يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

بناء نموذج لخلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتلخيص الإجهاد الميكانيكي الحيوي في جدار الأبهر

3.2K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/64122

⸱

يوليو 6, 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery and Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Institutes of Biomedical Sciences and the Shanghai Key Laboratory of Medical Epigenetics, Shanghai Medical College, Fudan University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هنا ، قمنا بتطوير نموذج خلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتكرار السلالة الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي لخلايا العضلات الملساء في جدار الأبهر البشري.

الملخص

تم استخدام تقنيات زراعة الخلايا ثنائية الأبعاد التقليدية والنماذج الحيوانية في دراسة تمدد الأوعية الدموية الأبهري الصدري البشري وتسلخه (TAAD). ومع ذلك ، لا يمكن في بعض الأحيان وصف TAAD البشري بالنماذج الحيوانية. هناك فجوة واضحة بين الأنواع بين الدراسات البشرية السريرية والتجارب على الحيوانات التي قد تعيق اكتشاف الأدوية العلاجية. في المقابل ، فإن نموذج زراعة الخلايا التقليدي غير قادر على محاكاة المحفزات الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي . تحقيقا لهذه الغاية ، تطورت تقنيات التصنيع الدقيق والموائع الدقيقة بشكل كبير في السنوات الأخيرة ، مما يوفر تقنيات جديدة لإنشاء نماذج عضوية على رقاقة تكرر البيئة المكروية الميكانيكية الحيوية. في هذه الدراسة ، تم تطوير نموذج خلية العضلات الملساء للشريان الأورطي البشري (HASMC-OOC) لمحاكاة المعلمات الفيزيولوجية المرضية للميكانيكا الحيوية الأبهرية ، بما في ذلك سعة وتواتر الإجهاد الدوري الذي تعاني منه خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية (HASMCs) التي تلعب دورا حيويا في TAAD. في هذا النموذج ، أصبح مورفولوجيا HASMCs ممدودا في الشكل ، ومحاذاة عموديا على اتجاه الإجهاد ، وقدم نمطا ظاهريا أكثر انقباضا في ظل ظروف الإجهاد مقارنة بالظروف التقليدية الساكنة. كان هذا متسقا مع اتجاه الخلية والنمط الظاهري في جدران الأبهر البشرية الأصلية. بالإضافة إلى ذلك ، باستخدام TAAD (BAV-TAAD) المرتبط بالصمام الأبهري ثنائي الشرف و TAAD (TAV-TAAD) الأولي المرتبط بالصمام الأبهري ثلاثي الشرف (TAV-TAAD) HASMCs المشتق من المريض ، أنشأنا نماذج مرض BAV-TAAD و TAV-TAAD ، والتي تكرر خصائص HASMC في TAAD. يوفر نموذج HASMC-OOC منصة جديدة في المختبر مكملة للنماذج الحيوانية لمزيد من استكشاف التسبب في TAAD واكتشاف الأهداف العلاجية.

المقدمة

تمدد الأوعية الدموية الأبهري الصدري وتسلخه (TAAD) هو توسع موضعي أو تفريغ لجدار الأبهر المرتبط بارتفاع معدلات المراضة والوفيات1. تلعب خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية (HASMCs) دورا حيويا في التسبب في TAAD. HASMCs ليست خلايا متمايزة نهائيا ، وتحتفظ HASMCs بمرونة عالية ، مما يسمح لها بتبديل الأنماط الظاهرية استجابة للمحفزات المختلفة2. تتعرض HASMCs بشكل أساسي لإجهاد الشد الإيقاعي في الجسم الحي ، وهذا أحد العوامل الرئيسية التي تنظم التغيرات المورفولوجية للعضلات الملساء والتمايز والوظائف الفسيولوجية 3,4. لذلك ، لا يمكن تجاهل دور الإجهاد الدوري في دراسة HASMCs. ومع ذلك ، لا يمكن لمزارع الخلايا التقليدية 2D تكرار التحفيز الميكانيكي الحيوي للسلالة الدورية التي تعاني منها HASMCs في الجسم الحي. بالإضافة إلى ذلك ، فإن بناء نموذج TAAD الحيواني غير مناسب لبعض أنواع TAAD ، مثل TAAD المرتبط بالصمام الأبهري ثنائي الشرف (BAV). علاوة على ذلك ، لا يمكن تجاهل فجوة الأنواع بين الدراسات البشرية السريرية والتجارب على الحيوانات. يعيق الترجمة الصيدلانية في الممارسة السريرية. وبالتالي ، هناك حاجة ملحة لأنظمة أكثر تعقيدا وفسيولوجية لمحاكاة البيئة الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي في البحث عن أمراض الأبهر.

التجارب على الحيوانات المستخدمة في البحوث الطبية الحيوية وتطوير الأدوية مكلفة وتستغرق وقتا طويلا ومشكوك فيها أخلاقيا. بالإضافة إلى ذلك ، غالبا ما تفشل نتائج الدراسات على الحيوانات في التنبؤ بالنتائج التي تم الحصول عليها في التجارب السريرية البشرية 5,6. أدى عدم وجود نماذج بشرية قبل السريرية وارتفاع معدل الفشل في التجارب السريرية إلى عدد قليل من الأدوية الفعالة للعيادة ، مما أدى إلى زيادة تكاليف الرعاية الصحية7. وبالتالي ، من الضروري إيجاد نماذج تجريبية أخرى لاستكمال النماذج الحيوانية. تطورت تقنيات التصنيع الدقيق والموائع الدقيقة بشكل كبير في السنوات الأخيرة ، مما يوفر تقنيات جديدة لإنشاء نماذج عضوية على رقاقة تعالج عيوب تقنيات زراعة الخلايا التقليدية 2D وإنشاء نموذج أكثر واقعية ومنخفض التكلفة وفعال في المختبر للدراسات الفسيولوجية وتطوير الأدوية. باستخدام أجهزة الموائع الدقيقة ، يتم إنشاء أعضاء على رقائق لزراعة الخلايا الحية في غرف بحجم ميكرومتر مع محفزات مختلفة لتكرار الوظائف الرئيسية للنسيج أو العضو. يتكون النظام من قنوات دقيقة مفردة أو متعددة من الموائع الدقيقة ، مع نوع واحد من الخلايا المستزرعة في غرفة منخرطة تكرر وظائف نوع واحد من الأنسجة أو أنواع خلايا مختلفة مستزرعة على أغشية مسامية لإعادة إنشاء واجهات بين الأنسجة المختلفة. تتمتع الكائنات العضوية القائمة على الموائع الدقيقة جنبا إلى جنب مع الخلايا المشتقة من المريض بميزة فريدة تتمثل في سد الفرق الكبير بين الأنواع الكبيرة بين نماذج أمراض الفئران والبشر والتغلب على عيوب زراعة الخلايا التقليدية 2D لأبحاث آلية المرض واكتشاف الأدوية. مع التطور السريع للموائع الدقيقة في السنوات القليلة الماضية ، أدرك الباحثون فائدة نماذج الأعضاء على الرقاقة في المختبر (OOC) التي تكرر المعلمات البيولوجية المعقدة في الجسم الحي 8. تحاكي هذه الكائنات العضوية الموائع الدقيقة البيئات الميكانيكية الحيوية في المختبر ، مثل الإجهاد الدوري ، وإجهاد القص ، وضغط السائل ، مما يوفر بيئة زراعة خلايا ثلاثية الأبعاد (3D). حتى الآن ، تم إنشاء العديد من نماذج OOC لمحاكاة المحفزات الميكانيكية الحيوية في أعضاء مثل الرئة9 والكلى 10 والكبد 11 والأمعاء12 والقلب 13 ، ولكن لم يتم تطبيقها على نطاق واسع لدراسة مرض الأبهر البشري.

في هذه الدراسة ، نقدم نموذج خلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري (HASMC-OOC) يمكنه التحكم في القوى الميكانيكية الحيوية والإيقاعات المطبقة على HASMCs الأولية المشتقة من المريض TAAD. تتكون الشريحة من ألواح سميكة ثلاثية الطبقات من polydimethylsiloxane (PDMS) محفورة بقنوات واثنين من أغشية PDMS عالية المرونة التجارية. يتم استزراع HASMCs على أغشية PDMS. تمتلئ القناة الموجودة في منتصف الشريحة بوسط ثقافة لزراعة الخلايا. يتم توصيل القنوات العلوية والسفلية للرقاقة بنظام إمداد ضغط الفراغ الذي يمكنه التحكم في إيقاع وتواتر إجهاد الشد الميكانيكي لأغشية PDMS. يمكن محاكاة الإجهاد الإيقاعي الذي تعاني منه HASMCs في HASMC-OOC ، وتكرار البيئة المكروية الميكانيكية الحيوية للأنسجة أو الأعضاء التي لا يمكن تحقيقها وظيفيا باستخدام أنظمة الثقافة التقليدية 2D. مع الاستفادة من التصوير عالي الدقة ، في الوقت الحقيقي ، والبيئة الدقيقة الميكانيكية الحيوية ، يمكن دراسة الأنشطة البيوكيميائية والجينية والأيضية للخلايا الحية لتطوير الأنسجة ، وفسيولوجيا الأعضاء ، ومسببات الأمراض ، والآليات الجزيئية وتحديد العلامات الحيوية ، وأمراض القلب والأوعية الدموية وأمراض الأبهر. إلى جانب الخلايا الخاصة بالأنسجة والمريض ، يمكن استخدام هذا النظام لفحص الأدوية والطب الشخصي واختبار السمية. يوفر نموذج HASMC-OOC هذا منصة جديدة في المختبر لدراسة التسبب في مرض الأبهر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم استخدام عينات الأبهر البشري لعزل HASMC الأولي بموجب موافقة مستشفى تشونغشان ، لجنة أخلاقيات جامعة فودان (NO. B2020-158). تم جمع عينات الأبهر من المرضى الذين خضعوا لجراحة الشريان الأورطي الصاعد في مستشفى تشونغشان ، جامعة فودان. تم الحصول على موافقة خطية مستنيرة من جميع المرضى قبل المشاركة.

1. عزل خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية الأولية

  1. اغسل المنطقة الجانبية اليمنى من الشريان الأورطي الصاعد باستخدام PBS المعقم ، 1x-2x.
  2. قم بإزالة طبقات intima و adventitia من الأنسجة باستخدام ملقطين عينيين واحتفظ بطبقة الوسائط لحصاد الخلايا.
  3. ضع طبقة الوسائط على طبق استزراع 10 سم وقطعها إلى قطع صغيرة (2-3 مم) بالمقص. أضف 5 مل من وسط زراعة الخلايا العضلية الملساء (SMCM) الذي يحتوي على 10٪ FBS و 1٪ بنسلين-ستربتومايسين.
  4. انقل الأنسجة الصغيرة إلى زجاجة الثقافة باستخدام قطارة معقمة ، وانشر الأنسجة بالتساوي. تخلص من وسط الثقافة قدر الإمكان ، ثم اقلب الزجاجة رأسا على عقب.
  5. أضف 2 مل من SMCM إلى زجاجة الثقافة المقلوبة وضعها في الحاضنة (5٪ CO 2) عند 37 درجة مئوية لمدة 1-2 ساعة ، ثم اقلبها ببطء إلى الجانب الأيمن لأعلى وأضف2 مل أخرى من SMCM.
  6. بعد 5-7 أيام من الحضانة ، استبدل SMCM ب 4 مل من SMCM الطازج. عموما، خلايا العضلات الملساء متفرقة تتسلق في حوالي 2 أسابيع.
  7. تخلص ببطء من SMCM وأضفه ببطء عند تغيير الوسيط. نقل زجاجة الثقافة ببطء عند الانتقال إلى محطة المجهر ؛ خلاف ذلك ، سوف تطفو الأنسجة ، وسوف تنمو الخلايا ببطء.
  8. عندما تصل الخلايا إلى ما يقرب من 80 ٪ من التقاء ، تغسل مع 2 مل من PBS ، وهضم مع 2 مل من 0.25 ٪ من التربسين ، وتقسيمها إلى زجاجتين ثقافة جديدة مع 4 مل من SMCM الطازجة.
  9. تحديد الخلايا من خلال تحليل التألق المناعي لأربع علامات محددة مختلفة لخلايا العضلات الملساء (CNN1 ، SM22) 14.

2. إعداد رقاقة PDMS

  1. لبلمرة PDMS ، أضف عامل المعالجة (المكون B) إلى القاعدة (المكون A) بنسبة وزن A: B = 10: 1 w / w واخلط المركب تماما لمدة 5 دقائق ؛ يعتمد الحجم على حاجة الدراسة.
  2. ضع جل PDMS المحضر في خزان شفط فراغ لمدة 30-60 دقيقة وحافظ على الضغط أقل من -0.8 ميجا باسكال.
    ملاحظة: سيؤدي الضغط العالي إلى عدم كفاية استخراج الفقاعات الصغيرة داخل هلام PDMS والتي ستؤثر على الخطوة التالية من تصنيع الرقائق.
  3. باستخدام برنامج التصميم بمساعدة الكمبيوتر (CAD) ، صمم القالب بهيكل إطار خارجي 100 مم × 40 مم × 8 مم وقناة 70 مم × 6 مم × 4 مم.
  4. اصنع قوالب الطبقات الثلاث باستخدام آلة نقش تحكم رقمي عالية الدقة بالكمبيوتر. قم بنحت إطار القوالب والقنوات الدقيقة باستخدام ألواح بولي ميثيل ميثاكريلات (PMMA) ، ثم قم بلصقها على لوحة PMMA أخرى.
  5. صب هلام PDMS المحضر على قالب بإطار خارجي 100 مم × 40 مم × 6 مم و 70 مم × 6 مم × 4 مم ، ثم قم بالربط المتقاطع عند 70 درجة مئوية لمدة 1-2 ساعة.
  6. انزع ألواح PDMS المتشابكة من القالب وقطع أغشية PDMS التجارية إلى أقسام 100 مم × 40 مم.
  7. عالج ألواح PDMS الثلاثة المحضرة وأغشية PDMS ببلازما الأكسجين لمدة 5 دقائق لتنشيط سطح PDMS. قم بتطبيق الإعدادات المحددة التالية: هواء الغرفة كغاز العملية ؛ ضبط الضغط على -100 كيلو باسكال ؛ المجموعة الحالية إلى 180-200 مللي أمبير ؛ ضبط الجهد على 200 فولت ؛ وقت العملية إلى 5 دقائق.
  8. قم بعمل ثقوب على ألواح PDMS الثلاثة باستخدام ثقب ثقب 1 مم لعمل مدخل ومخرج الهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة على شريحة PDMS.
  9. ربط ثلاثة ألواح PDMS واثنين من أغشية PDMS معا بالترتيب: بلاطة PDMS للقناة الهوائية (الطبقة العليا) - غشاء PDMS - بلاطة PDMS متوسطة القناة (الطبقة الوسطى) - غشاء PDMS - بلاطة PDMS للقناة الهوائية (الطبقة السفلية). نفذ هذه الخطوة تحت مجهر مجسم بمعدل 4x لتداخل القنوات الدقيقة الهوائية بالكامل مع القنوات الدقيقة المتوسطة.
  10. ضع شريحة PDMS المجمعة في حاضنة 70 درجة مئوية لمدة 1 ساعة.
  11. قم بإعداد عدة خراطيم لاتكس بقطر داخلي 1 مم وطول 3 سم. أدخل قطرا خارجيا 1 مم وإبرة من الفولاذ المقاوم للصدأ بطول 1 سم في أحد طرفي الخرطوم المعد ، ثم أدخل Luer في الطرف الآخر من الخرطوم لإنشاء الأنبوب المتصل بالهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS.
  12. أدخل الأنابيب المعدة في منافذ ومداخل الهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة على شريحة PDMS.

3. المعالجة السطحية رقاقة PDMS والتعقيم

  1. اغرس 2 مل من 80 مجم / مل من كولاجين الفأر في القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS باستخدام حقنة سعة 2 مل واحتضانها في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
  2. بعد الحضانة ، قم بإزالة الكولاجين من القناة وتذكر باستخدام حقنة 2 مل. ضع رقائق PDMS المغلفة بالكولاجين في حاضنة 60 درجة مئوية طوال الليل.
  3. ضع رقائق PDMS في معقم للأشعة فوق البنفسجية لأكثر من 1 ساعة. ضع رقائق PDMS المعقمة على مقعد فائق النظافة استعدادا لتجربة الخلية.

4. بذر الخلية على رقاقة PDMS وعملية تمدد الخلية

  1. مزرعة 4 × 10 5 خلايا العضلات الملساء البشرية الأولية (HASMCs) من المرضى الذين يستخدمون وسط خلايا العضلات الملساء (SMCM) الذي يحتوي على 2٪ مصل بقري جنيني (FBS) و 1٪ بنسلين-ستربتومايسين في حاضنة5 ٪ CO2 عند 37 درجة مئوية.
  2. عندما تصل كثافة HASMC إلى 80٪ ، تخلص من SMCM واغسل الخلايا ب 2 مل من PBS.
  3. هضم الخلايا باستخدام 1 مل من 0.25٪ تربسين لمدة 2 دقيقة وأجهزة طرد مركزي عند 100 × جم لمدة 5 دقائق. قم بإزالة المادة الطافية وأعد تعليق حبيبات الخلية في 1 مل من SMCM الطازج. استخدم 8 مل من SMCM لزراعة الخلايا على طبق استزراع 10 سم.
  4. احسب رقم الخلية باستخدام مقياس خلوي واستخدم الخلايا بتركيز نهائي قدره 2 × 105 خلايا / مل.
  5. صب ببطء 2 مل من PBS في القناة الدقيقة المتوسطة لرقاقة PDMS المغلفة بالكولاجين والمعقمة وتخلص منها لاحقا باستخدام حقنة سعة 2 مل.
  6. صب ببطء ما مجموعه 2 مل من 2 × 105 خلايا / مل تعليق HASMC في القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS باستخدام حقنة 2 مل. ثم أغلق Luer عند مدخل ومخرج شريحة PDMS. ضع شريحة PDMS في حاضنة (5٪ CO2) عند 37 درجة مئوية لمدة يوم واحد.
  7. بعد توصيل الخلايا بغشاء PDMS في شريحة PDMS ، بعد 24 ساعة تقريبا ، قم بتوصيل مخرج القناة الدقيقة الهوائية على شريحة PDMS بنظام التحكم في الفراغ. عندما يتم إرفاق الخلية ، يمكن رؤية شكل خلوي طبيعي ممدود تحت المجهر ، على النقيض من الخلايا المستديرة المعلقة.
  8. قم بتشغيل صمام الملف اللولبي ومضخة التفريغ. افتح منظم التفريغ واضبط مستوى الضغط على 10 كيلو باسكال لإجهاد 7.18 ± 0.44٪ و 15 كيلو باسكال لإجهاد 17.28 ± 0.91٪.
  9. بعد ضبط معلمات نظام التحكم ، ضع رقائق PDMS في حاضنة (5٪ CO2) عند 37 درجة مئوية وتمتد لمدة 24 ساعة.

5. إعداد نظام التحكم الميكانيكي

  1. قم بإعداد العديد من صمامات الملف اللولبي ، ومرشحات الفراغ ، ومنظمات التفريغ ، ومضخة التفريغ ، والمضخة التمعجية ، ووحدة التحكم المنطقية القابلة للبرمجة (PLC) التي تتحكم في صمام الملف اللولبي.
  2. قم ببرمجة وحدة تحكم PLC واضبط الفاصل الزمني للتشغيل / الإيقاف على 1 هرتز. قم بتوصيل صمامات الملف اللولبي بوحدة التحكم المبرمجة.
  3. قم بتوصيل مدخل مضخة التفريغ بمرشحات التفريغ ، ثم قم بتوصيل مخرج مرشحات الفراغ بمنظمات التفريغ. قم بتوصيل مخرج منظمات التفريغ بصمامات الملف اللولبي ، وأخيرا ، قم بتوصيل مخرج صمامات الملف اللولبي بمنافذ القنوات الهوائية الدقيقة لرقائق PDMS.
  4. قم بتوصيل مخرج المضخة التمعجية بمدخل القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS ومدخل المضخة التمعجية بمخرج شريحة PDMS ذات القناة الدقيقة المتوسطة لاستبدال وسط الاستزراع والتعامل مع الأدوية.
  5. اضبط سعة الإجهاد بواسطة المنظم وتردد الإجهاد بواسطة المتحكم الدقيق.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتكون نموذج HASMC-OOC من نظام التحكم في الفراغ ، ونظام الدوران ، ورقائق PDMS ، والتصميم التخطيطي لنموذج HASMC-OOC (الشكل 1). يتكون نظام التحكم في الفراغ من مضخة تفريغ وصمامات ملف لولبي ووحدة تحكم PLC. للعمل كنظام دائري ، تم استخدام مضخة تمعجية لتحديث وسط زراعة الخلايا وإضافة الأدوية. تتكون شريحة PDMS من غرفتين مفرغتين وغرفة متوسطة مملوءة ب SMCM لنمو الخلايا. وفقا لتصميم هيكل الرقاقة ، تم تحضير قالب PMMA ، وتم تحضير ألواح PDMS الثلاثة عن طريق صبها في قوالب والربط المتقاطع عند 70 درجة مئوية لم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

مع التطور السريع لتكنولوجيا الموائع الدقيقة ، ظهرت نماذج OOC التي يمكنها تكرار الوظيفة البيولوجية وهيكل واحد أو أكثر من الأعضاء في المختبر في السنوات الأخيرة للتطبيقات في علم الأحياء والطب وعلم الأدوية15. يمكن ل OOC محاكاة الوظائف الرئيسية للبيئة المكروية الفسيولوجية البشرية ، وهي ضرورية لاستكشاف آليات المرض وتعزيز ترجمة الأدوية قبل السريرية8،16. على الرغم من أن OOC لا تزال في المراحل المبكرة وهناك حاجة إلى مزيد من المدخلات لتحسين...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

يقر المؤلفون بأن هذا العمل كان مدعوما بمنح من لجنة العلوم والتكنولوجيا في بلدية شنغهاي (20ZR1411700) ، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81771971) ، وبرنامج شنغهاي للإبحار (22YF1406600).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
4٪ بارافورمالدهايدBeyotimeP0099-100mlتستخدم لتثبيت الخلايا
Alexa Fluor 350-labeled Goat Anti-Rabbit IgGBeyotimeA0408الأجسام المضادة المستخدمة في تلطيخ المناعة
ألبومين مصل الأبقارBeyotimeST025-20g
الكالسيوم AM / PIInvitrogenL3224
قارورة ثقافة الخلية   ؛Corning430639
CNN1Abcam Ab46794
غشاء تجاري مرن
PDMS		هانغتشو أصلع المواد المتقدمةKYQ-200
F-actinInvitrogenR415
FBSSigmaM8318
خراطيمRunze Fluid964101 مم القطر الداخلي ؛ 3 مم القطر الخارجي ؛ 1 مم سمك الجدار ؛ عنوان الموقع الرسمي: https://www.runzefluidsystem.com
الأبهر البشري السلس
خط الخلايا العضلية CRL1999		ATCCرقم القطعة:70019189
صورة JImagej.net/fiji/downloadsتحميل مجاني:https://fiji.sc منصة التصوير التي تستخدم لتحديد شدة التألق
حاضنةThermo Fisher Scientificيضمن أن درجة الحرارة ،
الرطوبة ، والتعرض للضوء
هي نفسها تماما طوال التجربة
.
LuerRunze FluidRH-M016عنوان الموقع الرسمي: https://www.runzefluidsystem.com.
مجهرأوليمبوس
فأر كولاجينسيجماC7661
بلازما الأكسجين  أداة تشانغتشو هونغ مينغHM-Plasma5L
ماصة باستورBiologix30-0138A1
PBSBeyotimeC0221A
Pen-StrepSigmaP4458-100mlمضادات حيوية تستخدم لمنع تلوث الخلايا البكتيرية
أثناء الاستزراع.
مضخة تمعجيةKamoerF01A-STP-B046
طبق بتريCorning430167
تحكم PLCتشجيانغ جون تنغ (BenT) مصنع CNCBR010-11T8X2Mيمكن العثور على إعداد البرنامج التفصيلي في تكميلية. عنوان الموقع الرسمي: files.http://www.btcnc.net
polydimethylsiloxane (PDMS)Dow CorningSylgard 184
SM22Abcam ab14106
SMCMScienCellCat 1101
صمام الملف اللولبيSMC (الصين)VQZ300
حقنةبيكتون وديكنسون وشركاه300841
Triton-X 100BeyotimeST795لاختراق أغشية الخلايا
TrizolInvitrogen10296010المستخدمة لاستخراج الحمض النووي الريبي
تربسينسيجما15400054
فلتر فراغSMC (الصين)ZFC5-6عنوان الموقع الرسمي: https://www.smc.com.cn
مضخة فراغKamoerKVP15-KL-S
منظم فراغAirTACGVR-200-06
Primers
Primer NameForward (5 'to 3')عكس (5 إلى 3)
SM22CCGTGGAGATCCCAACTGGCCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1CTCCATTGACTCGAACGACTCCAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA

المراجع

  1. Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
  2. van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
  3. Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
  4. Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
  5. Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
  6. Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902(2018).
  7. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
  8. Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
  9. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  10. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
  11. Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
  12. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  13. Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
  14. Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
  15. Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
  16. Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
  17. Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705(2021).
  18. Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301(2017).
  19. Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021(2017).
  20. Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
  21. Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
  22. Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
  23. Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
  24. Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310(2021).
  25. Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
  26. Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

PDMS
بناء نموذج لخلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتلخيص الإجهاد الميكانيكي الحيوي في جدار الأبهر
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.