مقالة منهجية

استخدام حقن تتبع الخلايا للتحقيق في أصل الخلايا المكونة للنيوينتيما في نموذج الجدار الجانبي العجزي للفئران

1.8K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/63580

⸱

مارس 16, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Institute of Pathology Laenggasse, 4Department of Neurosurgery, Neurocenter and Regenerative Neuroscience Cluster, Inselspital, Bern University Hospital, University of Bern, 5Faculty of Medicine, University of Bern

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

أجرينا حقنة تتبع الخلايا المحبة للدهون من نقطة واحدة لتتبع الخلايا البطانية ، تليها بضع الشرايين وخياطة تمدد الأوعية الدموية في الجدار الجانبي على الشريان الأورطي للفئران البطنية. بدا أن تكوين Neointima يعتمد على الشريان الأم في تمدد الأوعية الدموية المنزوع الخلايا وتم تعزيزه من خلال التوظيف من خلايا جدار تمدد الأوعية الدموية في الجدران الحيوية الغنية بالخلايا.

الملخص

يخلق القطع الجراحي المجهري حاجزا لاحقا لتدفق الدم إلى تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة ، في حين يعتمد العلاج داخل الأوعية الدموية على تكوين النيوينتيما والجلطة. لا يزال مصدر الخلايا البطانية التي تغطي الطبقة الداخلية من neointima غير واضح. لذلك ، كان الهدف من هذه الدراسة هو التحقيق في أصل الخلايا المكونة للنيوينتيما بعد حقن تتبع الخلايا في نموذج تمدد الأوعية الدموية الجانبي المجهري للفئران في هلسنكي الراسخ بالفعل.

تم إنشاء تمدد الأوعية الدموية على الجدار الجانبي عن طريق خياطة أكياس شريانية ثنائية أو حيوية من طرف إلى آخر في ذكور الفئران لويس. قبل استئصال الشرايين مع خياطة تمدد الأوعية الدموية ، تم إجراء حقن تتبع الخلايا التي تحتوي على صبغة CM-Dil في الشريان الأورطي المثبت لتسمية الخلايا البطانية في الوعاء المجاور وتتبع انتشارها أثناء المتابعة (FU). العلاج يليه اللف (n = 16) أو الدعامات (n = 15). في FU (7 أيام أو 21 يوما) ، خضعت جميع الفئران لتصوير الأوعية الدموية الفلوري ، تليها حصاد تمدد الأوعية الدموية والتقييم العياني والنسيجي مع تعداد الخلايا المناعية النسيجية لمناطق محددة من الاهتمام.

لم يتمزق أي من تمدد الأوعية الدموية ال 31 عند المتابعة. ماتت أربعة قبل الأوان. لوحظ التروية المتبقية عيانية في 75.0٪ ملفوفة و 7.0٪ من الفئران الدعامات. كانت كمية الخلايا الإيجابية لتتبع الخلايا مرتفعة بشكل كبير في الدعامات غير الخلوية مقارنة بتمدد الأوعية الدموية الملفوف فيما يتعلق بالجلطة في اليوم 7 (p = 0.01) و neointima في اليوم 21 (p = 0.04). لم يتم العثور على اختلافات كبيرة في الجلطة أو neointima في تمدد الأوعية الدموية الحيوية.

تؤكد هذه النتائج أنماط شفاء أسوأ في الملفات مقارنة بتمدد الأوعية الدموية الدعامات. يبدو أن تكوين Neointima يعتمد بشكل خاص على الشريان الأم في تمدد الأوعية الدموية المنزوع الخلايا ، في حين أنه مدعوم بالتجنيد من خلايا جدار تمدد الأوعية الدموية في الجدران الحيوية الغنية بالخلايا. من حيث الترجمة، قد يكون العلاج بالدعامات أكثر ملاءمة لتمدد الأوعية الدموية شديد التدهور، في حين أن اللف وحده قد يكون كافيا لتمدد الأوعية الدموية مع جدران الأوعية الدموية الصحية في الغالب.

المقدمة

نزيف تحت العنكبوتية الناجم عن تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة (IA) هو حالة جراحية عصبية مدمرة مرتبطة بارتفاع معدلات المراضة والوفيات1،2،3،4. بالإضافة إلى قصاصات الجراحة المجهرية ، التي توفر اتصالا مباشرا من البطانة إلى البطانة ، اكتسبت الأجهزة داخل الأوعية الدموية أهمية متزايدة على مدى العقود الماضية لعلاج IAs الممزقة والمكتشفة بالصدفة. تعتمد استجابة الشفاء في IAs المعالجة داخل الأوعية الدموية بشكل أساسي على تكوين neointima وتنظيم الجلطة. كلاهما عمليتان تآزريتان ، اعتمادا على هجرة الخلايا من الوعاء المجاور وجدار تمدد الأوعية الدموية. 5 حتى الآن ، لا يزال أصل الخلايا البطانية في تكوين neointima من تمدد الأوعية الدموية المعالجة داخل الأوعية الدموية غير واضح. هناك نقاش مستمر في الأدبيات حول المصدر الذي يتم من خلاله تجنيد الخلايا المكونة للنيوينتيما.

باستخدام حقن تتبع الخلايا من صبغة CM-Dil (انظر جدول المواد) في الشريان الأورطي البطني للفئران ، كنا نهدف إلى تحليل دور الخلايا البطانية ، التي تنشأ في الشريان الأم ، في تكوين neointima في نقطتين زمنيتين مختلفتين FU (اليوم 7 واليوم 21) (الشكل 1). ميزة النموذج هي حضانة تتبع الخلايا المحلية المباشرة في الجسم الحي في الشريان الأم قبل خياطة تمدد الأوعية الدموية ، مما يسمح ب FU في نقاط زمنية لاحقة. لم يتم وصف تقنيات الحقن في الجسم الحي ، مثل حضانة تتبع الخلايا ، في الأدبيات. ميزة هذه التقنية هي الحقن المباشر ، من نقطة واحدة ، أثناء العملية الجراحية ، في الجسم الحي ، مما يجعل النموذج قويا وقابلا للتكرار.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ الدعم البيطري وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية. تمت الموافقة على التجارب من قبل لجنة الأخلاقيات المحلية ، سويسرا (BE 60/19). تم اتباع إرشادات REACH ومبادئ 3R بدقة 6,7. تم تضمين واحد وثلاثين من ذكور فئران لويس ، يبلغ عمرها 12 أسبوعا وتزن 492 ± 8 جم. إيواء جميع الفئران في درجة حرارة الغرفة 23 درجة مئوية ودورة الضوء / الظلام 12 ساعة. توفير حرية الوصول إلى المياه والكريات. تم إجراء التحليلات الإحصائية باستخدام اختبار Wilcoxon-Mann-Whitney U غير البارامتري. واعتبرت القيم الاحتمالية (p) ≤ 0.05 و/أو ≤ 0.01 ذات أهمية.

1. مرحلة التحضير العام قبل الجراحة وجوانب التخدير

  1. قم بتوزيع الفئران عشوائيا إما إلى مجموعات معالجة لفائف أو دعامات (الشكل 2) عبر نظام عشوائي قائم على الويب. الآن ، قم بإجراء فحص سريري قبل الجراحة لجميع الحيوانات المخطط لها للجراحة بجوار غرفة عمليات هادئة ومعقمة تحافظ على درجة حرارة الغرفة من 23 ± 3 درجات مئوية. تحليل سلوك الحيوانات وفحص الأغشية المخاطية والتورجور كجزء من الفحص السريري قبل الجراحة.
  2. سجل وزن كل.
  3. قبل الجراحة ، احتضن الحقائب الشريانية من الفئران المانحة في 0.1٪ كبريتات دوديسيل الصوديوم لمدة 10 ساعات عند 37 درجة مئوية للحصول على تمدد الأوعية الدموية المنزوع الخلايا8. اجمع هذه الحقائب من الحيوانات المانحة قبل أيام قليلة من الجراحة.
    1. تحضير الطول الكامل للشريان الأورطي البطني باستخدام مقص مجهري وملقط وتطبيق 6-0 أربطة غير قابلة للامتصاص بفاصل زمني يتراوح بين 3-4 مم.
    2. توليد تمدد الأوعية الدموية الحيوية مباشرة أثناء العملية الجراحية عن طريق كيس الأوعية الشريانية المربوطة مسبقا من الجزء الصدري من مانح9. قم بإجراء بضع الصدر باستخدام المقص والملقط الجراحي في النقطة الزمنية FU المشار إليها وقم بربط حقيبة الوعاء بالطول المطلوب.
  4. زرع الحقيبة مباشرة في المتلقي وحصاد تمدد الأوعية الدموية من الحيوان المتبرع لمزيد من التحليل العياني والمعالجة النسيجية.
  5. لتحريض التخدير ، ضع جميع الفئران في صندوق نظيف مزود بالأكسجين (O2) حتى فقدان الوعي بعد 5-10 دقائق. تخدير الفئران عن طريق حقن تحت الجلد (SC) من خليط من الفنتانيل 0.005 ملغم / كغم ، ميديتوميدين 0.15 ملغ / كغ ، وميدازولام 2 ملغ / كغ.
    ملاحظة: هذا يضمن طائرة جراحية لا تقل عن 45 دقيقة.
  6. تحقق من عمق التخدير من خلال عدم وجود منعكس سحب الدواسة.
  7. ضع الفئران في وضع ضعيف واحلق الجزء الصدري البطني باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
  8. تثبيت الكفوف 4 من الفئران مع شريط على لوحة ، مغطاة بوسادة التدفئة المتصلة بمسبار المستقيم ذاتي التنظيم. أدخل مسبار المستقيم في فتحة الشرج للفئران للحفاظ على درجة الحرارة المطلوبة البالغة 37 درجة مئوية بمساعدة وسادة التدفئة.
  9. الآن ، قم بتثبيت مستشعر على الساق الخلفية اليمنى متصلا بنظام محوسب للتحقق من العلامات الحيوية أثناء الجراحة.
  10. قم بتغطية أنف الفئران وفمها بقناع الوجه. إذا كنت تتطلب تخديرا مطولا ، فابدأ الأيزوفلوران (1.0-2.0٪ معايرة للتأثير في 100٪ O2).
  11. تطهير المجال الجراحي باستخدام البوفيدون اليود أو المطهرات المتناوبة ولف المجال الجراحي بطريقة معقمة.
  12. للعناية بالفترة المحيطة بالتخدير، ضع مادة تشحيم عيون معقمة على العينين وقم بتغطيتها بقناع رقائق غير شفاف لمنع الجفاف والتلف الناتج عن المصباح الجراحي.
  13. طوال الجراحة ، قم بتوفير الأكسجين باستمرار عبر قناع الوجه ، ومراقبة درجة حرارة الجسم ، وتوفير الحرارة باستخدام وسادة التدفئة ، والحفاظ على normothermia.
  14. راقب العلامات الحيوية الأخرى باستمرار (انتفاخ النبض والتنفس، ومعدل ضربات القلب والتنفس، وتشبع الأكسجين).

2. المرحلة الجراحية - حقن تتبع الخلايا

ملاحظة: يتم وصف النهج الجراحي المفصل في نموذج تمدد الأوعية الدموية الجانبي المجهري للفئران في هلسنكينموذج 9 وتقنيات زرع الملف والدعامات في مكان آخر8،10،11.

  1. قم بتخزين متتبع الخلايا الفلورية المحبة للدهون في ≤ -20 درجة مئوية طوال الوقت ، محميا من الضوء.
  2. قم بإجراء الجراحة عن طريق إعداد الشريان الأورطي للفئران والوريد التجويف ، يليه فصل كليهما ، بالإضافة إلى التثبيت المؤقت القريب والبعيد للشريان الأورطي.
    ملاحظة: تم وصف هذه التقنية سابقا9.
    1. قم بتثبيت الأجزاء القريبة والبعيدة من الشريان الأورطي بمقطعين مؤقتين من تيتان.
  3. ضع مسحة صغيرة واحدة مع حشوة أرجوانية لكل منها تحت الأجزاء القريبة والبعيدة من الشريان الأورطي للحصول على تصور أفضل للشريان.
  4. الآن ، حماية البطن مع الشاش الرطب.
  5. في يوم العملية ، قم بإذابة 2 ميكرولتر من مقتفي الخلايا عن طريق سحب 1 مل من محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS).
  6. انقل الخليط إلى حقنة سعة 1 مل مزودة بقنية معقمة 27-1/2 جم (0.4 × 13 مم).
    ملاحظة: احرص على تجنب التعرض للضوء أثناء تنفيذ الخطوتين 2.5 و2.6.
  7. أطفئ الضوء في غرفة العمليات. أثناء النظر تحت المجهر ، قم بإجراء الحقن من نقطة واحدة في الجزء البطني الأوسط من الشريان الأورطي باستخدام ملقط دقيق وحقن 1 مل بعناية من محلول ملحي هيبارين بنسبة 0.9٪.
  8. حقن متتبع الخلايا بعناية (فيديو 1) وقم بإيقاف تشغيل المجهر التشغيلي على الفور أيضا. مرة أخرى ، حماية البطن مع الشاش الرطب.
  9. دع الصبغة تحضن لمدة 15 دقيقة على الأقل. بعد فترة الحضانة ، قم بتشغيل المجهر وأضواء غرفة العمليات.
  10. إجراء بضع الشرايين الطولي وخياطة تمدد الأوعية الدموية ، كما هو موضح في مكان آخر11.
    1. استخدم الملقط الدقيق والمقص الدقيق لإجراء بضع الشرايين بحيث يبلغ طوله متوسط قطر تمدد الأوعية الدموية الذي تم حصاده (الخطوة 1.3). لضمان الطول الصحيح، ضع تمدد الأوعية الدموية بجانب الشريان الأورطي قبل إجراء بضع الشرايين. قم بخياطة تمدد الأوعية الدموية باستخدام 8-10 غرز مفردة باستخدام خياطة 10-0 غير قابلة للامتصاص ، وقم بإزالة المشابك المؤقتة بعناية - التي تبدأ بعيدا - تحت الري المستمر باستخدام محلول ملحي هيبارين. أغلق الجرح بطريقة طبقات. من الجدير بالذكر ، استخدم كثافة تعبئة لفائف تبلغ 1 سم.
      ملاحظة: تم وصف تقنية زرع اللفائف أو الدعامات في مكان آخر 8,10.

3. مراقبة المرحلة بعد العملية الجراحية والرعاية الأنثالية

  1. في نهاية الجراحة ، عكس التخدير بمزيج حقن SC من البوبرينورفين 0.05 مجم / كجم ، أتيباميزول 0.75 مجم / كجم ، و flumazenil 0.2 مجم / كجم. دع كل يعمل يتعافى في قفص نظيف حتى يستيقظ تماما ويدفئ ، حسب الحاجة ، باستخدام مصباح تدفئة.
  2. لمدة 3 أيام ، قم بإعطاء 1 ملغم / كغم ميلوكسيكام (حقنة واحدة أو تطبيق عن طريق الفم يوميا) والبوبرينورفين (0.05 مجم / كجم أربع مرات كل يوم) SC. بين عشية وضحاها ، قم بتزويد البوبرينورفين باستمرار في مياه الشرب بنفس الجرعات: 6 مل من البوبرينورفين 0.3 مجم / مل ، 360 مل من مياه الشرب ، 10 مل من الجلوكوز بنسبة 5٪.
  3. في مرحلة ما بعد الجراحة مباشرة ، ضع كل في قفص واحد للحماية. أعد تجميع الحيوانات بعد 24 ساعة.
  4. إذا أظهر أي فأر سلوكا مضطربا أو عدوانيا بعد حقن SC ، فقم بإعطاء البوبرينورفين في مياه الشرب خلال النهار.
  5. توفير تغذية ناعمة على أرضية القفص لدعم التغذية والانتعاش بعد العملية الجراحية.
  6. مراقبة ورعاية جميع الحيوانات وفقا لورقة درجة الرفاهية والألم.
  7. إدارة مسكن الإنقاذ SC (ميلوكسيكام 1 مغ / كغ و 0.05 مغ / كغ بوبرينورفين) عند الحاجة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وأدرج ما مجموعه 31 حيوانا في بيئة المختبر: 27 فأرا في التحليل الإحصائي النهائي؛ و 27 فأرا في التحليل الإحصائي النهائي؛ و 27 فأرا في التحليل الإحصائي النهائي؛ و 27 فأرا في التحليل الإحصائي النهائي؛ و 27 فأرا في التحليل ال توفي 4 فئران قبل الأوان (معدل وفيات 12.9٪). أثناء العملية الجراحية ، انخفض انتفاخ التنفس بشكل كبير (p = 0.03) في الدعامات - (12.9 ميكرومتر ± 0.7) مقارنة بالفئران المعالجة باللفائف (13.5 ميكرومتر ± 0.6). تم إجراء تصوير الأوعية الفلوري لكل فأر في نهاية FU. تمت الإشارة إلى إعادة التروية في جميع الح...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

توضح هذه الدراسة أن تكوين neointima يتم بوساطة الخلايا البطانية التي تنشأ في الشريان الأم لمجمع تمدد الأوعية الدموية ولكن يتم دعمها من خلال توظيف الخلايا المشتقة من جدار تمدد الأوعية الدموية في تمدد الأوعية الدموية الحيوي. ومع ذلك ، فإن دور الخلايا السلفية المتداولة في شفاء تمدد الأوعية الدموية لا يزال مثيرا للجدل12,13. وإجمالا، أدرج في هذا التحقيق 31 من ذكور فئران لويس. توفي 4 فقط قبل الأوان (12.9٪ من الوفيات).

وعلى النقيض من القصاصات...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون هم وحدهم المسؤولون عن تصميم وإجراء الدراسة المقدمة ولا يعلنون عن أي مصالح متنافسة.

شكر وتقدير

يشكر المؤلفون أليساندرا بيرجادانو ، DVM ، دكتوراه ، على الإشراف المتفاني على صحة الحيوان على المدى الطويل. تم دعم هذا العمل من قبل صناديق البحوث التابعة لمجلس البحوث ، Kantonsspital Aarau ، Aarau ، سويسرا ، والمؤسسة الوطنية السويسرية للعلوم SNF (310030_182450).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
3-0 خياطة قابلة للامتصاصEthicon Inc. ، الولايات المتحدة الأمريكيةVCP428G
4-0 خياطة غير قابلة للامتصاصB. براون ، ألمانياG0762563
6-0 خياطة غير قابلة للامتصاصB. Braun ، ألمانياC0766070
9-0 خياطة غير قابلة للامتصاصB. Braun ، ألمانياG1111140
AtipamezolArovet AG ، سويسرا
مرشح Bandpass الأزرقThorlabsFD1Bأي
مرشح Bandpass أخضرThorlabsFGV9أي
ملقطآخر أي
أخرى أضواء كاشفةأي
لوحة أخرى (20 × 10 سم)أي
بوبرينورفينإنديفيور أخرى ،سويسرا 1014197
الكاميراسوني NEX-5R ، سوني ، طوكيو ، اليابان
كانولا (27-1 / 2 G)أي
برنامج آخر لعدد الخلاياImage-J الإصدار 1.52n ، المعاهد الوطنية الأمريكية للصحة ، بيثيسدا ، ماريلاند ، الولايات المتحدة الأمريكية ، https://imagej.nih.gov/ij/
CellTracker CM-Dil صبغThermoFisher SCIENTIFIC ، الولايات المتحدة الأمريكيةC7000
Coil-DeviceStyker ، كالامازو ، ميشيغان ، الولايات المتحدة الأمريكية2 سم من الهدف 360 TM Ultra ، قطر 2 مم
إزالة التلوثأي مواد
تشحيمأي
فنتانيلسينتيتيكا أخرى ، SA ، سويسرا98683أي عام
FlumazenilLabatec-Pharma ، Switerzland
FluoresceineCuratis AG5030376أي
مجهر مضانأوليمبوس BX51 ، هامبورغ ، ألمانيا ؛ برنامج Cell Sens Dimension Imaging v1.8
رقائق معدنية يخضعأي
جلوكوز آخر (5٪)أي
منزلية أخرى، هارفارد ، إيدنبريدج ، إنجلتراأي
محلول كلوريد صوديوم متساوي التوتر (0.9٪)Fresenius KABI336769أي
إيزوفلورانعامأي
Longuettesأي
MeloxicamBoehringer IngelheimP7626406أي
MedetomidineVirbac عام ، سويسراQN05CM91
إبرة صغيرةأي
نظام مراقبة MidazolamRoche ، سويسرا
Starr Life Sciences Corp. ، 333 Allegheny Ave ، Oakmont ، PA 15139 ،
أي
أخرى
ScalpellSwann-Morton210أي
ماكينةأخرى أي
هاتف ذكيآخر أي
كبريتات دوديسيل الصوديوم الأخرى (0.1٪)Sigma-Aldrich11667289001
العلف الناعمEmeraid Omnivoreأي
ملقطعام للأنسجة الرخوةأي موزع
الأنسجة الرخوةالأخرى أي
وعاءأي جهاز
دعامةأخرى Biotroni ، B & uuml ؛ لاخ ، جهازmagmaris المعدل في سويسرا ، AMS مع طلاء بوليمر ، طول 6 مم ، قطر 2 مم
أي
مقصأي
محاقن أخرى 1 مل ، 2 مل ، و 5 ملأي
شريطأي
مشبك وعائيآخر B. Braun ، ألمانياFT495T
Yasargil titan مشبك قياسي (2x)B. Braun Medical AG ، Aesculap ، سويسراFT242Tمؤقت
ثنائي القطب دراجة أخرى للعين عام وحدة تحكم حرارية عام حامل حامل إبرة الولايات المتحدة قناع O2-Face آخر أي مجهر عملية آخر OPMI ، Carl Zeiss AG ، Oberkochen ، ألمانيا أي أكسجين آخر أي مسبار آخر لدرجة حرارة المستقيم أي حلاقة صغيرة إسفنجي آخر من الفولاذ المقاوم للصدأ مسحات دقيقة معقمة أي ملقط صغير مستقيم ومنحني آخر أي مقص صغير مستقيم ومنحني أي ملقط آخر مستقيم ومنحني أي ستارة جراحية أخرى جراحي آخر آخر قضيب

المراجع

  1. Vergouwen, M. D., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  2. Macdonald, R. L., et al. Preventing vasospasm improves outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: rationale and design of CONSCIOUS-2 and CONSCIOUS-3 trials. Neurocritical Care. 13 (3), 416-424 (2010).
  3. Wanderer, S., et al. Levosimendan as a therapeutic strategy to prevent neuroinflammation after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Neurointerventional Surgery. , (2021).
  4. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of Neurointerventional Surgery. 14 (2), 189-195 (2021).
  5. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  6. Kilkenny, C., et al. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. British Journal of Pharmacology. 160 (7), 1577-1579 (2010).
  7. Tornqvist, E., et al. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), 101638(2014).
  8. Nevzati, E., et al. Aneurysm wall cellularity affects healing after coil embolization: assessment in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 12 (6), 621-625 (2020).
  9. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  10. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rt model - introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  11. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  12. Kadirvel, R., et al. Cellular mechanisms of aneurysm occlusion after treatment with a flow diverter. Radiology. 270 (2), 394-399 (2014).
  13. Li, Z. F., et al. Endothelial progenitor cells contribute to neointima formation in rabbit elastase-induced aneurysm after flow diverter treatment. CNS Neuroscience & Therapeutics. 19 (5), 352-357 (2013).
  14. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  15. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58 (5), 936-944 (2006).
  16. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  17. Frosen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall--a review of current pathophysiological knowledge. Translational Stroke Research. 5 (3), 347-356 (2014).
  18. Fang, X., et al. Bone marrow-derived endothelial progenitor cells are involved in aneurysm repair in rabbits. Journal of Clinical Neuroscience. 19 (9), 1283-1286 (2012).
  19. Morel, S., et al. Sex-related differences in wall remodeling and intraluminal thrombus resolution in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurosurgery. , 1-14 (2019).
  20. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  22. Ravindran, K., et al. Mechanism of action and biology of flow diverters in the treatment of intracranial aneurysms. Neurosurgery. 86, Suppl 1 13-19 (2020).
  23. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  24. Morosanu, C. O., et al. Neurosurgical cadaveric and in vivo large animal training models for cranial and spinal approaches and techniques - systematic review of current literature. Neurologia i Neurochirurgia Polska. 53 (1), 8-17 (2019).
  25. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة