Method Article

نموذج مغلق الرأس يتم التحكم فيه كهرومغناطيسيا لإصابات الدماغ الرضحية الخفيفة في الفئران

DOI:

10.3791/64556

⸱

September 28th, 2022

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصف البروتوكول إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة في نموذج الفأر. على وجه الخصوص ، يتم شرح بروتوكول خطوة بخطوة للحث على إصابة خفيفة في الرأس المغلق في خط الوسط وتوصيف النموذج الحيواني بشكل كامل.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هناك حاجة إلى نماذج حيوانية قابلة للتكرار للغاية لإصابات الدماغ الرضحية (TBI) ، مع أمراض محددة جيدا ، لاختبار التدخلات العلاجية وفهم آليات كيفية تغيير TBI لوظائف الدماغ. يعد توفر نماذج حيوانية متعددة من إصابات الدماغ الرضية ضروريا لنمذجة الجوانب والشدة المختلفة لإصابات الدماغ الرضية التي تظهر في البشر. تصف هذه المخطوطة استخدام إصابة الرأس المغلقة في خط الوسط (CHI) لتطوير نموذج فأر من إصابات الدماغ الرضية الخفيفة. يعتبر النموذج خفيفا لأنه لا ينتج آفات دماغية هيكلية تعتمد على التصوير العصبي أو فقدان الخلايا العصبية الإجمالي. ومع ذلك ، فإن تأثير واحد يخلق ما يكفي من الأمراض بحيث يكون الضعف الإدراكي قابلا للقياس على الأقل 1 شهر بعد الإصابة. تم تعريف بروتوكول خطوة بخطوة للحث على CHI في الفئران باستخدام تأثير كهرومغناطيسي موجه بشكل مجسم في الورقة. تشمل فوائد نموذج CHI المعتدل لخط الوسط إمكانية تكرار التغييرات الناجمة عن الإصابة مع انخفاض معدل الوفيات. تم تمييز النموذج مؤقتا حتى 1 سنة بعد الإصابة بالتصوير العصبي والكيمياء العصبية والعصبية المرضية والتغيرات السلوكية. النموذج مكمل لنماذج الجمجمة المفتوحة ذات التأثير القشري المتحكم فيه باستخدام نفس جهاز التصادم. وبالتالي ، يمكن للمختبرات نمذجة كل من إصابات الدماغ الرضية المنتشرة الخفيفة وإصابات الدماغ الرضية البؤرية المتوسطة إلى الشديدة بنفس التأثير.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحدث إصابات الدماغ الرضحية (TBI) بسبب قوة خارجية على الدماغ ، وغالبا ما ترتبط بالسقوط أو الإصابات الرياضية أو العنف الجسدي أو حوادث الطرق. في عام 2014 ، قررت مراكز السيطرة على الأمراض والوقاية منها أن 2.53 مليون أمريكي زاروا قسم الطوارئ لطلب المساعدة الطبية للحوادث المرتبطة بإصابات الدماغالرضية 1. نظرا لأن إصابات الدماغ الرضية الخفيفة (mTBI) تمثل غالبية حالات إصابات الدماغ الرضية ، على مدى العقود العديدة الماضية ، تم اعتماد نماذج متعددة من إصابات الدماغ الرضية ، والتي تشمل انخفاض الوزن ، وإصابة الرأس المغلقة التي يحركها المكبس والتأثير القشري المتحكم فيه ، وإصابة الدوران ، وإصابة قرع السوائل الخفيفة ، ونماذج إصابةالانفجار 2,3. يعد عدم تجانس نماذج mTBI مفيدا لمعالجة الميزات المختلفة المرتبطة ب mTBI التي تظهر في الأشخاص وللمساعدة في تقييم الآليات الخلوية والجزيئية المرتبطة بإصابة الدماغ.

من بين النماذج الشائعة الاستخدام لإصابة الرأس المغلقة ، فإن أحد النماذج الأولى والأكثر استخداما هو طريقة إنقاص الوزن ، حيث يتم إسقاط جسم من ارتفاع معين على رأس الحيوان (مخدر أو مستيقظ)2,4. في طريقة إنقاص الوزن ، تعتمد شدة الإصابة على عدة معايير ، بما في ذلك حج القحف الذي يتم إجراؤه أم لا ، والرأس ثابت أو حر ، ومسافة ووزن الجسم الساقط 2,4. أحد عيوب هذا النموذج هو التباين الكبير في شدة الإصابة وارتفاع معدل الوفيات المرتبط بالاكتئاب التنفسي 5,6. البديل الشائع هو توصيل التأثير باستخدام جهاز هوائي أو كهرومغناطيسي ، والذي يمكن إجراؤه مباشرة على الجافية المكشوفة (التأثير القشري المتحكم فيه: CCI) أو الجمجمة المغلقة (إصابة الرأس المغلقة: CHI). واحدة من نقاط القوة في الإصابة التي يحركها المكبس هي قابلية التكاثر العالية وانخفاض معدل الوفيات. ومع ذلك ، يتطلب CCI حج القحف 7,8 ، وحج القحف نفسه يحفز الالتهاب9. بدلا من ذلك ، في نموذج CHI ، ليست هناك حاجة لحج القحف. كما ذكرنا سابقا ، كل نموذج له قيود. أحد قيود نموذج CHI الموصوف في هذه الورقة هو أن الجراحة تتم باستخدام إطار تجسيمي ، ويتم تجميد رأس الحيوان. في حين أن التثبيت الكامل للرأس يضمن قابلية التكاثر ، إلا أنه لا يفسر الحركة بعد التأثير الذي يمكن أن يساهم في الإصابة المرتبطة ب mTBI.

يصف هذا البروتوكول طريقة أساسية لأداء تأثير CHI باستخدام جهاز تأثير كهرومغناطيسي متاح تجاريا10 في الماوس. يفصل هذا البروتوكول المعلمات الدقيقة المعنية لتحقيق إصابة قابلة للتكرار بدرجة كبيرة. على وجه الخصوص ، يتمتع المحقق بتحكم دقيق في المعلمات (عمق الإصابة ، ووقت السكون ، وسرعة التأثير) لتحديد شدة الإصابة بدقة. كما هو موضح ، ينتج نموذج CHI هذا إصابة تؤدي إلى أمراض ثنائية ، منتشرة ومجهرية (أي التنشيط المزمن للتلف الدبقي والمحوري والأوعية الدموية) ، والأنماط الظاهرية السلوكية11،12،13،14،15. بالإضافة إلى ذلك ، يعتبر النموذج الموصوف خفيفا لأنه لا يحفز آفات الدماغ الهيكلية على أساس التصوير بالرنين المغناطيسي أو الآفات الإجمالية على علم الأمراض حتى بعد عام واحد من الإصابة16,17.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على التجارب التي أجريت من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) بجامعة كنتاكي ، وتم اتباع كل من إرشادات REACH ودليل رعاية واستخدام المختبر أثناء الدراسة.

1. الإعداد الجراحي

ملاحظة: يتم إيواء الفئران في مجموعات من 4-5 / قفص ، ويتم الحفاظ على الرطوبة في غرفة السكن عند 43٪ -47٪ ، ويتم الحفاظ على درجة الحرارة عند 22-23 درجة مئوية. يتم منح الفئران إمكانية الوصول إلى الطعام والماء وتعريضها لدورة ضوء / مظلمة لمدة 12 ساعة / 12 ساعة (7 صباحا / 7 مساء).

  1. استخدم منطقة جراحية مخصصة ، مثل غطاء محرك السيارة أو غرفة العمليات الجراحية المخصصة ، لإجراء جراحة الحيوانات.
  2. تأكد من أن المنطقة الجراحية تشتمل على وسادة تدفئة ، وإطار تجسيمي مجهز بصدم كهرومغناطيسي ، وقناع تخدير مصمم لإدارة غاز الأيزوفلوران (انظر الشكل 1 أ).
  3. تأكد من أن الجراح أو الموظفين المشاركين في الجراحة يرتدون معطف مختبر نظيف وقناع وجه وقفازات وقبعة جراحية.
  4. استخدم أدوات جراحية معقمة ، وأدوات تطبيق معقمة ذات رؤوس قطنية ، ووسادات شاش. استخدم معقم حبة ساخنة لتعقيم الأدوات بين الفئران خلال يوم الجراحة.
  5. استخدم غرفة تحريض التخدير لإعداد الماوس للجراحة في منطقة ما قبل العملية.
  6. استخدم وسادات التدفئة للحفاظ على درجة حرارة الحيوان ، وأقفاص الإمساك بالماوس النظيفة بعد العملية ، وأجهزة ضبط الوقت لتسجيل رد الفعل الصحيح للفأر بعد الجراحة.

2. إجراء ما قبل الجراحة

  1. قم بإعداد جهاز دعم الرأس (انظر الشكل 1 ب).
    1. قم بإزالة حافة النهاية المدرفلة من لمبة ماصة لاتكس سعة 1 مل (نهاية قابلة للنفخ) (انظر الشكل 1C).
    2. قم بتوصيل المصباح بالأنبوب باستخدام parafilm (انظر الشكل 1C).
    3. قم بتوصيل الأنبوب بمحقنة سعة 10 مل باستخدام محبس. املأ المحقنة بالماء (انظر الشكل 1 ج).
      ملاحظة: سيتم وضع لمبة ماصة اللاتكس سعة 1 مل تحت رأس الماوس لإزاحة قوة التأثير بعيدا عن الأذنين. حاول إزالة أكبر قدر ممكن من الهواء من المصباح قبل الاستخدام بحيث تمتلئ اللمبة بالماء في الغالب وليس الهواء.
  2. إعداد الصدم.
    1. حدد طرف المسبار مقاس 5 مم ، وقم بتثبيته على المكبس الموجود في منتصف المشغل السفلي (داخل الأسطوانة الأكبر) ، وشد المسبار برفق دون استخدام القوة المفرطة. أعد شد الطرف بين التأثيرات (انظر الشكل 1 ب).
    2. قبل تشغيل جهاز الصدم، تأكد من وضع مفتاح التمديد/السحب في وضع إيقاف التشغيل المركزي. بعد ذلك ، قم بتوصيل الكبل الموجود على المشغل بالمقبس الموجود على اللوحة الأمامية لصندوق التحكم في الصدمات وكابل المستشعر بالمقبس الموجود على اللوحة الأمامية. ثم قم بتشغيل مفتاح الطاقة على اللوحة الخلفية (انظر الشكل 1D).
      ملاحظة: يجب أن يظل مفتاح التبديل Extend / Retracting في وضع إيقاف التشغيل المركزي عندما لا يكون قيد الاستخدام.
    3. قم بإعداد سرعة التأثير عن طريق تدوير المقبض الكبير على الجانب الأيسر من صندوق التحكم حتى تظهر سرعة تأثير تبلغ 5.0 ± 0.2 م / ث على الشاشة (انظر الشكل 1 د).
    4. اضبط عداد المسكن على 100 مللي ثانية عن طريق تدوير الأقراص حتى يقرأ المسكن 0.01 (انظر الشكل 1D).
      ملاحظة: المسكن هو وقت التلامس قبل حدوث التراجع التلقائي.
    5. ضع مشغل الصدمة على كيس ثلج لمنع الأسطوانة البلاستيكية من التمدد ، مما يثبت الأسطوانة في مكانها ، مما يمنع حركة الأسطوانة وتوصيل التأثيرات المستقبلية (انظر الشكل 1E).
  3. تحضير الماوس للجراحة.
    1. افحص الماوس بصريا قبل الجراحة وتخلص من الفأر من الدراسة إذا لوحظ أحد الشروط التالية: حالة معطف سيئة أو خمول أو ضعف الوزن (<20 جم) لفأر عمره 4 أشهر.
    2. تخدير الماوس بنسبة 4٪ -5٪ إيزوفلوران في أكسجين 100٪ باستخدام غرفة تحريض موضوعة على وسادة تدفئة لمدة 1-2 دقيقة.
    3. احلق الفراء من موقع العملية باستخدام ماكينة قص الشعر الكهربائية.
    4. نظف الرأس باستخدام ضمادات تحضير كحولية معقمة وضع مخدرا موضعيا على فروة الرأس المحلوقة قبل 15 دقيقة على الأقل من بدء الجراحة.
    5. أعد الماوس إلى قفص نظيف قبل الجراحة. ابدأ الجراحة بعد 15 دقيقة على الأقل من تطبيق التخدير الموضعي (وقت الحث).
      ملاحظة: قد يختلف وقت التخدير اعتمادا على المخدر المستخدم في الإجراء.
  4. تحقق مرة أخرى من أن الإطار التجسيمي والمصدم وشاشة العرض المجسمة الرقمية (انظر الشكل 1F) جاهزة للاستخدام.
  5. أعد الماوس إلى غرفة تحريض الأيزوفلوران مع 4٪ -5٪ إيزوفلوران في أكسجين 100٪ لمدة 3 دقائق تقريبا.
  6. إصلاح الماوس في مرحلة الرأس.

3. الإجراء الجراحي

  1. ثبت الماوس في الإطار التجسيمي باستخدام قضبان أذن مدببة من راتنج الأسيتال خفيف الوزن ، وقضيب عضة ، وقناع تخدير للفأر (انظر الشكل 1G ، H). يتم تسليم غاز الأيزوفلوران بنسبة 2٪ -3٪ في هواء الغرفة عند 100-200 مل / دقيقة. راقب تنفس الماوس بعناية لضمان عمق التخدير وضبط مستوى الغاز حسب الحاجة.
  2. ضع مزلق العين المعقم على العينين لمنع جفاف القرنية.
  3. تعقيم فروة الرأس مع مسحات اليود البوفيدون ومنصات الكحول معقمة ثلاث مرات.
  4. تأكد من تخدير الماوس بعمق عن طريق التحقق من عدم وجود استجابة قرصة إصبع القدم.
  5. قم بعمل شق في خط الوسط بطول 1 سم تقريبا بين العينين والرقبة باستخدام مشرط ، مما يعرض الجمجمة (انظر الشكل 1I).
  6. اترك الجمجمة تجف لمدة 1-2 دقيقة.
  7. حدد bregma (نقطة تقاطع الغرز الإكليلية والسهمية) و lambda (تقاطع الغرز السهمية و lambdoid ) (انظر الشكل 1J).
    ملاحظة: يمكن استخدام أطلس دماغ الفأر كمرجع.
  8. ضع جهاز دعم الرأس تحت الرأس وقم بنفخ المصباح بالماء حتى يضغط على الجزء السفلي من رأس الماوس ولكن لا يرفع الرأس بعيدا عن قضيب اللدغة.
    ملاحظة: هذه الخطوة ضرورية لتقليل مشاكل الأذن المحتملة من CHI. يجب التخلص من أي يعاني من تلف في الأذن من قضبان الأذن ، مما يؤدي إلى التدحرج أو النزيف ، من الدراسة والقتل الرحيم.
  9. حرك الصدمة في مكانها فوق رأس الحيوان.
  10. قم بتمديد جهاز الصدمة عن طريق وضع مفتاح تبديل التمديد/السحب (في صندوق التحكم في جهاز الصدمات) على Extend.
    ملاحظة: تأكد من التحقق من أن الطرف ممتد بالكامل عن طريق سحب الطرف لأسفل.
  11. اصطف الصدمة حتى يتم توسيطها فوق البريجما (انظر الشكل 1K).
  12. إعادة تعيين إحداثيات x و y المجسمة الرقمية في قارئ التجسيم إلى 0 (على عنصر تحكم الشاشة باللمس)
  13. قم بمحاذاة المسبار فوق موقع التأثير عن طريق تحريك المسبار من bregma إلى الإحداثيات المستهدفة: الإنسي الجانبي = 0.0 مم ، الأمامي الخلفي = −1.6 مم.
  14. قم بقص مستشعر التلامس بأذن الحيوان.
    1. اخفض طرف المسبار ببطء باستخدام المسبار الممتد حتى يتم إجراء أول اتصال مع السطح. توقف عند الصافرة.
    2. إعادة تعيين إحداثيات z المجسمة الرقمية في قارئ التجسيم إلى 0.
  15. افحص بعناية ما إذا كان الطرف متدفقا مع الجمجمة (الطائرات الإنسية الجانبية والأمامية الخلفية).
    ملاحظة: يعد وضع طرف المسبار الخطوة الأكثر أهمية في هذه العملية لمنع كسور الجمجمة وتلف الأذن.
  16. اسحب جهاز الصدمة عن طريق وضع مفتاح التبديل في صندوق التحكم في وضع السحب. ينسحب الطرف ولا مزيد من الاتصال برأس الحيوان حتى وقت الاصطدام.
  17. اضبط عمق التأثير عن طريق ضبط العمق الظهري البطني على −1.2 مم.
    ملاحظة: يؤثر عمق التأثير على شدة الإصابة. يجب معايرة العمق لمختلف الأعمار والأوزان وسلالات الفئران إلى شدة الإصابة المطلوبة. قد يحتاج العمق إلى تعديل / إعادة معايرة بمرور الوقت للحفاظ على شدة إصابة ثابتة. يمكن تقييم الشدة من الناحية العصبية: الخلايا الدبقية الصغيرة والخلايا النجمية (IHC) ، وسلوكيا: متاهة ماء الذراع الكعبرية واختبار التجنب النشط.
  18. راقب تنفس الماوس بعناية لضمان عمق التخدير وضبط مستوى الغاز حسب الحاجة.
    ملاحظة: في كثير من الأحيان ، يجب خفض النسبة المئوية لغاز الأيزوفلوران أو إيقافها لمدة 10-20 ثانية قبل الاصطدام. راقب عن كثب تسارع التنفس قليلا. إذا كان التنفس بطيئا جدا في وقت الاصطدام ، فقد يموت الحيوان خلال أول 60 ثانية بعد الاصطدام بانقطاع النفس. يمكن منع ذلك عن طريق ضبط عمق التخدير في الثواني التي تسبق التأثير.
  19. حفز التأثير بالضغط على مفتاح التبديل الأيمن للتأثير. ينخفض طرف المسبار بالسرعة المعروضة ، ثم يبقى لأسفل لوقت السكون المحدد ويتراجع.
    ملاحظة: تتلقى فئران الشام معالجة مماثلة لفئران CHI ، ولكن لا يتم تسليم التأثير.
  20. ابدأ تشغيل المؤقت فورا بعد تسليم تأثير CHI لتسجيل أوقات التصحيح (وقت العودة من الوضع الجانبي إلى وضع الانبطاح) أو ابدأ المؤقت عند إزالة الماوس من الإطار التجسيمي للفئران الوهمية. متوسط وقت رد الفعل الصحيح هو 5-15 دقيقة.
    ملاحظة: قد تختلف أوقات رد الفعل الصحيح بناء على إجهاد الماوس وعمره.
  21. تقييم الفئران لكسور الجمجمة المرئية والنزيف وانقطاع النفس. استبعاد الفئران مع كسر الجمجمة الاكتئاب أو نزيف مرئي من الدراسة.
    ملاحظة: هناك مستويات متدرجة من كسور الجمجمة. الحيوانات المصابة بكسور الجمجمة المضغوطة ، حيث يضغط العظم بشكل ملحوظ على أنسجة المخ ، يتم القتل الرحيم (CO2 أولا ، وقطع الرأس يستخدم كطريقة ثانوية). إذا تم ضبط طرف الصدمة بشكل صحيح ، فإن هذه الأنواع من كسور الجمجمة نادرة للغاية. في حالة حدوث كسر في الجمجمة ، فإن العرض الأكثر شيوعا هو قطرة دم صغيرة على الجمجمة وخشونة طفيفة عن طريق اللمس في الجمجمة ، غالبا على طول الخيط الذي يربط الطرف الخلفي لعظم الأنف. ويلاحظ أن هذه الفئران قد تكون كسرا في الجمجمة في السجلات ولكن لا يتم استبعادها عادة من الدراسة.
  22. إزالة الحيوان من الإطار المجسم.
  23. أغلق فروة الرأس عن طريق تدبيس الجلد معا.
    ملاحظة: يمكن استخدام الغرز القابلة للامتصاص أو غير القابلة للامتصاص لإغلاق فروة الرأس كبديل للمواد الغذائية الأساسية.
  24. ضع مرهما مضادا حيويا ثلاثيا مع قضيب معقم برأس قطني على الشق المغلق.
  25. أعد الماوس إلى قفص احتجاز نظيف للتعافي. يوجد نصف قفص الاسترداد على وسادة تدفئة (إعداد منخفض) ، مما يوفر القدرة على الابتعاد عن الحرارة عند الاستيقاظ والحفاظ على درجة حرارة الحيوان أثناء فقدان الوعي (انظر الشكل 1L).
    ملاحظة: يتم وضع الماوس على جانبه في قفص الاسترداد. لمنع الاختناق ، ضع الحيوان في قفص التعافي بدون فراش أو على منديل إذا كان الفراش في القفص.
  26. أعد مفتاح التبديل Extend / Repull إلى وضع الوسط / إيقاف التشغيل.
    ملاحظة: سيستمر التيار في العمل إذا ترك المفتاح في وضع التمديد أو التراجع ، مما يتسبب في انتفاخ المكبس. لن يعمل جهاز الصدمة بعد ذلك حتى يبرد المكبس.
  27. أخرج جهاز الصدمة من حامله وضعه برفق على كيس الثلج.
    ملاحظة: يساعد إبقاء جهاز الصدمة على كيس ثلج على تقليل التورم المحتمل للصدم.
  28. راقب الحيوان حتى يحدث رد الفعل الصحيح ووثق الوقت حتى التصحيح (انظر الشكل 1M).
    ملاحظة: يتم تعريف منعكس التصحيح على أنه اللحظة التي يعود فيها الماوس إلى وضعية الانبطاح. يجب ترك القفص دون إزعاج ؛ يمكن للماوس أن يصحح إذا تم لمس القفص أو تحريكه أو تعرضه لبعض الضوضاء.
  29. أعد الفئران إلى قفصها المنزلي عندما تكون مستيقظة ومنتبهة. عادة ، في غضون 1 ساعة بعد الإصابة ، تكون الحيوانات واعية تماما ومتنقلة. أضف أيضا بعض الطعام الرطب في قاع القفص.

4. رعاية ما بعد الجراحة

  1. مراقبة الحيوانات لمدة 5 أيام بعد الجراحة.
  2. سجل وزنهم وأي تغييرات جسدية / سلوكية مثل معدل التنفس (وظيفة الجهاز التنفسي النوعية) ، والمشي ، وحالة معطف الجسم والشعر ، والأكل ، والشرب ، والتغوط ، والتبول.
  3. راقب الماوس بحثا عن أي علامة على عدم الراحة والجرح الجراحي للتورم أو الإفرازات أو الحواف الحمراء أو التفكك. اتصل بالطبيب البيطري إذا أظهر الحيوان علامات الألم وعدم الراحة (النطق ، لا يتحرك ، انخفاض حرارة الجسم ، لا يشرب أو يأكل).
  4. قم بإزالة الدبابيس بعد 7-10 أيام من الجراحة تحت التخدير وعلى وسادة التدفئة.
    ملاحظة: إذا تم استخدام خيوط غير قابلة للامتصاص ، فيجب إزالتها بعد 7-10 أيام من الجراحة تحت التخدير.

5. التنظيف

  1. تنظيف وتعقيم المنطقة والأدوات الجراحية.
  2. نظف طرف المسبار بعد كل استخدام وفي نهاية اليوم باستخدام ضمادات تحضير الكحول.
    ملاحظة: تتم معايرة جهاز التصادم في المصنع ويقال إنه مستقر بمرور الوقت والاستخدام. ليست هناك حاجة إلى معايرة روتينية. ومع ذلك ، يجب فحص الارتطام والإطار التجسيمي بشكل روتيني. أيضا ، يجب مراقبة محيط نقطة نهاية النموذج مثل تصحيح وقت الانعكاس والوفيات وعلم الأمراض العصبية لتقييم الانجراف التجريبي المحتمل.

6. معايير الاستبعاد

  1. استبعد الحيوانات قبل الجراحة ذات الحالة الصحية السيئة ، مثل ضعف الوزن <20 جم للفأر البالغ من العمر 4 أشهر والخمول وحالة المعطف السيئة.
  2. استبعد الحيوانات التي تعاني من مضاعفات أثناء الجراحة مثل كسر الجمجمة المكتئب أو النزيف المرئي المرتبط بالجراحة أو نزيف الأذن.
  3. استبعاد الحيوانات من الدراسة مع أعراض ما بعد الجراحة التالية: عدم تناول الطعام و / أو التحرك بشكل طبيعي ، أو النطق غير المعتاد ، أو فقدان الوزن ، أو فشل الجرح في الشفاء بشكل طبيعي بعد الجراحة.
    ملاحظة: يمكن استخدام هذا النموذج كنموذج متكرر لإصابات الدماغ الرضية الخفيفة. إذا تلقت الفئران الجراحة الثانية على بعد 24 ساعة من الجراحة الأولى ، فيمكن إزالة الدبابيس أو الخيط ، ويمكن استخدام نفس الشق لكشف الجمجمة. يجب إجراء شق جديد إذا انقضى وقت أطول بين العمليات الجراحية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جهاز التصادم الكهرومغناطيسي التجسيمي هذا متعدد الاستخدامات. يتم استخدامه لكل من التأثير القشري المفتوح الذي يتم التحكم فيه في الجمجمة (CCI) أو جراحة إصابة الرأس المغلقة (CHI). علاوة على ذلك ، يمكن تعديل شدة الإصابة عن طريق تغيير معلمات الإصابة مثل سرعة التأثير ، ووقت السكون ، وعمق التأثير ، وطرف الصدمة ، وهدف الإصابة. هنا يوصف جراحة CHI باستخدام صدم طرف فولاذي 5.0 مم. تعتبر هذه الإصابة خفيفة لأنه لا توجد آفات دماغية هيكلية. معدل الوفيات في الفئران البالغة أقل من 0.9٪ 11,14 ويزيد قليلا ليصل إلى ~ 2.5٪ في الفئرا...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تضمين عدة خطوات في إعادة إنشاء نموذج إصابة متسق باستخدام النموذج الموصوف. أولا ، من الأهمية بمكان تأمين الحيوان بشكل صحيح في الإطار المجسم. يجب ألا يكون رأس الحيوان قادرا على التحرك بشكل جانبي ، ويجب أن تكون الجمجمة مسطحة تماما مع قراءة bregma و lambda نفس الإحداثيات. يعد وضع قضبان الأذن بشكل صحيح هو أصعب جانب في هذه الجراحة ، ولا يمكن تعلم ذلك إلا من خلال الممارسة. إذا لم تكن الجمجمة مستوية ، فيجب تعديل الرأس قبل تحفيز CHI. سيؤدي عدم ضبط وضع الرأس إلى كسر في الجمجمة. لتقييم أن الجمجمة مسطحة ، ينبغي للمرء أن ينظر إلى...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل جزئيا من قبل المعاهد الوطنية للصحة تحت أرقام الجوائز R01NS120882 و RF1NS119165 و R01NS103785 ورقم جائزة وزارة الدفاع AZ190017. المحتوى هو مسؤولية المؤلفين وحدهم ولا يمثل الآراء الرسمية للمعاهد الوطنية للصحة أو وزارة الدفاع.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
9 ملم Autoclip ApplierBraintree ScientificACS- APLSurgery
9 مم Autoclip RemoverBraintree ScientificACS- RMVSurgery
9 mm Autoclip ، علبة 1,000 مقطعBraintree ScientificACS- CSSurgery (Staples) برنامج
Aperio ImageScope لايكا بيوأنظمةNA المدينة العالمية للخدمات
BladeFLASK مزيل الشفرةفيشر Scientific22-444-275جراحة
قضيب طرف القطنVWR89031-270جراحة
إطار مجسم ماوس رقميStoelting51730Dجراحة
دومون # 7 ملقطRobozRS-5047جراحة
قضبان الأذنStoelting51649جراحة
EthoVision XT 11.0 Noldus Information TechnologyNARAWM 
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGSurgery
Fisherbrand Bulb للماصات الصغيرةفيشر Scientific03-448-21جهاز دعم الرأس
تجنب الجوزاءSan Diego InstrumentsNAالتدفئة التجنب النشط
Sunbeam   ؛732500000Uالجراحة الإعدادية
HRP الماعز المترافق المضادة للأرانب IgG & nbsp ؛مختبرات جاكسون للأبحاث المناعية111-065-144 المدينة العالمية للخدمات
غرفة الحثكينت ScientificVetFlo-0530XSالإعداد للجراحة
Isoflurane ، USPCovetrusNDC: 11695-6777-2جراحة
حامل رأس تخدير غاز الفأرStoelting51609Mجراحة
ممارس الأعصاب StereotaxicImpactor أدوات علم الأعصابn / Aالجراحة: تم توزيعها رسميا بواسطة Lecia كتأثير واحد
NexGen Mouse 500ألينتاون n / aبعد الجراحة ، عقد قفص
ParafilmBemisPM992جهاز دعم الرأس
الفول السوداني - ماكينة قص الشعر الاحترافية8655-200   ؛الإعداد للجراحة
بوفيدون اليود الحل USP, 10٪ (وزن / الحجم), 1٪ (وزن / الخامس) اليود المتاحة, لمختبرريكا3955-16جراحة
Puralube مرهم بيطري,مرهم الفازلين للعيون, زيوت التشحيم العين المعقمةDechra17033-211-38جراحة
الأرنب المضادة ل GFAP  داكوZ0334IHC
أرنب مضاد IBA1 واكو019-19741IHC
8-arm شعاعي ذراع متاهة المياهمتاهة المهندسينn / aRAWM 
مقياسOHAUS CS seriesBAL-101الإعدادية للجراحة
مقبض مشرط # 7 صلب 6.25 " RobozRS-9847
وسادات تحضير الكحول المعقمة للجراحة (كحول الأيزوبروبيل 70٪ v / v)Fisher Brand22-363-750الإعداد
للجراحة نظام التخدير منخفض التدفقKent ScientificSS-01Surgery
10 مل حقنة Luer-Lok TipBD Bard-Parkerجهازدعم الرأس
302995 أجهزة ضبط الوقتفيشر Scientific6KED8
كريم التخدير الموضعيLMX 4NDC 0496-0882-15الإعداد للجراحة
مرهم مضاد حيوي ثلاثيرئيسيNDC 0904-0734-31أنابيب ما بعد الجراحة
MasterFlex96410-16جهاز دعم الرأس
مبخر نظام تخدير أحادي القناةكينت ScientificVetFlo-1210Sالإعداد للجراحة
الإنسانية نظام وسادة الإنسانية للجراحة

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management. The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).
  2. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  3. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  4. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury). Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  5. Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1(2012).
  6. Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits. Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).
  7. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  8. Schwulst, S. J., Islam, M. Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury. Journal of Visualized Experiments. (150), e60027(2019).
  9. Cole, J. T., et al. Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  10. Brody, D. L., et al. Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).
  11. Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment. The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).
  12. Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury. PLoS One. 15 (8), 0232862(2020).
  13. Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice. Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831(2020).
  14. Bachstetter, A. D., et al. Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic. Journal of Neuroinflammation. 12, 69(2015).
  15. Bachstetter, A. D., et al. The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review. Experimental Neurology. 326, 113180(2020).
  16. Lyons, D. N., et al. A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism. Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).
  17. Yanckello, L. M., et al. Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase. Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).
  18. Bachstetter, A. D., et al. Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology. The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).
  19. Zvejniece, L., et al. Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice. Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).
  20. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  21. Yang, Z., et al. Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model. Scientific Reports. 5, 11178(2015).
  22. Petraglia, A. L., et al. The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy. Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).
  23. Laskowitz, D. T., et al. COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).
  24. Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury. Journal of Neuroinflammation. 5, 28(2008).
  25. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).
  26. Kawakami, M., Yamamura, K. Cranial bone morphometric study among mouse strains. BMC Evolutionary Biology. 8, 73(2008).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mild Traumatic Brain InjuryClosed Head InjuryMouse TBI ModelElectromagnetic ImpactorStereotaxic FrameCognitive ImpairmentNeuroimaging AnalysisBehavioral AssessmentControlled Cortical ImpactDiffuse Brain Injury

Related Articles