مقالة منهجية

إصابة الأعصاب الطرفية الرضحية في الفئران

1.9K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/63551

⸱

مارس 25, 2022

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Korea University Guro Hospital, 2Department of Orthopaedics and Rehabilitation, Center for Orthopaedics and Translational Science, The Pennsylvania State University College of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف البروتوكول الحالي إصابات الأعصاب الطرفية الرضحية (TPNIs) ، بما في ذلك السحق المعاير بدقة ، والتمزق المحاذاة والمنحرفة بدقة ، بالإضافة إلى الفجوات المطعمة وغير المطعمة في العصب الوركي في الفئران. تم تطوير أجهزة استشعار مصممة خصيصا لقياس صدمة الأعصاب ، المستحثة بالأدوات المتاحة بشكل شائع لضمان نتائج ما بعد TPNI القابلة للتكرار.

الملخص

إصابة الأعصاب الطرفية الرضحية (TPNI) هي سبب شائع للمراضة بعد صدمة العظام. لطالما كانت الطرق القابلة للتكرار والدقيقة لإصابة الأعصاب والعضلات المنكسرة هدفا في أبحاث الجهاز العضلي الهيكلي. تعاني العديد من الأطراف المصابة بصدمة عصبية تحدد نتيجة المريض على المدى الطويل. على مدى عدة سنوات ، تم تطوير طرق دقيقة لإنتاج إصابات الأعصاب الجراحية المجهرية ، بما في ذلك السحق والتمزقات وتطعيم الفجوة العصبية ، مما يسمح بتقييمات النتائج القابلة للتكرار. علاوة على ذلك ، يتم إنشاء طرق أحدث لإصابات السحق المعايرة التي توفر ارتباطات ذات صلة سريريا بالنتائج المستخدمة لتقييم المرضى من البشر. تسمح مبادئ الحد الأدنى من التلاعب لضمان انخفاض التباين في إصابة الأعصاب بإضافة المزيد من إصابات الأنسجة المرتبطة إلى هذه النماذج. وهذا يشمل سحق العضلات المباشر والمكونات الأخرى لإصابة الأطراف. أخيرا ، فإن تقييم الضمور والتحليل الدقيق للنتائج السلوكية يجعل هذه الأساليب حزمة كاملة لدراسة الصدمات العضلية الهيكلية التي تتضمن بشكل واقعي جميع عناصر إصابة الأطراف الرضحية البشرية.

المقدمة

إصابة الأعصاب الطرفية الرضحية (TPNI) هي سبب شائع للمراضة بعد صدمة العظام1،2،3. سنويا ، يعاني ما يقرب من 3٪ من مرضى الصدمات من إصابة الأعصاب1،4 ، بمعدل حدوث 3،50،000 حالة5 ، مما أدى إلى 50،000 إصلاح جراحي6. تحدث TPNIs في نطاق واسع من الشدة ، ويعتمد التعافي الوظيفي بشكل مباشر على نوع وشدة هذه الإصابات7،8،9. الصدمات الأقل شدة (على سبيل المثال ، السحق الخفيف ، التمزق غير المكتمل ، إلخ) ستصيب غمد المايلين والمحاور أولا ، في حين أن القوى الأكثر شدة (على سبيل المثال ، السحق الشديد ، التمزقات الكاملة ، إلخ) ستعطل أنسجة العصب الضام. على سبيل المثال ، العصبية الداخلية ، والعشاء العصبي ، و epineurium بالإضافة إلى المايلين والمحاور1،10. يأمل المرضى الذين يعانون من TPNI أن تعود وظيفة الأعصاب في النهاية ، وسيتم عكس ضمور العضلات. لم تقدم عقود من البحث علاجات دقيقة لتعزيز أو ضمان الشفاء التام على الرغم من التقدم في إجراءات العلاج11،12.

لن تلتئم عمليات القطع العصبية بدون إصلاح جراحي ، والذي يتم إجراؤه غالبا تحت المجهر. عادة ما يتم إجراء الإصلاحات من طرف إلى طرف ، مع بذل جهد لضمان عدم تعرض موقع الإصلاح لأي توتر. يستخدم تطعيم الأعصاب للتأكد من أن الإصلاحات غير مشدودة13،14. على الرغم من الأساليب المتقدمة على ما يبدو المستخدمة في هذه الإصلاحات ، إلا أن الاسترداد الوظيفي غير مثير للإعجاب بشكل عام11،12. غالبا ما تكون إعادة التأهيل غير مكتملة وغير مرضية. يتطلب التعافي الوظيفي الأمثل تجديد المحاور لعبور موقع الإصابة (الجسر العصبي) وتعصيب العضو المستهدف. هذه العمليات معقدة بسبب التوجيه الخاطئ المحوري أو توقف النمو ، مما يؤدي إلى ضمور العضلات والفشل في نهاية المطاف في استعادة15،16،17،18. لقد ثبت أن النتائج الوظيفية بعد إصلاح الأعصاب (على سبيل المثال ، الخياطة من طرف إلى طرف ، والتطعيم المتساوي ، وما إلى ذلك) تعتمد على دقة التثبيت الحزمي19،20. وبالتالي ، فإن الاتجاه الصحيح لجذوع الأعصاب المنقولة وحزم العصاب أمر بالغ الأهمية في إصلاح الأعصاب ، والتي بدونها يمكن توقع الانتعاش الوظيفي الضعيف حتى مع التجديد المحوري الأمثل. يعد إصلاح الخيوط بالجراحة المجهرية في حد ذاته عملية مؤلمة ، ولم يحدث سوى القليل من حيث الأساليب الجديدة لتحسين النتائج بشكل كبير. يفتقر المجال إلى نماذج حيوانية قابلة للتكرار لقطع الأعصاب ، مما يؤدي إلى فجوات يمكن التنبؤ بها تسمح بقياسات استرداد موثوقة على المستوى الوظيفي والأنسجة. مثل هذه الأساليب ، إذا كانت متاحة ، ستسمح بتوصيف تجديد الأعصاب دون مشاكل التغيرات المتغيرة في الأوعية الدموية العصبية وضمور ما بعد إزالة التعصيب21،22. تسعى العديد من المجموعات إلى استخدام نماذج أفضل تحد من هذا النوع من التباين. تتمثل إحدى الطرق في التأكد من أن إصلاحات الأعصاب يتم التلاعب بها إلى الحد الأدنى ، وأن جذوع الأعصاب متعارضة تماما.

يتم تحقيق ذلك بشكل أفضل باستخدام تقنية قطع الأعصاب المحيطية الموحدة التي تسمى القطع التدريجي وغراء الفيبرين (STG). يتم تأمين الإصلاحات في نموذج STG هذا بغراء الفيبرين ، ويتم توحيد مسافات الفجوة وتقليلها21,22. يتم استخدام غراء الفيبرين نفسه في البشر لهذه الإصلاحات ، على الأرجح لنفس الأسباب ، إلى جانب آثاره المفيدة على تكوين ندبة ما بعد الإصلاح23،24. مفتاح الطريقة الحالية هو أن إصلاح العصب يبدأ قبل اكتمال التمزق ، مما يضمن نمط إصابة ثابت. أظهرت هذه الطريقة الحالية قواسم مشتركة وثيقة مع الفيزيولوجيا المرضية المميزة لقطع الأعصاب مع خياطة العصب القياسية الذهبية ، ولم يلاحظ التأثير السلبي لغراء الفيبرين على تجديد الأعصاب. يؤدي إصلاح قطع العصب الوركي باستخدام غراء الفيبرين في الفئران إلى تحسين استطالة المحور العصبي مقارنة بتجديد العصب المبكر عن طريق الخياطة ، وتتوافق هذه النتائج مع STG. يستفيد STG أيضا من مبدأ الحد الأدنى من التلاعب ، حيث لا يتم لمس العصب أبدا لوضع الخياطة21. هذا يوحد بشكل فعال صدمة الأعصاب المرتبطة بالإصلاح في النموذج. تم استخدام مبادئ مماثلة للتحقيق في المحاذاة عن طريق قلب العصب قبل لصق22. سمح ذلك بمقارنة مباشرة لإصابات الأعصاب حيث ساهم نفس القدر تقريبا من التلاعب في الاختلافات في المحاذاة دون زيادة الفجوة أو الصدمة. سهل هذا الفحص المباشر لتأثير المحاذاة على التغيرات العصبية الوعائية الناجمة عن إصابةالأعصاب 21،22 ، وضمور العضلات21،22 ، والتعافي الوظيفي21،22. التحقيق الحالي هو كل ما يسمح بدراسة جذوع الأعصاب المنحرفة بشكل هادف ودقيق.

معظم الأعصاب في TPNI غير مقطوعة ، وليس لديها فجوة أو عيب ، ويبدو أنها قادرة على التعافي ، ومع ذلك في العديد من هذه الحالات ، تظل الأطراف مختلة بشكل دائم بسبب إصابات الأعصاب والتدخلات المربكة. عادة ما يتم إجراء TPNIs التجريبية على إصابات سحق العصب الوركي للقوارض (SNCIs) باستخدام محركات إبرة القفل (NDs) أو الملقط أو الأجهزة المماثلة ، وجراح متمرس لإنشاء إصابة سحق دقيقة وقابلة للتكرار25،26،27،28،29،30. تعتمد نماذج SNCI على دقة المشغل الفطرية للحد من تباين الضغط ، ولكن لا يتم قياس ذلك بشكل صريح. ينتج عن هذا التباين بين والدراسات ، مع عدم وجود إرشادات واضحة حول الضغط الموحد. وبالتالي من المتوقع أن تكون القدرة على تقديم سلسلة متماسكة ودقيقة من الإصابات بدقة والإبلاغ عنها بدقة بشدة مختلفة معروفة قد تفيد مجال TPNI. يمكن أن يوفر النموذج المثالي SNCI لشدة إصابة الأعصاب المعروفة لكل من قبل أي مختبر أو باحث من أجل دراسة حقيقية بين الجهازين وقابلية تكرار الجهاز. لمعالجة هذا النقص ، تم إنشاء جهاز رقمي معاير فريد يحتوي على مقاوم حساس للقوة (FSR) ، بارع في الإبلاغ عن الضغط (في الوقت الفعلي) المطبق على العصب. ثم تم اختبار هذا الجهاز للتأكد من قابلية تكرار ضغوط إصابة السحق المختلفة التي يتم نشرها بواسطة أنواع مختلفة من الملقط و NDs31.

أخيرا ، تم تطوير طريقة محددة لمعالجة الفجوات في العصب32. يتم إحداث الفجوات العصبية في الأدبيات عن طريق إزالة قسم عصبي ثم إصلاحه مرة أخرى في العيب13،33،34. غالبا ما يتفاقم التلاعب المطلوب لهذا الإجراء الجراحي بالخياطة ، وتتراجع جذوع العصب بشكلمتغير 21،32،34. كان يعتمد على المنطق القائل بأن استخدام ترقيع الأعصاب المتساوية الحجم ، فإن تراجع جذع العصب لن يمثل مشكلةأبدا 32. تطلبت الطريقة العملية المتزامنة على حيوانين أو ثلاثة في وقت واحد ، مع أخذ طعم 7 مم لوضعه في عيب 5 مم ناتج عن آخر. ثم تم استخدام حجم العيب للحيوان الثاني لتطعيم عيب أصغر في آخر إذا لزم الأمر. نتج عن ذلك طريقة شاملة للجراحة المتزامنة لتطعيم العيوب بأعصاب المتبرعين التي تكون دائما أكبر من عيب العصب لضمان إصلاح بدون توتر. بالاقتران مع متطلبات الحد الأدنى من التلاعب ، يوفر هذا وسيلة لدراسة طول الكسب غير المشروع مباشرة في الزاوية دون فجوات غير متماثلة في الكسب غير المشروع المنتشرة في كل مكان في الأدبيات20،32،34.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على التصميم التجريبي والبروتوكولات الحيوانية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه (IACUC) في كلية الطب بجامعة ولاية بنسلفانيا. تم استخدام الفئران الذكور C57BL / 6J البالغة ، البالغة من العمر 10 أسابيع ، ووزنها 20-25 جم ، في الدراسات. تم إيواء في منشأة في ظل ظروف إدارة حيوانية معقمة ، وتم تأقلمها قبل 5 أيام على الأقل من إجراء الدراسات.

1. تحضير

  1. قم بتخدير بعمق باستخدام مزيج من الكيتامين (100 مجم / كجم) والزيلازين (10 مجم / كجم) عن طريق الحقن داخل الصفاق باستخدام إبرة 26 جم.
  2. احلق الطرف الخلفي الأيمن وأسفل الظهر للحيوانات باستخدام أداة تشذيب ثم نظف بالكحول المحضر بمحلول بوفيدون واليود بنسبة 10٪ باستخدام أدوات تطبيق معقمة ذات رؤوس قطنية (انظر جدول المواد).
  3. ضعي مرهم تشحيم العين على العينين باستخدام أدوات تطبيق معقمة ذات رؤوس قطنية لتجنب جفاف العينين.
  4. بعد التحضير ، ضع على وسادة تسخين منزلية (انظر جدول المواد) للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية.
  5. قم بلصق الأطراف الخلفية للفئران على وسادة التسخين وضعها بعناية بشكل متماثل بحيث يصنع مفصل الركبة زاوية قائمة مع الجسم.
  6. تعقيم جميع الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم ثم وضعها على الوسادة المعقمة.
    ملاحظة: يجب على الجراح ارتداء قناع معقم وثوب وقفازات قبل إجراء العمليات الجراحية.

2. توليد نموذج إصابة الأعصاب الطرفية الرضحية (TPNI)

  1. بعد التحضير ، قم بعمل شق جانبي في الجلد (~ 2 سم) على طول عظم الفخذ باستخدام مقص ومجهر مجهر مجهر تكبير استريو دقيق (انظر جدول المواد).
  2. كشف العصب الوركي (SN) بصراحة من خلال الشريط الحرقفي الظنبوبي باستخدام مقص تشريح وملقط جراحي مجهري. تجنب أي ضرر ميكانيكي علاجي المنشأ ل SN.
  3. أغلق الجلد بدبابيس جراحية بعد جراحات TPNI (الخطوات 4-9). يتم تطبيق البوبرينورفين بطيء الإطلاق (0.05 ملغم/كغ) تحت الجلد لجميع كمسكن.
  4. قم بإجراء إصابة سحق العصب الوركي (SNCI) باتباع الخطوات أدناه.
    1. ضع SN حوالي 3 مم بالقرب من التشعب الثلاثي في الشكل المسطح بين أطراف الملقط (الشكل 1 أ).
      ملاحظة: يجب توخي الحذر الشديد لتجنب تشوه الوضع، مما يؤدي إلى اختلافات في النتائج التجريبية بين/المجموعات.
    2. قم بإجراء SNCI باستخدام ملقط معاير ورقصات ألومنيوم مخصصة (الشكل 1C) 31،35 لينتج عنه ضغط معين على عرض ثابت (3.5 مم).
      ملاحظة: تم ذكر تفاصيل جهاز مستشعر الضغط الرقمي ل SNCI باستخدام ملقط معاير ورقص مملة مخصصة في تقاريرنا المنشورةسابقا 31،35. تم صنع الرقصات المخصصة عن طريق ثقوب مملة في قطع صغيرة من الألومنيوم. تم التأكيد على أن هذه الرقصات تنتج ضغوطا محددة باستخدام مستشعر ضغط رقمي ، باستخدام الأجزاء والمواصفات المتاحة للجمهور والموصوفة سابقا31،35.
    3. بعد تحديد الموضع ، ادفع الرقصة برفق للوصول إلى الكتلة الموجودة على الملقط ، وبعد 30 ثانية ، حرر الرقصة ببطء وتأكد من الإصابة من خلال البنية المتغيرة للعصب (الشكل 1 ب).
      ملاحظة: تؤكد التغيرات الهيكلية للعصب درجة شدة الإصابة. يمكن التحقق من ذلك باستخدام الفحص المجهري في قضايا المحاكمة.
    4. بعد SNCI ، دفن العصب بين العضلات بعناية لتجنب إصابة علاجي المنشأ من قبل الجراح.
      ملاحظة: كانت إصابات السحق الناجمة عن الملقط المعاير دقيقة وموثوقة وقابلة للتكرار ، والتي تم إنشاؤها باستخدام جهاز مستشعر ضغط الضغط الدقيق31 (الشكل 1 د). تم تصوير المسار الزمني لضغط إصابة السحق في الوقت الفعلي بواسطة رقصة مختلفة باستخدام ملقط في الشكل 2 أ ، ب.
  5. أداء التقسيم والغراء (TG).
    1. قم بتحويل SN بالكامل ~ 3 مم القريب من تشعب SN باستخدام مقص تشريح.
    2. بعد التشريح ، قم بإصلاح الفجوة العصبية على الفور عن طريق وضع 10 ميكرولتر من غراء الفيبرين (انظر جدول المواد) حول موقع القطع للحد من المزيد من الإزاحة لنهايات الأعصاب المقطوعة. كان وقت تخثر غراء الفيبرين ~ 15 ثانية.
      ملاحظة: كانت فجوة SN غير منضبطة وعشوائية بعد القطع بسبب التراجع ، والذي قد يكون متغيرا للنتيجة الناتجة.
  6. قم بإجراء القطع التدريجي والغراء (STG).
    1. قم بتحويل SN بشكل غير كامل (80٪ من عرضه) ~ 3 مم قريب من تشعب SN باستخدام مقص تشريح يمنع تكوين الفجوة.
    2. بعد ذلك ، ضع 10 ميكرولتر من غراء الفيبرين حول موقع القطع وقم بتمرير 20٪ المتبقية من العصب بالكامل قبل التخثر الكامل (~ 10 ثوان) من الغراء.
      ملاحظة: قللت هذه الطريقة بشكل فعال من تكوين الفجوة الناجم عن التراجع المرن لنهايات العصب المقطوع ، ولكنها كانت أيضا خالية من التلاعب الجراحي الإضافي بالعصب ، على عكس نموذج TG (الشكل 3 أ).
  7. قم بإجراء الوجه والتقسيم باستخدام الغراء (FTG).
    1. أولا ، قم بتحويل SN إلى 40٪ من عرضه من كل جانب (الشكل 3 ب).
    2. اقلب الجذع البعيد بشكل عرضي وقم بتطبيق 10 ميكرولتر من غراء الفيبرين حول موقع القطع.
    3. بعد ذلك ، قم بتحويل العصب المركزي بنسبة 20٪ بالكامل قبل التخثر الكامل (~ 10 ثوان) من غراء الفيبرين.
    4. تأكد من القطع الكامل تحت المجهر المباشر.
  8. قم بإجراء فجوة وتطعيم العصب باتباع الخطوات أدناه.
    1. في نموذج الفجوة العصبية المتدرجة والتطعيم ، استخدم أزواج من الفئران في سلسلة لتطعيم العصب المتزاويالمتتالي 32 في 1 مجموعة من التجارب.
    2. في الماوس (على سبيل المثال ، الماوس # 1) ، قم بإنشاء فجوة عصبية مقاس 7 مم (G-7 / 0) على SN الأيمن ، حيث تم تشريح العصب ~ 3 مم بالقرب من تشعب SN ومسافة 7 مم من هذا باستخدام مقياس متدرج معقم (الشكل 3C).
      ملاحظة: تم إنشاء فجوة عصبية لا يمكن إصلاحها عن طريق تشريح عصب وركي 7 مم دون تطعيم. تم تسمية هذا الماوس G-7 / 0 لأنه تم أخذ طعم 7 مم ، ولكن لم يتم إجراء أي إصلاح.
    3. بعد التشريح ، انقل العصب المتقاطع على الفور إلى الحالة المعقمة لطبق بتري الذي يحتوي على محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) ودفن الجذع القريب من SN (الماوس # 1) تحت العضلات مع 10 ميكرولتر من غراء الفيبرين.
    4. بعد ذلك ، في الماوس # 2 ، قم بإنشاء فجوة عصبية مقاس 5 مم على SN الأيمن وقم بتطعيم قسم العصب المقطوع مقاس 7 مم من الماوس # 1 باستخدام غراء الفيبرين (10 ميكرولتر ، ~ 10 ثوان) في كلا الطرفين (G-5/7) (الشكل 3 ج).
      ملاحظة: أثناء التطعيم ، يجب توخي الحذر بشكل خاص لتجنب المحاذاة الخاطئة والإصابات العلاجية الأخرى ل SN من قبل الجراح.
  9. إجراء القطع التدريجي والخيوط (STS).
    1. شدة العصب الوركي على طول 80٪ من عرضه (الشكل 3D) ، وإصلاح جذوع الأشجار باستخدام غرز epineural من 9-0 نايلون.
    2. بعد الانتهاء ، قم بشد الجزء المتبقي من العصب وإصلاحه باستخدام غرزة نايلون واحدة 9-0.
    3. اقلب العصب لفضح الجانب الخلفي من التمزق ، واستخدم غرزتين من النايلون 9-0 لإكمال الإصلاح.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يعمل جهاز مستشعر الضغط الرقمي المخصص (الشكل 1D) عن طريق اكتشاف التغير في مقاومة FSR عند تطبيق القوة. يستشعر هذا الجهاز ويسجل كميات الضغط الأكثر تواضعا المطبقة عليه مع وقت استجابة يبلغ <5 ميكرو ثانية ، ومعدل أخذ عينات يبلغ 20 هرتز ، ونطاق ضغط يتراوح بين 2.5 و 25 رطلا31. يتم تمثيل الاختلافات في الملقط (الشكل 1C) الناجم عن ضغط SNCI (الشكل 1A ، B) الذي يتم استشعاره والإشارة إليه بواسطة جهاز مس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يمتد تاريخ أبحاث TPNI على مدى عدة عقود11،12. أثبتت التجارب المبكرة على والأنواع الأكبر أهمية النماذج الحيوانية في دراسة نتائج TPNI36،37،38. بمرور الوقت ، انتقلت هذه النماذج إلى قوارض أصغر ، حيث بلغت نتائجها الراسخة والشائعة الاستخدام39،40،41. وم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل بمنح من المعاهد الوطنية للصحة (K08 AR060164-01A) ووزارة الدفاع (W81XWH-16-1-0725; W81XWH-19-1-0773) بالإضافة إلى الدعم المؤسسي من كلية الطب بجامعة ولاية بنسلفانيا ، هيرشي ، بنسلفانيا 17033 ، الولايات المتحدة الأمريكية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

الكحول حقنة
قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الإعداديةCOVIDIEN5110
BuprenorphineZooPharmBSRLAB0.5-211706
C57BL / 6JJackson Laboratories ، Bar HarbourN / A
أدوات تطبيق قطنية ذات رؤوسPuritan25-8062WC
مقص تشريحASSI ASSI. SDC18R8
غراء الفيبرين - TISSEELBaxter1501263
المقاوم الحساس للقوة (FSR)N / Aملقط FlexiForce A301
FST-Dumont5SF Inox ، 11252-00
GraphPad PrismGraphPad Software Inc.الإصدار 8.4.3.
وسادة تسخين Homeothermicكينت ScientificRJ1675
الكيتامين / KetavedVEDCOVED1220
ملقط الجراحة المجهريةMiltex Premium الأدواتBL1901
مرهم زيوت التشحيم للعيونAkorn Animal HealthNDC 59399-162-35
طبق بتريVWR25384-092
محلول ملحي مخزن بالفوسفاتGibco14190-144
Povidone اليودSolimoL0017765SA
جهاز استشعار ضغط قرصة دقيقمخصصN / A
مقصMiltex Premium21-536
مجهر مجهر ستيريو زووم مجهرالعالمنموذج PZMIII
قفازات معقمةالكاردينال هيلث9L19E511
دبابيس جراحية3M-PreciseDS-25
شريط جراحي3M-Microphore1530-0
خيوطEthiconBV130-5
حقنةBD309597
ماكينة تشذيبPhilips ElectronicsMG3750
Xylazine / Anasedشركة Akorn Animal Health، Inc.VAM4811

المراجع

  1. Robinson, L. R. Traumatic injury to peripheral nerves. Muscle & Nerve. 23 (6), 863-873 (2000).
  2. Campbell, W. W. Evaluation and management of peripheral nerve injury. Clinical Neurophysiology. Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 119 (9), 1951-1965 (2008).
  3. Dirschl, D. R., Dahners, L. E. The mangled extremity: when should it be amputated. The Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 4 (4), 182-190 (1996).
  4. Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. The Journal of Trauma. 45 (1), 116-122 (1998).
  5. Barton, N. Upper extremity disorders: frequency, impact and cost. Journal of Hand Surgery. Kelsey, J., Paemer, A., Nelson, L., Felberg, A., Rice, D. 23 (2), Churchill Livingstone. New York. ISBN 0-443-07912-9 255(1998).
  6. Evans, G. R. Peripheral nerve injury: a review and approach to tissue engineered constructs. The Anatomical Record. 263 (4), 396-404 (2001).
  7. Lundborg, G. Nerve injury and repair: regeneration, reconstruction, and cortical remodeling. , Elsevier Churchill Livingstone. Philadelphia. (2004).
  8. Thieme, Surgery of peripheral nerves: a case-based approach. , Stuttgart. New York. (2008).
  9. Brushart, T. M. Nerve repair. , Oxford University Press. New York. (2011).
  10. Menorca, R. M. G., Fussell, T. S., Elfar, J. C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clinics. 29 (3), 317-330 (2013).
  11. Faroni, A., Mobasseri, S. A., Kingham, P. J., Reid, A. J. Peripheral nerve regeneration: experimental strategies and future perspectives. Advanced Drug Delivery Reviews. 82-83, 160-167 (2015).
  12. Zochodne, D. W. The challenges and beauty of peripheral nerve regrowth. Journal of the peripheral nervous system: JPNS. 17 (1), 1-18 (2012).
  13. Isaacs, J. Major peripheral nerve injuries. Hand Clinics. 29 (3), 371-382 (2013).
  14. Siemionow, M., Brzezicki, G. Chapter 8: Current techniques and concepts in peripheral nerve repair. International Review of Neurobiology. 87, 141-172 (2009).
  15. de Ruiter, G. C. W., et al. Misdirection of regenerating motor axons after nerve injury and repair in the rat sciatic nerve model. Experimental Neurology. 211 (2), 339-350 (2008).
  16. Gordon, T. Nerve regeneration: understanding biology and its influence on return of function after nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 103-117 (2016).
  17. Sobotka, S., Mu, L. Muscle reinnervation with nerve-muscle-endplate band grafting technique: correlation between force recovery and axonal regeneration. The Journal of Surgical Research. 195 (1), 144-151 (2015).
  18. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. The Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  19. Orgel, M. G., Terzis, J. K. Epineurial vs. perineurial repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 60 (1), 80-91 (1977).
  20. Bassilios Habre, S., Bond, G., Jing, X. L., Kostopoulos, E., Wallace, R. D., Konofaos, P. The surgical management of nerve gaps: present and future. Annals of Plastic Surgery. 80 (3), 252-261 (2018).
  21. Lee, J. I., et al. A novel nerve transection and repair method in mice: histomorphometric analysis of nerves, blood vessels, and muscles with functional recovery. Scientific Reports. 10 (1), 21637(2020).
  22. Lee, J. I., et al. Purposeful misalignment of severed nerve stumps in a standardized transection model reveals persistent functional deficit with aberrant neurofilament distribution. Military Medicine. 186, Suppl 1 696-703 (2021).
  23. Sameem, M., Wood, T. J., Bain, J. R. A systematic review on the use of fibrin glue for peripheral nerve repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 127 (6), 2381-2390 (2011).
  24. Spotnitz, W. D. Fibrin sealant: the only approved hemostat, sealant, and adhesive-a laboratory and clinical perspective. ISRN surgery. 2014, 203943(2014).
  25. de V. Alant, J. D., Kemp, S. W. P., Khu, K. J. O. L., Kumar, R., Webb, A. A., Midha, R. Traumatic neuroma in continuity injury model in rodents. Journal of Neurotrauma. 29 (8), 1691-1703 (2012).
  26. Geary, M. B., et al. Erythropoietin accelerates functional recovery after moderate sciatic nerve crush injury. Muscle & Nerve. 56 (1), 143-151 (2017).
  27. Răducan, A., et al. Morphological and functional aspects of sciatic nerve regeneration after crush injury. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 54, 735-739 (2013).
  28. Elfar, J. C., Jacobson, J. A., Puzas, J. E., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. Erythropoietin accelerates functional recovery after peripheral nerve injury. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 90 (8), 1644-1653 (2008).
  29. Sundem, L., Chris Tseng, K. C., Li, H., Ketz, J., Noble, M., Elfar, J. Erythropoietin enhanced recovery after traumatic nerve injury: myelination and localized effects. The Journal of Hand Surgery. 41 (10), 999-1010 (2016).
  30. Govindappa, P. K., Talukder, M. A. H., Gurjar, A. A., Hegarty, J. P., Elfar, J. C. An effective erythropoietin dose regimen protects against severe nerve injury-induced pathophysiological changes with improved neural gene expression and enhances functional recovery. International Immunopharmacology. 82, 106330(2020).
  31. Wandling, G. D., Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. Novel real-time digital pressure sensor reveals wide variations in current nerve crush injury models. Military Medicine. 186, 473-478 (2021).
  32. Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Karuman, K., Gurjar, A. A., Govindappa, P. K., Guddadarangaiah, J. M., Manto, K. M., Wandling, G. D., Hegarty, J. P., Waning, D. L., Elfar, J. C. Functional recovery and muscle atrophy in pre-clinical models of peripheral nerve transection and gap-grafting in mice. Effects of 4-aminopyridine. Neural Regeneration Research. , (2021).
  33. Lee, D. H., You, J., Jung, J. W., Park, J. W., Lee, J. I. Comparison between normal and reverse orientation of graft in functional and histomorphological outcomes after autologous nerve grafting: An experimental study in the mouse model. Microsurgery. 41 (7), 645-654 (2021).
  34. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  35. Lee, J. I., Wandling, G. D., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. A novel standardized peripheral nerve transection method and a novel digital pressure sensor device construction for peripheral nerve crush injury. Bio-protocol. , (2022).
  36. Farinas, A. F., Stephanides, M., Kassis, S., Keller, P., Colazo, J. M., Thayer, W. P. Sciatic nerve injury model in rabbits: What to expect. Laboratory Animals. 54 (6), 559-567 (2020).
  37. Yao, Y., et al. Efect of longitudinally oriented collagen conduit combined with nerve growth factor on nerve regeneration after dog sciatic nerve injury. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 106 (6), 2131-2139 (2018).
  38. Schmitz, H. C., Beer, G. M. The toe-spreading reflex of the rabbit revisited--functional evaluation of complete peroneal nerve lesions. Laboratory Animals. 35 (4), 340-345 (2001).
  39. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. 60, 3606(2012).
  40. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  41. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and Cons. The International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  42. M, F. G., M, M., S, H., Khan, W. S. Peripheral nerve injury: principles for repair and regeneration. The Open Orthopaedics Journal. 8, 199-203 (2014).
  43. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  44. Carvalho, C. R., Reis, R. L., Oliveira, J. M. Fundamentals and current strategies for peripheral nerve repair and regeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1249, 173-201 (2020).
  45. Govindappa, P. K., Jagadeeshaprasad, M. G., Tortora, P., Talukder, M. A. H., Elfar, J. C. Effects of 4-aminopyridine on combined nerve and muscle injury and bone loss. The Journal of Hand Surgery. , (2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

الفيديو قريباً

مقالات ذات صلة