حرارة 27 درجة مئوية (± 1 درجة مئوية).

3. تحديد العرق عن طريق طريقة تراجع الدرج المعدلة (MTDM)

  1. إعداد المواد اللازمة للتطعيم
    1. تحديد ظروف الزراعة.
      1. املأ 48 خلية (عرض 3.68 سم × طول 5.98 سم × عمق 4.69 سم) برمال مبستر بالبخار: الخث: الفيرميكوليت (4:1:1) واضغط لأسفل لضغط التربة قليلا. ضع الإدخالات في صواني بلاستيكية (عرض 27.9 سم × طول 53.3 سم × عمق 5.1 سم).
      2. زرع البذور مع قمتها (النهاية القريبة) تشير إلى أعلى إلى عمق يساوي طولها.
      3. مصدر البذور كما هو موضح سابقا.
      4. بعد ذلك ، حافظ على رطوبة الوسائط عن طريق التغشية لمدة 20 ثانية كل 180 دقيقة أو الري باليد مرة واحدة في اليوم.
      5. بعد الإنبات (حوالي 5 أيام) ، الماء مرة واحدة في اليوم وحسب الحاجة لدعم نمو الشتلات.
    2. إعداد وسائل الإعلام.
      1. تحضير وسط qPDA عن طريق إضافة 5.625 غرام من الآجار المحبب إلى 500 مل من الماء المقطر ؛ إضافة 4.875 غرام من أجار سكر العنب البطاطا. تخلط المكونات جيدا ، والأوتوكلاف ، وتبرد إلى 50 درجة مئوية قبل سكبها في أطباق بتري معقمة. أغلق أطباق بتري باستخدام البارافيلم وخزن الأطباق في الثلاجة (4 درجات مئوية) حتى الاستخدام.
      2. لتحضير وسط المرق ، قم بوزن وإضافة 24 جم من سكر العنب البطاطس إلى زجاجة سعة 1 لتر. اجلب الخليط إلى 1000 مل عن طريق إضافة الماء المقطر إلى الزجاجة ، وضع الزجاجة على صفيحة ساخنة وحرك حتى يذوب. وزع 100 مل من المرق في قوارير Erlenmeyer سعة 250 مل. استخدم القماش القطني لإغلاق القوارير والأوتوكلاف.
    3. تحضير اللقاح.
      1. قبل سبعة أيام من الزراعة ، قم بتلقيح خمس لوحات qPDA بورق تسلل28 وتخزينها في منطقة محتضنة لمدة ثمانية أيام في دورة مظلمة 14 ساعة / 10 ساعات22.
      2. في اليوم السابع ، انقل قابسين من أجار 1 سم2 إلى كل قارورة Erlenmeyer سعة 250 مل تحتوي على 100 مل من سكر العنب البطاطا. ضع قوارير Erlenmeyer على شاكر على الطاولة عند 200 دورة في الدقيقة لمدة 7 أيام في دورة ضوئية / مظلمة لمدة 14 ساعة / 10 ساعات.
      3. في يوم التلقيح (بعد 14 يوما من البذر) ، قم بحصاد الجراثيم عن طريق تصفية اللقاح من خلال أربع طبقات من القماش القطني المعقم.
      4. حدد تركيز microconidial في القوارير باستخدام مقياس الدم كما هو موضح سابقا. قم بإعداد معلق تلقيحي سعة 7 لتر في حوض بلاستيكي (عرض 40.6 سم × طول 67.3 سم × عمق 16.8 سم) عن طريق نقل الحجم الصحيح لتعليق البوغ إلى ماء معقم للحصول على تركيز بوغ نهائي من 1 × 106 مل −1 (الشكل 7A).
  2. تلقيح
    1. بعد أربعة عشر يوما من البذر (على الأقل أول مرحلة حقيقية للأوراق) ، انقل إدخالات الخلية مع الشتلات إلى صواني شبكية (عرض 26.9 سم × طول 53.7 سم × عمق 6.28 سم). ضع الصواني الشبكية بلطف مع الشتلات في حوض بلاستيكي يحتوي على تعليق التلقيح سعة 7 لترات. قم بتلقيح كل صينية واحدة تلو الأخرى (الشكل 7B).
    2. اسمح للشتلات بالبقاء في اللقاح دون إزعاج لمدة 15 دقيقة. بعد 15 دقيقة ، انقل برفق إدخالات الخلية التي تحتوي على الشتلات الملقحة إلى صواني خالية من الثقوب (عرض 27.9 سم × طول 53.3 سم × عمق 5.1 سم). كرر هذه العملية لكل درج.
    3. ضع الصواني الخالية من الثقوب على مقعد الدفيئة والماء حسب الحاجة. الحفاظ على نفس الإضاءة والظروف البيئية كما هو موضح للفحص الحيوي لتراجع الجذر.

4. تصنيف المرض

  1. حدد الفواصل الزمنية للتقييم.
    1. بالنسبة لطرق غمس الجذر وطرق غمس الدرج المعدلة ، ابدأ في التصنيف بعد أسبوع واحد من تلقيح النباتات واستمر أسبوعيا لمدة أربعة أسابيع أخرى.
      ملاحظة: ستشمل مجموعة البيانات المجمعة خمس مجموعات من الملاحظات خلال هذه الفترة.
    2. أثناء استخدام طريقة kernel ، ابدأ التقييمات فقط بمجرد ظهور الشتلات وتستمر أسبوعيا لما مجموعه ستة تقييمات.
  2. مراقبة وحساب الحدوث.
    1. خلال كل تصنيف، التقط صورا رقمية لتوثيق تقدم المرض.
    2. الإبلاغ عن حدوث الذبول وموت النبات. احسب معدل الإصابة عن طريق أخذ مجموع النباتات التي تظهر عليها الأعراض مقارنة بالسيطرة الصحية وعدد النباتات الميتة كنسبة من إجمالي عدد النباتات في هذا الصنف.
  3. تحليل النتائج. قارن أنماط العدوى بين الأصناف وبين مجموعات التجارب إذا تم استخدام عناصر التحكم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تساعد هذه التجارب في تحديد المقاومة النسبية للأصناف المزروعة بشكل شائع (الجدول 1). ويمكن بعد ذلك استخدام هذه المعلومات لتوجيه توصيات الإدارة استنادا إلى مجموعات فون. بمعنى آخر ، إذا كان من المعروف أن العرق 0 أو 1 موجود في حقل تجاري ، فقد يميل المزارع إلى زراعة مجموعة متنوعة "مقاومة" مثل Calhoun Gray أو Sunsugar أو ما يعادلها. تظهر نتائج المقايسات الحيوية باستخدام جميع الطرق أنه عندما أصيبت الشتلات بعزل Race 1 ، مات صنفا Black Diamond و Charleston Grey أو أظهرا أعراضا خطيرة ، في حين أظهر صنفا Calhoun Grey...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تقديم ثلاث طرق لكتابة العرق. كل من هذه الطرق هي الأنسب لأسئلة معينة وظروف تجريبية. ربما تكون طريقة تلقيح النواة الموبوءة (الإصابة بالتربة) أبسط وأكثر وضوحا ، مما يجعلها مفيدة بشكل خاص لتقييم الإمراض30. يعد استخدام هذه الطريقة لكتابة السباق البسيطة فعالا للغاية. ومع ذلك ، فإن تطبيق الطريقة لتحديد مقاومة صنف معين قد يكون تحديا ، بالنظر إلى أن كل نبات قد لا يواجه نفس الدرجة من العدوى أو التعرض ، وقد تكون هناك حاجة إلى مستويات عالية من المرض لاختبار مقاومة الأصناف ذات الاهتمام. هذا هو الحال لأن الت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويعلن صاحبا البلاغ أنه ليس لديهما مصالح مالية منافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نود أن نشيد بالدكتور علي ومختبر التشخيص الجزيئي النباتي وكذلك الدكتور بينغشنغ جي في جامعة جورجيا ، الذي ساعدت قيادته ودعمه في إنشاء برنامج Fon الخاص بنا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
100٪ أكمل" s الأرضسيجما ألدريتشF200-5KG
1 لتر زجاج Erlenmeyer قارورةPYREX4980-1L
15 مل أنابيب الصقرفيشر Scientific14-959-49B
50 مل أسطوانة متدرجةمختبر السلامة41121805
50 مل أنابيب Eppendorf المخروطيةفيشر Scientific05-413-921
غلافرقائق الألومنيومرينولدز راب720
مبيضوول مارت587192290
بنسن الموقدفيشر ساينتفيك03-391-301
CaCO3< / sub>sigma-Aldrichموزعات خلايا 239216
فيشر ساینتفيك08-100-11
خدمات القماش القطنيليونز ، إنك8305-01-125-0725
أطباق بلاستيكيةشفافة Visions Wave999RP6CLSS~ 15 سم قطر
فينيل شفافة لمشابك كيس الفطر ShroomSupply6 "للحقيبة الصغيرة ، 8" للحقيبة المتوسطة ، 10 "للحقيبة
الكبيرة كرات القطنFisherbrand22-456-885معقم
الإيثانولفيشر الكيميائيةA4094100٪ ، ثم امزجها مع الماء لصنع 70٪ للاستخدام
أضواء أنبوب فلورسنتMaxLumeModel T52800 K درجة حرارة اللون ، 24 بوصة أو 48 بوصة
طويلة حبيبات أجارVWR International90000-786
زجاجة رذاذ محمولة باليدواحدة24122002~ 0.95 لتر
مقياس الدمفيشر Scientific02-671-55Aصواني
مختبر مقياس الدم ذات غرفتينفيشر ساينتفيك15-236-2A
أكياس بلاستيكية كبيرة وقابلة للغلقZiploc43080538 سم × 38 سم
مستر / علبة سقيBar5FB10H22
كيس فطر مشبكShroom Supply6 "للحقيبة الصغيرة ، 8" للحقيبة المتوسطة ، 10 "للحقيبة الكبيرة
قفازات النتريلفيشر Scientific19-130-1597D
عضوي توريدShroom أكياس 0.5 جالون أو 25 رطلا
P1000 ماصة ونصائحفيشر ساينتفيك14-388-100
أطباق بتريفيشربراندFB0875713دائري ، قطر 100 مم ، ارتفاع 15 مم
وسائط زراعةجولي جاردنربرو لاين إبريق بلاستيكي C / B
العلامة التجاريةTechUX06008501 لتر أو أكبر
أواني زراعة بلاستيكيةNeo / SCI01-1177~ 15 سم قطرها وارتفاع ~ 10 سم
صندوق بلاستيكي آمن للأوتوكلافThermo ScientificUX06010223 لتر
ربع قوة البطاطس سكر العنب أجار وسائل الإعلامCole-ParmerUX1420028استخدم المسحوق مع وصفة مقياس التوازن العلمي QPDA
، بالقياس بغرامOhaus30208458أي مقياس دقيق يمكنه حمل وقياس 200 جرام سيعمل
بحجم # 4 تجويف الفلينCole-ParmerNC9585352
كيس نمو الفطر الصغيرShroom Supply0.5 ميكرون مرشح ، يأتي أيضا بأحجام متوسطة وكبيرة
مجرفة التربةوول مارت563876946
شقق الستايروفوم (6 × 12 خلية)SpeedlingModel TR72A
الستايروفوم (8 × 16 الخلايا)حقنة Speedling Model TR128A
(5 أو 10 مل) مؤقتفيشر Scientific14-829-19C
WalmartTM-01
V8 عصير خضروات أصلي 100٪وول مارت564638212
دوامةفيشر Scientific02-215-418
بذور البطيخ - بلاك دايموندويلهايت سيد 17
بذور البطيخ - شركة كالهون جرايهولمز للبذور4440
بذور البطيخ - نباتات تشارلستون جرايبوني7.15339E + 11
بذور البطيخ - PI 296341-FRاتصل بالمؤلفيناتصل بالمؤلفين
حبات القمح (ماكسي فار.) (اختياري) تغذيةمقاطعة ألاتشوا & بذرة
أنابيب قدرة التوت الجاودار شقق

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Edel-Hermann, V., Lecomte, C. Current status of Fusarium oxysporum formae speciales and races. Phytopathology. 109 (4), 512-530 (2019).
  2. Everts, K. L., Himmelstein, J. C. Fusarium wilt of watermelon: Towards sustainable management of a re-emerging plant disease. Crop Protection. 73, 93-99 (2015).
  3. Martyn, R. Cucurbitaceae 2012. Proceedings of the Xth EUCARPIA Meeting on Genetics and Breeding of Cucurbitaceae. , University of Cukurova, Ziraat Fakultesi. Antalya, Turkey. 136-156 (2012).
  4. Roberts, P., Dufault, N., Hochmuth, R., Vallad, G., Paret, M. [PP352] Fusarium wilt (Fusarium oxysporum f. sp. niveum) of watermelon. EDIS. 2019 (5), 4(2019).
  5. Keinath, A. Integrated management for Fusarium wilt of watermelon. Land-Grant Press by Clemson Extension, LGP 1022. , Available from: http://lgpress.clemson.edu/publication/integrated-management-for-fusarium-wilt-of-watermelon (2019).
  6. Costa, A. E. S., et al. Resistance to Fusarium wilt in watermelon accessions inoculated by chlamydospores. Scientia Horticulturae. 228, 181-186 (2018).
  7. Lombard, L., Sandoval-Denis, M., Lamprecht, S. C., Crous, P. Epitypification of Fusarium oxysporum-clearing the taxonomic chaos. Persoonia: Molecular Phylogeny and Evolution of Fungi. 43, 1(2019).
  8. Martyn, R. D. Fusarium wilt of watermelon: 120 years of research. Horticultural Reviews. 42 (1), 349-442 (2014).
  9. Zhou, X., Everts, K. Characterization of a regional population of Fusarium oxysporum f. sp. niveum by race, cross pathogenicity, and vegetative compatibility. Phytopathology. 97 (4), 461-469 (2007).
  10. Zhou, X., Everts, K., Bruton, B. Race 3, a new and highly virulent race of Fusarium oxysporum f. sp. niveum causing Fusarium wilt in watermelon. Plant Disease. 94 (1), 92-98 (2010).
  11. Leslie, J. F., Summerell, B. A. The Fusarium laboratory manual. , John Wiley & Sons. (2008).
  12. Lo Presti, L., et al. Fungal effectors and plant susceptibility. Annual Review of Plant Biology. 66, 513-545 (2015).
  13. Niu, X., et al. The FonSIX6 gene acts as an avirulence effector in the Fusarium oxysporum f. sp. niveum-watermelon pathosystem. Scientific Reports. 6 (1), 1-7 (2016).
  14. Lievens, B., Houterman, P. M., Rep, M. Effector gene screening allows unambiguous identification of Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici races and discrimination from other formae speciales. FEMS Microbiology Letters. 300 (2), 201-215 (2009).
  15. Houterman, P. M., Cornelissen, B. J., Rep, M. Suppression of plant resistance gene-based immunity by a fungal effector. PLoS Pathogens. 4 (5), 1000061(2008).
  16. Houterman, P. M., et al. The effector protein Avr2 of the xylem-colonizing fungus Fusarium oxysporum activates the tomato resistance protein I-2 intracellularly. The Plant Journal. 58 (6), 970-978 (2009).
  17. Czislowski, E., et al. Investigation of the diversity of effector genes in the banana pathogen, Fusarium oxysporum f. sp. cubense, reveals evidence of horizontal gene transfer. Molecular Plant Pathology. 19 (5), 1155-1171 (2018).
  18. Batson, A. M., Fokkens, L., Rep, M., du Toit, L. J. Putative effector genes distinguish two pathogenicity groups of Fusarium oxysporum f. sp. spinaciae. Molecular Plant-Microbe Interactions. 34 (2), 141-156 (2021).
  19. Keinath, A. P., DuBose, V. B., Katawczik, M. M., Wechter, W. P. Identifying races of Fusarium oxysporum f. sp. niveum in South Carolina recovered from watermelon seedlings, plants, and field soil. Plant Disease. 104 (9), 2481-2488 (2020).
  20. Gordon, T. R. Fusarium oxysporum and the Fusarium wilt syndrome. Annual Review of Phytopathology. 55, 23-39 (2017).
  21. Martyn, R., Netzer, D. Resistance to races 0, 1, and 2 of Fusarium wilt of watermelon in Citrullus sp. PI-296341-FR. HortScience. 26 (4), 429-432 (1991).
  22. Meru, G., McGregor, C. Genotyping by sequencing for SNP discovery and genetic mapping of resistance to race 1 of Fusarium oxysporum in watermelon. Scientia Horticulturae. 209, 31-40 (2016).
  23. Freeman, S., Rodriguez, R. A rapid inoculation technique for assessing pathogenicity of Fusarium oxysporum f. sp. niveum and F. o. melonis on cucurbits. Plant Disease. 77 (12), 1198-1201 (1993).
  24. Martyn, R. Fusarium oxysporum f. sp. niveum race 2: A highly aggressive race new to the United States. Plant Disease. 71 (3), 233-236 (1987).
  25. Lai, X., et al. Evaluating inoculation methods to infect sugar beet with Fusarium oxysporum f. Beat and F. secorum. Plant Disease. 104 (5), 1312-1317 (2020).
  26. Kirk, W., et al. Optimizing fungicide timing for the control of Rhizoctonia crown and root rot of sugar beet using soil temperature and plant growth stages. Plant Disease. 92 (7), 1091-1098 (2008).
  27. Ferguson, A., Jeffers, S. Detecting multiple species of Phytophthora in container mixes from ornamental crop nurseries. Plant Disease. 83 (12), 1129-1136 (1999).
  28. Fong, Y., Anuar, S., Lim, H., Tham, F., Sanderson, F. A modified filter paper technique for long-term preservation of some fungal cultures. Mycologist. 14 (3), 127-130 (2000).
  29. Rice, W. N. The hemocytometer method for detecting fungus spore load carried by wheat. Proceedings of the Association of Official Seed Analysts of North America. 31, 124-127 (1939).
  30. Kleczewski, N. M., Egel, D. S. A diagnostic guide for Fusarium wilt of watermelon. Plant Health Progress. 12 (1), 27(2011).
  31. Dhingra, O. D., Sinclair, J. B. Basic plant pathology methods. , CRC Press. (2017).
  32. Latin, R., Snell, S. Comparison of methods for inoculation of muskmelon with Fusarium oxysporum f. sp. melonis. Plant Disease. 70 (4), 297-300 (1986).
  33. Martyn, R. An iInitial survey of the United States for races of Fursarium oxysporum f. HortScience. 24 (4), 696-698 (1989).
  34. Zhou, X., Everts, K. Races and inoculum density of Fusarium oxysporum f. sp. niveum in commercial watermelon fields in Maryland and Delaware. Plant Disease. 87 (6), 692-698 (2003).
  35. Fulton, J. C., et al. Phylogenetic and phenotypic characterization of Fusarium oxysporum f. sp. niveum isolates from Florida-grown watermelon. PLoS One. 16 (3), 0248364(2021).
  36. Zhou, X., Everts, K. Quantification of root and stem colonization of watermelon by Fusarium oxysporum f. sp. niveum and its use in evaluating resistance. Phytopathology. 94 (8), 832-841 (2004).
  37. Nutter, F. W., Esker, P. D., Netto, R. A. C. Disease assessment concepts and the advancements made in improving the accuracy and precision of plant disease data. European Journal of Plant Pathology. 115 (1), 95-103 (2006).
  38. Nutter, F., Gleason, M., Jenco, J., Christians, N. Assessing the accuracy, intra-rater repeatability, and inter-rater reliability of disease assessment systems. Phytopathology. 83 (8), 806-812 (1993).
  39. Chiang, K. -S., Bock, C. H., Lee, I. -H., El Jarroudi, M., Delfosse, P. Plant disease severity assessment-how rater bias, assessment method, and experimental design affect hypothesis testing and resource use efficiency. Phytopathology. 106 (12), 1451-1464 (2016).
  40. Nita, M., Ellis, M., Madden, L. Reliability and accuracy of visual estimation of Phomopsis leaf blight of strawberry. Phytopathology. 93 (8), 995-1005 (2003).
  41. Zhang, Z., Zhang, J., Wang, Y., Zheng, X. Molecular detection of Fusarium oxysporum f. sp. niveum and Mycosphaerella melonis in infected plant tissues and soil. FEMS Microbiology Letters. 249 (1), 39-47 (2005).
  42. Lin, Y. -H., et al. Development of the molecular methods for rapid detection and differentiation of Fusarium oxysporum and F. oxysporum f. sp. niveum in Taiwan. New Biotechnology. 27 (4), 409-418 (2010).
  43. van Dam, P., de Sain, M., Ter Horst, A., vander Gragt, M., Rep, M. Use of comparative genomics-based markers for discrimination of host specificity in Fusarium oxysporum. Applied and Environmental Microbiology. 84 (1), 01868(2018).
  44. Baayen, R. P., et al. Gene genealogies and AFLP analyses in the Fusarium oxysporum complex identify monophyletic and nonmonophyletic formae speciales causing wilt and rot disease. Phytopathology. 90 (8), 891-900 (2000).
  45. O'Donnell, K., Kistler, H. C., Cigelnik, E., Ploetz, R. C. Multiple evolutionary origins of the fungus causing Panama disease of banana: concordant evidence from nuclear and mitochondrial gene genealogies. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (5), 2044-2049 (1998).
  46. Laurence, M., Summerell, B., Liew, E. Fusarium oxysporum f. sp. canariensis: evidence for horizontal gene transfer of putative pathogenicity genes. Plant Pathology. 64 (5), 1068-1075 (2015).
  47. Hudson, O., et al. Marker development for differentiation of Fusarium oxysporum f. sp. Niveum race 3 from races 1 and 2. International Journal of Molecular Sciences. 22 (2), 822(2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة