يصف هذا البروتوكول طريقة لمراقبة تطور التغيرات المورفولوجية بمرور الوقت في الرحم في نموذج فأر محفز لسرطان بطانة الرحم باستخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية مع الارتباط بالتغيرات الإجمالية والنسيجية.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تقييم الموجات فوق الصوتية غير الغازية لتطور سرطان بطانة الرحم في الحذف الموجه Pax8 لمثبطات الورم Arid1a و Pten في الفئران
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
يمكن دراسة سرطانات الرحم في الفئران بسبب سهولة التعامل والتلاعب الجيني في هذه النماذج. ومع ذلك ، غالبا ما تقتصر هذه الدراسات على تقييم علم الأمراض بعد الوفاة في الحيوانات التي تم قتلها رحيما في نقاط زمنية متعددة في مجموعات مختلفة ، مما يزيد من عدد الفئران اللازمة للدراسة. يمكن لفئران التصوير في الدراسات الطولية تتبع تطور المرض في الحيوانات الفردية ، مما يقلل من عدد الفئران اللازمة. سمحت التطورات في تكنولوجيا الموجات فوق الصوتية بالكشف عن التغيرات على مستوى الميكرومتر في الأنسجة. تم استخدام الموجات فوق الصوتية لدراسة نضوج الجريب في المبايض ونمو الطعم الأجنبي ولكن لم يتم تطبيقه على التغيرات المورفولوجية في رحم الفأر. يفحص هذا البروتوكول تجاور علم الأمراض مع مقارنات التصوير في الجسم الحي في نموذج فأر سرطان بطانة الرحم المستحث. كانت الميزات التي لوحظت بواسطة الموجات فوق الصوتية متسقة مع درجة التغيير التي شوهدت من قبل علم الأمراض الإجمالي والأنسجة. تم العثور على الموجات فوق الصوتية لتكون تنبؤية للغاية من علم الأمراض المرصودة ، ودعم دمج الموجات فوق الصوتية في الدراسات الطولية لأمراض الرحم مثل السرطان في الفئران.
المقدمة
تظل الفئران واحدة من أهم النماذج الحيوانية للاضطرابات التناسلية1،2،3. هناك العديد من نماذج القوارض المعدلة وراثيا أو المستحثة لسرطانات المبيض والرحم. تعتمد هذه الدراسات عادة على مجموعات متعددة تم قتلها رحيما في نقاط زمنية مختلفة لالتقاط الاتجاهات الطولية في التغيرات المورفولوجية والمرضية. هذا يمنع القدرة على الحصول على بيانات مستمرة عن تطور السرطان في الماوس الفردي. بالإضافة إلى ذلك ، دون معرفة حالة تطور مرض الفئران الفردية ، تستند دراسات التدخل إلى نقاط زمنية محددة مسبقا ومتوسط نتائج الأفواج السابقة بدلا من العتبات الفردية للكشف عن التقدم فيمعين 4,5. لذلك ، هناك حاجة إلى مناهج التصوير التي تسمح بالتقييم الطولي في الحيوانات الحية لتسهيل النماذج قبل السريرية لاختبار الأدوية أو المركبات الجديدة وتسريع فهم البيولوجيا المرضية مع زيادة الدقة والتكاثر6.
يعد التصوير بالموجات فوق الصوتية (الولايات المتحدة) طريقة جذابة للمراقبة الطولية لتطور سرطان رحم الفأر لأنه سهل نسبيا وغير مكلف مقارنة بطرق التصوير الأخرى ، وسهل الأداء ، ويمكن أن يكون له دقة رائعة 6,7. يمكن لهذه الطريقة غير الغازية التقاط الميزات على مقياس ميكرون في الفئران المستيقظة أو مع الفئران تحت التخدير القصير باستخدام اختبار 5-10 دقائق. تم التحقق من صحة الفحص المجهري بالموجات فوق الصوتية كطريقة لقياس تطور جريب مبيض الفأر 8 ونمو الأورام المزروعة أو المستحثة9،10،11. كما تم استخدام الولايات المتحدة عالية التردد للحقن داخل الرحم عن طريق الجلد12 ومراقبة تغير رحم الفئران خلال دورة الشبق13. يمكن استخدام الولايات المتحدة عالية التردد مع الفئران الموجودة على منصات ثابتة متخصصة باستخدام نظام السكك الحديدية لعقد محول الطاقة / المسبار لالتقاط صور عالية الدقة مع وضع وضغط قياسيين ؛ ومع ذلك ، فإن هذه المعدات غير متوفرة في جميع المؤسسات. يمكن اعتماد طرق مسح محول الطاقة المحمولة باليد مع معدات أقل تكريسا واستخدامها لكل من التشخيص السريري والتطبيقات البحثية في الفئران.
ويبقى السؤال حول ما إذا كان يمكن استخدام التصوير الأمريكي باستخدام مجسات عالية التردد محمولة باليد لمراقبة تطور سرطان الرحم على مدى عدة أسابيع. على غرار الأمعاء ، فإن رحم القوارض عبارة عن بنية نحيلة رقيقة الجدران متحركة للغاية داخل البطن ومتجاورة عبر أعماق الأنسجة المتعددة ، مما يجعل التصوير أكثر صعوبة من الأعضاء غير المتحركة نسبيا مثل الكلى. سعت هذه الدراسة إلى إثبات العلاقة بين الأنسجة التي لوحظت بواسطة الموجات فوق الصوتية وعلم أمراض الأنسجة ، وتحديد معالم لتحديد موقع رحم الفأر ، وتحديد جدوى التقييم الطولي لسرطان بطانة الرحم. تقدم هذه الدراسة بيانات تظهر تطابقا نوعيا بين ظهور الرحم الذي تم تصويره بواسطة الولايات المتحدة وعلم أمراض الأنسجة ، بالإضافة إلى التصوير التسلسلي للفئران على مدى عدة أسابيع. تشير هذه النتائج إلى أنه يمكن استخدام الولايات المتحدة المحمولة باليد لمراقبة تطور سرطان بطانة الرحم في الفئران ، مما يخلق فرصة لجمع البيانات الطولية الفردية للفأر لدراسة سرطان الرحم دون الحاجة إلى معدات مخصصة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تم تنفيذ جميع الإجراءات والتجارب التي شملت الفئران وفقا للبروتوكولات المعتمدة من قبل لجنة جونز هوبكنز لرعاية واستخدام الحيوان. بالنسبة لجميع الإجراءات ، تم ارتداء معدات الوقاية الشخصية المناسبة ، بما في ذلك القفازات وأردية العزل التي تستخدم لمرة واحدة. تم اتخاذ الاحتياطات عند التعامل مع الأدوات الحادة ، والتي تم التخلص منها بشكل صحيح في حاويات الأدوات الحادة ذات الصندوق الأحمر مباشرة بعد الاستخدام. انظر جدول المواد للحصول على تفاصيل حول جميع المواد والمعدات المستخدمة في هذا البروتوكول.
1. تحريض سرطان بطانة الرحم في الفئران iPAD ( Pten المحرض ، Arid1a الحذف المزدوج) مع الدوكسيسيكلين
- الحفاظ على 10 Pax8-Cre-Arid1a-Pten الفئران المعدلة وراثيا (iPAD) (الشكل 1) على خلفية وراثية مختلطة (129S ، BALB / C ، C57BL / 6) ، كما هو موضح سابقا14.
- اجمع صور خط الأساس بالموجات فوق الصوتية (2D) للمبيض وقناة البيض والرحم لكل فأر قبل العلاج بالدوكسيسيكلين.
- توفير وجبات تشاو تحتوي على الدوكسيسيكلين حصريا (دوكسيسيكلين هيكلات عند 625 مجم / كجم من العلف) لإناث الفئران iPAD لمدة لا تقل عن 2 أسابيع بدءا من 7-8 أسابيع من العمر للحث على حذف الجينات.
2. إعداد المعدات
- قم بتشغيل وسادة التدفئة ، وقم بتغطيتها بوسادة ماصة نظيفة (درجة الحرارة المستهدفة: 38 درجة مئوية).
- تأكد من ملء مبخر الأيزوفلوران وخزان O2 بشكل كاف. أعد التعبئة واستبدل إذا كانت المحتويات منخفضة.
- قم بتوصيل غرفة الحث ومخروط الأنف ونظام الكسح بالمبخر.
- قم بإعداد جهاز الموجات فوق الصوتية.
- حدد محول (مسبار) بمدى 32-56 ميجاهرتز أو حتى 70 ميجاهرتز لتصوير الرحم أو المبيض ، على التوالي.
- قم بتوصيل المسبار والطاقة على الجهاز.
- بعد تمهيد النظام ، استخدم لوحة التحكم لتسجيل الدخول باستخدام بيانات اعتماد المستخدم والوصول إلى الشاشة الرئيسية.
- من الشاشة الرئيسية ، انتقل إلى علامة التبويب التطبيقات ، وحدد وضع الماوس (الصغير) في البطن.
- انقر فوق مسح ضوئي للعودة إلى الشاشة الرئيسية ، وانتظر حتى يتم عرض صورة حية.
- حدد B-Mode من الخيارات الموجودة على شريط الأدوات الأيسر.
- انقر فوق المزيد من عناصر التحكم لعرض أدوات إضافية لتحسين الصورة ، مثل اكتساب الصورة وعمقها ، أو لضبط إعدادات الحصول على المقطع ، مثل عدد الإطارات في الثانية.
- بمجرد تحديد إعدادات الصورة ، ارجع إلى الشاشة الرئيسية بالنقر فوق مسح ضوئي.
- قم بتشغيل خزان O2 ، وقم بتوجيه التدفق إلى غرفة الحث ، واضبط معدل التدفق على 1 لتر / دقيقة.
3. إعداد الفئران للفحص بالموجات فوق الصوتية ، بما في ذلك إزالة الشعر
- ضع الماوس في غرفة الحث. اضبط مبخر الأيزوفلوران على 2٪ -3٪ حجم / حجم لتحريض التخدير.
- تحديد عمق التخدير المناسب من خلال عدم الاستجابة لقرصة إصبع القدم ومعدل التنفس حوالي 1-2 أنفاس / ثانية.
- ضع مادة تشحيم العيون المعقمة على كل عين. قم بإزالة الفراء من الظهر والبطن بين الضلع الأخير والحوض باستخدام كليبرز بحجم مناسب.
- ضع طبقة رقيقة من كريم مزيل الشعر على المناطق البطنية والظهرية ليتم تصويرها (إذا لزم الأمر).
- ضع الفأرة مرة أخرى في غرفة الحث لمدة 3-5 دقائق تقريبا للحفاظ على عمق التخدير المناسب بينما يعمل كريم مزيل الشعر على إزالة الشعر. بعد ≤4 دقيقة ، امسح الكريم برفق بمنشفة ورقية رطبة نظيفة.
ملاحظة: التعرض لفترة أطول لكريم مزيل الشعر أمر مزعج وقد يسبب آفات جلدية.
4. حقن السائل داخل الصفاق لزيادة التباين بين الأعضاء
- قم بتسخين حقنة سعة 3-10 مل مملوءة بمحلول سائل متساوي التوتر معقم (على سبيل المثال ، محلول كلوريد الصوديوم المعقم 0.9٪ أو محلول رنين الرضاعة) إلى 35-40 درجة مئوية عن طريق وضعه بين وسادة تسخين ووسادة ماصة لعدة دقائق. ضع زجاجة من جل الموجات فوق الصوتية على وسادة التدفئة إذا لم يكن الجهاز يحتوي على جهاز تدفئة.
- للحصول على ماوس 20-25 جم ، قم بحقن 1-2 مل من المحلول في التجويف البريتوني.
- تأمين الماوس من القفا في يد واحدة ، وفضح البطن.
- امسك الماوس بزاوية ~ 20 درجة ، مع توجيه الأنف إلى الأرض لتوجيه الأعضاء بشكل جمجمي بسبب الجاذبية.
- باستخدام إبرة قياس صغيرة (25 جم ، 5/8 في الطول ، حقنة السلين) ، ثقب من خلال الجلد وجدار البطن من الربع الأيمن الذيلي من البطن.
- قبل حقن السوائل ، لتجنب الحقن في الأوعية الدموية أو الجهاز الهضمي ، اسحب بأقل قدر من الضغط. إذا دخل الدم أو أي مادة أخرى إلى المحقنة ، فقم بإزالة الإبرة. استخدم إبرة ومحقنة جديدة ، وحاول مرة أخرى في وضع مختلف قليلا.
- إذا استيقظ الفأر أثناء الحقن ، ضعه مرة أخرى في غرفة الحث الصغيرة للتخدير باستخدام 2٪ -3٪ حجم / حجم إيزوفلوران.
5. التصوير بالموجات فوق الصوتية من النهج الظهري
- ضع الماوس في الاستلقاء البطني على وسادة الامتصاص فوق وسادة التدفئة (الشكل 2A-C).
- ضع مخروط أنف القوارض بإحكام على أنف الفأر وكمامة. الحفاظ على عمق التخدير مع إيزوفلوران تسليمها من خلال مخروط الأنف في 1٪ -2٪ حجم / حجم في 100٪ O2. ضع مادة تشحيم العيون المعقمة ، حسب الحاجة ، على كل عين.
- راقب الماوس للحصول على معدل تنفس منتظم (1-2 / ثانية) وعدم استجابة قرصة إصبع القدم للإشارة إلى ما إذا كان التخدير بحاجة إلى تعديل.
- ضع كمية صغيرة (~ 0.5-1 مل) من هلام الموجات فوق الصوتية المسخن مسبقا (الجانبي) على العمود الفقري على جانبي الفأر المخدر ، بين الضلع الأخير والحوض.
- ضع كمية صغيرة من الجل على مسبار الموجات فوق الصوتية.
- ضع المسبار بالتوازي مع الفقرات مع مقدمة المسبار على جانب الجمجمة. توجد علامة مؤشر على رأس المسبار للإشارة إلى الاتجاه الصحيح للمسبار. سجل اليوم والوقت ومعرف الحيوان واتجاه المسبار وجانب الحيوان (اليمين واليسار والظهر والبطن) لكل مجموعة جديدة من الصور التي يتم جمعها.
- باستخدام فأر في الاستلقاء البطني (الجلد الظهري يلامس المسبار) ، امسح المنطقة ببطء بحثا عن معلم الكلى (الشكل 2 ب والشكل 3). مع وضع الكلى في العرض ، اسحب المسبار الذيلي للعثور على المبيض - وهو شكل بيضاوي مفرط الصدى قليلا إلى هيكل دائري (الشكل 4 أ ، ب) داخل وسادة دهنية مبيضة مفرطة الصدى للغاية تحدها الكلية القحفية البطنية والظهرية الجانبية جدار البطن الظهري.
ملاحظة: الضغط الذيلي والجانبي للمبيض يمكن أن يوجه المبيض أقرب إلى جدار البطن وبعيدا عن حلقات الأمعاء. يتم وضع المبيض تشريحيا مقابل جدار البطن الظهري ، فقط البطني والجانبي للعضلات المحورية والذيلية إلى الكلى. - اضبط كسب الإشارة باستخدام شريط التمرير الموجود أسفل شاشة التحكم لتحسين تباين الصورة.
- لتحسين تصوير الكلى ، اضغط بإصبعك على البطن المقابل. قم بتغيير الضغط والزاوية من موازية مباشرة للعمود الفقري إلى ~ 20 درجة بطنية.
- بمجرد عرض الجهاز محل الاهتمام ، اجمع مقطع فيديو بالنقر فوق حفظ مقطع أو بدء التسجيل ثم إيقاف التسجيل عند الانتهاء للاحتفاظ بالصور بعدد محدد مسبقا من الإطارات.
- احفظ إطارات مفردة من صورة مباشرة أو تسجيل باستخدام زر حفظ الإطار .
- لتصوير الرحم ، اسحب المسبار ذيليا حتى يصبح المبيض في الجانب الأكثر جمجمة من مجال الرؤية. قم بتغيير ضغط المسبار وزاويته حتى يصبح الرحم في الأفق.
- كرر جمع الفيديو والإطار لكل جهاز مهم.
- ابحث عن الرحم الذي يمتد طوليا على طول جدار البطن الظهري مع وجود عضلات الساق الجانبية أيضا في العرض (الشكل 4 ب).
ملاحظة: قد يختلف حجم الرحم وقطر التجويف باختلاف مرحلة الشبق وحالة المرض. - مراقبة الأنسجة للحركة التمعجية لتمييز الحلقات المعوية عن قرون الرحم الثابتة.
6. جمع الصور من النهج البطني
- ضع الفأر في الاستلقاء الظهري ، وتأكد من أن تزييت العين كاف وأن الكمامة مثبتة بإحكام في مخروط الأنف (الشكل 2 أ).
- ضع كمية صغيرة (~ 0.5-1 مل) من جل الموجات فوق الصوتية المسخن مسبقا على البطن البطني ، وقم بتطبيق المسبار عند خط الوسط فقط في الجمجمة من العانة لتحديد موقع المثانة كمعلم ناقص الصدى (الشكل 5).
ملاحظة: إذا كانت المثانة كبيرة جدا وتحجب تصوير الرحم ، فيمكن وضع ضغط لطيف على أسفل البطن للتعبير عن البول. - اسحب المسبار الجانبي إلى المثانة للعثور على قرون الرحم. قم بتطبيق ضغط رقمي خفيف من أي من جانبي الماوس أو كليهما لإدخال الأبواق في مجال الرؤية. أمسك المسبار بشكل عمودي على الماوس ، وامسح جانبي البطن لالتقاط مناظر عرضية (مقاطع عرضية) لكلا القرنين. قم بتدوير المسبار لالتقاط طرق العرض السهمية.
- بعد الموجات فوق الصوتية ، امسح الماوس نظيفا من الجل بمنشفة ورقية ، وأعده إلى قفصه للتعافي. الفئران مستيقظة تماما في 2-5 دقائق. بمجرد أن يكون مستيقظا تماما ومتنقلا ، أعد الماوس إلى غرفة الحيوانات.
ملاحظة: يمكن وضع وسادة تدفئة على نار خفيفة أسفل القفص لتدفئة القفص للتعافي. - عند نقطة النهاية التجريبية أو الإنسانية ، القتل الرحيم للماوس. من الناحية المثالية ، القتل الرحيم للفأر في قفص المنزل لتقليل التوتر ؛ بدلا من ذلك ، ضع الماوس في غرفة نظيفة. تسليم CO 2 المضغوطبمعدل إزاحة 10٪ -30٪ من حجم الغرفة في الدقيقة. بعد حوالي 5 دقائق من عدم وجود تنفس مرئي ، تحقق من الوفاة عن طريق خلع عنق الرحم. المضي قدما في تشريح البطن لحصاد الورم.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
تم الحفاظ على الفئران المعدلة وراثيا Pax8-Cre-Arid1a-Pten (iPAD) على خلفية وراثية مختلطة (129S ، BALB / C ، C57BL / 6) ، كما هو موضح سابقا14. تم تغذية جميع الفئران تغذية الدوكسيسيكلين لمدة 2 أسابيع للحث على Cre recombinase. في العمل السابق من قبل مجموعتنا ، تم تناول الدوكسيسيكلين بواسطة gavage14. ومع ذلك ، في هذه الدراسة الحالية ، عملت طريقة تحريض تغذية الدوكسيسيكلين بكفاءة وقللت من إجهاد التزويج للفئران. من المهم التحقق من أن طريقة إعطاء الدوكسيسيكلين كاف...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
يفحص هذا البروتوكول فائدة الموجات فوق الصوتية لتقييم التغيرات المورفولوجية الرحمية في تطور السرطان الغدي في الرحم في الفئران. في هذه الدراسة ، من خلال اتباع تحريض سرطان بطانة الرحم في الفئران طوليا ، تم العثور على التفاصيل التشريحية المكتشفة بواسطة الموجات فوق الصوتية لتكون مؤشرات على علم الأمراض الإجمالي والنسيجي. هذا يفتح الباب لاستخدام الدراسات الطولية مع أعداد أقل من الفئران التي تتم مراقبتها بواسطة الموجات فوق الصوتية في نقاط زمنية متعددة لمتابعة تطور سرطانات الرحم في الفئران. تم إنجاز هذا الكشف الطولي باستخدام مسبا...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.
شكر وتقدير
نحن ممتنون للتمويل من برنامج NCI Ovarian Cancer SPORE P50CA228991 ، وبرنامج تدريب ما بعد الدكتوراه 5T32OD011089 ، ووقف ريتشارد دبليو تيليندي ، جامعة جونز هوبكنز. كما تم تمويل المشروع جزئيا من خلال الإعانات المقدمة للنفقات الجارية لمؤسسات التعليم العالي الخاصة من مؤسسة الترويج والمساعدة المتبادلة للمدارس الخاصة في اليابان.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| <قوية > الكواشف والمعدات المستخدمة في رعاية < / قوي > | |||
| حمية القوارض (2018 ، 625 دوكسيسيكلين) | Envigio | TD.01306 | تغذية |
| الفأر < قوية > الكواشف والمعدات المستخدمة للتصوير بالموجات فوق الصوتية < / قوي > | |||
| 10 مل عن طريق الحقن 0.9٪ كلوريد الصوديوم & nbsp ؛ | Hospira، Inc | RL-7302 | ماصة للسوائل متساوية |
| خنزير | دعامة بلاستيكية | EF8313 | وسادات ماصة |
| غرف تحريض التخدير | هارفارد جهاز | 75-2029 | |
| امتصاص التخدير بغرفة الحث مع علبة امتصاص ، حامل ، أنابيب ، ومحولات CWE | ، Inc | 13-20000 | مخروط الأنف والأنابيب |
| أكواسونيك شفاف جل الموجات فوق الصوتية (0.25 لتر) | مختبرات باركر | 08-03 | جل الموجات فوق الصوتية |
| BD Plastipak 3 مل حقنة | BD Biosciences | 309657 | حقنة |
| F / Air Scavenger علبة فحم | OMNICON | 80120 | نظام الكسح للتخدير |
| Isoflurane ، USP | Vet One | 502017 | Anesthesia Agent |
| M1050 آلة التخدير المتنقلة غير القابلة لإعادة التنفس | مبخر مخدر Scivena Scientific | M1050 | |
| MX550S ، محول طاقة 25-55 ميجاهرتز ، 15 مم ، | محول طاقة بالموجات فوق الصوتية | Linear VisualSonics | MX550S |
| ناير هير الصبار & لوشن لانولين لإزالة الشعر - 9.0 أوقية | ناير | اللاتي | |
| فيليبس نوريلكو Multigroomer الكل في واحد ماكينة تشذيب السلسلة 7000 | فيليبس أمريكا الشمالية | MG7750 | كليبرز |
| بريسيشن جلايد 25 جم 1 بوصة إبرة | BD Biosciences | 305125 | إبرة |
| Puralube مرهم العيون | Dechra | 17033-211-38 | العين المزلقة |
| Vevo 3100 Imaging نظام | VisualSonics | Vevo 3100 | آلة الموجات فوق الصوتية |
| Vevo LAB 5.6.1 | VisualSonics | Vevo LAB 5.6.1 | برنامج تحليل الموجات فوق الصوتية |
| وسادة تسخين الفينيل مع غطاء ، 12 × 15 بوصة | وسادة تسخين | Sunbeam | 731-500-000R |
| Wd Elements 2 تيرابايت التخزين الأساسي | العناصر الرقمية الغربية | WDBU6Y0020BBK-WESN | تخزين |
| البيانات<قوية > الكواشف والمعدات المستخدمة في الكيمياء المناعية < / قوي> 10 | |||
| ٪ وزن / حجم الفورمالين | فيشر العلمي | SF98-4 | الأنسجة العازلة |
| مانع ومخفف خال من ، RTU | مختبرات فيكتور | SP5035 | مانع الأجسام المضادة |
| المشحونة سوبر فروست بالإضافة إلى الشرائح الزجاجية VWR | 4831-703 | شرائح تركيب الأنسجة السترات | |
| عازلة | MilliporeSigma | C9999-1000ML | Epitope Retrival Buffer (pTEN) |
| Cytoseal & ndash ؛ 60 | Thermo Scientific | 8310-4 | راتنج لختم الشرائح |
| غطاء ختم الذهب زجاجي | Thermo Scientific | 3322 | Coverslide |
| Harris Modified Hematoxylin | MilliporeSigma | HHS32-1L | عازلة مضادة للبقع |
| (غرفة مزدوجة) | فيشر العلمي | 13-247-30Q | فرن لإذابة Parraffin |
| ImmPACT DAB الركيزة ، بيروكسيداز (HRP) | Vector Laboratories Inc. | SK-4105 | ركيزة تطوير الإشارات |
| ImmPRESS HRP طقم الكشف عن البوليمر IgG المضاد للأرانب ، | مختبرات ناقلات | MP-7451 | الأجسام المضادة IHC الثانوية |
| Oster 5712 جهاز بخاري رقمي للأغذية | Oster | 5712 | باخرة نباتية ل Epitope |
| Retrival rabbit mAB anti-ARID1a | abcam | ab182560 | الجسم المضاد IHC الأساسي (1: 1،000) |
| إشارات الخلية المضادة للأرانب mAB المضادة للخلايا PTEN | 9559 | الجسم المضاد الأساسي IHC (1: 100) | |
| ماء الصنبور Scotts | MilliporeSigma | S5134-100ML | "زرقاء" مسار الأنسجة العازلة |
| IV كاسيت | فيشر العلمي | 22272416 | الأنسجة ثلاثية |
| خلية عازلة | Marque | 920P-10 | عازلة Epitope Retrival (ARID1a) |
المراجع
- Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an update. Fertility Research and Practice. 6, 5(2020).
- Kim, S. W., Kim, Y. Y., Kim, H., Ku, S. Y. Animal models closer to intrauterine adhesive pathology. Annals of Translational Medicine. 8 (18), 1125(2020).
- Shi, D., Vine, D. F. Animal models of polycystic ovary syndrome: a focused review of rodent models in relationship to clinical phenotypes and cardiometabolic risk. Fertility and Sterility. 98 (1), 185-193 (2012).
- Greco, A., et al. Ultrasound biomicroscopy in small animal research: applications in molecular and preclinical imaging. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 519238(2012).
- Palsdottir, K., et al. Interobserver agreement of transvaginal ultrasound and magnetic resonance imaging in local staging of cervical cancer. Ultrasound in Obstetrics and Gynecology. 58 (5), 773-779 (2021).
- Gabrielson, K., et al. In vivo imaging with confirmation by histopathology for increased rigor and reproducibility in translational research: A review of examples, options, and resources. ILAR Journal. 59 (1), 80-98 (2018).
- Peterson, R. A., et al. Continuing education course #1: Non-invasive imaging as a problem-solving tool and translational biomarker strategy in toxicologic pathology. Toxicologic Pathology. 39 (1), 267-272 (2011).
- Pfeifer, L. F., Adams, G. P., Pierson, R. A., Singh, J. Ultrasound biomicroscopy: A non-invasive approach for in vivo evaluation of oocytes and small antral follicles in mammals. Reproduction, Fertility and Development. 26 (1), 48-54 (2013).
- Cheung, A. M., et al. Three-dimensional ultrasound biomicroscopy for xenograft growth analysis. Ultrasound in Medicine and Biology. 31 (6), 865-870 (2005).
- Snyder, C. S., et al. Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer. BMC Cancer. 9, 106(2009).
- Wu, G., Wang, L., Yu, L., Wang, H., Xuan, J. W. The use of three-dimensional ultrasound micro-imaging to monitor prostate tumor development in a transgenic prostate cancer mouse model. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 207 (3), 181-189 (2005).
- Rinaldi, S. F., et al. Ultrasound-guided intrauterine injection of lipopolysaccharide as a novel model of preterm birth in the mouse. The American Journal of Pathology. 185 (5), 1201-1206 (2015).
- Wang, T., et al. Ultrasonography in experimental reproductive investigations on rats. Journal of Visualized Experiments. 130, e56038(2017).
- Suryo Rahmanto, Y., et al. Inactivation of Arid1a in the endometrium is associated with endometrioid tumorigenesis through transcriptional reprogramming. Nature Communications. 11, 2717(2020).
- Pani, F., et al. Pre-existing thyroiditis ameliorates papillary thyroid cancer: Insights from a new mouse model. Endocrinology. 162 (10), bqab144(2021).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
