Method Article

بروتوكول بسيط لرسم خرائط سمات بنية نظام جذر النبات

DOI:

10.3791/64876

⸱

February 10th, 2023

 ,  , 
1Department of Biology, Western Kentucky University, 2Plant Biotechnology Division, CSIR Central Institute of Medicinal and Aromatic Plants, 3Academy of Scientific and Innovative Research (AcSIR), 4Department of Biology, St. Joseph's University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن نستخدم أدوات معملية بسيطة لفحص بنية نظام الجذر (RSA) ل Arabidopsis و Medicago. تزرع النباتات في الماء فوق شبكة وتنتشر باستخدام فرشاة فنية للكشف عن RSA. يتم التقاط الصور باستخدام المسح الضوئي أو كاميرا عالية الدقة ، ثم يتم تحليلها باستخدام ImageJ لتعيين السمات.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعد المعرفة الشاملة بتطوير بنية نظام جذر النبات (RSA) أمرا بالغ الأهمية لتحسين كفاءة استخدام المغذيات وزيادة تحمل أصناف المحاصيل للتحديات البيئية. يتم تقديم بروتوكول تجريبي لإعداد نظام الزراعة المائية ، ونمو النباتات ، وانتشار RSA ، والتصوير. استخدم النهج نظاما مائيا قائما على صندوق أرجواني يحتوي على شبكة من مادة البولي بروبيلين مدعومة بأسافين من البولي كربونات. يتم توضيح الإعدادات التجريبية من خلال تقييم RSA للنباتات تحت إمدادات المغذيات المختلفة (الفوسفات [Pi]). تم إنشاء النظام لفحص RSA من Arabidopsis ، لكنه قابل للتكيف بسهولة لدراسة النباتات الأخرى مثل Medicago sativa (البرسيم). تستخدم نباتات Arabidopsis thaliana (Col-0) في هذا التحقيق كمثال لفهم نبات RSA. يتم تعقيم البذور السطحية عن طريق معالجة الإيثانول والتبييض التجاري المخفف ، ويتم الاحتفاظ بها عند 4 درجات مئوية للتقسيم الطبقي. تنبت البذور وتزرع على وسط سائل نصف MS على شبكة من مادة البولي بروبيلين مدعومة بأسافين من البولي كربونات. تزرع النباتات في ظل ظروف النمو القياسية لعدد الأيام المطلوبة ، ويتم انتقاؤها برفق من الشبكة ، وتغمرها في ألواح أجار تحتوي على الماء. ينتشر كل نظام جذر للنباتات برفق على الصفيحة المملوءة بالماء بمساعدة فرشاة فنية مستديرة. يتم تصوير لوحات بتري هذه أو مسحها ضوئيا بدقة عالية لتوثيق سمات RSA. يتم قياس سمات الجذر ، مثل الجذر الأساسي والجذور الجانبية ومنطقة التفرع ، باستخدام برنامج ImageJ المتاح مجانا. توفر هذه الدراسة تقنيات لقياس خصائص جذور النبات في البيئات البيئية الخاضعة للرقابة. نناقش كيفية (1) زراعة النباتات ، وجمع عينات الجذر ونشرها ، (2) الحصول على صور لعينات RSA المنتشرة ، (3) التقاط الصور ، و (4) استخدام برنامج تحليل الصور لتحديد سمات الجذر. ميزة الطريقة الحالية هي القياس متعدد الاستخدامات والسهل والفعال لسمات RSA.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعد بنية نظام الجذر (RSA) ، الموجودة تحت الأرض ، عضوا حيويا لنمو النبات وإنتاجيته1،2،3. بعد المرحلة الجنينية ، تخضع النباتات لأهم التغييرات المورفولوجية. تؤثر الطريقة التي تنمو بها الجذور في التربة بشكل كبير على نمو أجزاء النبات فوق سطح الأرض. نمو الجذر هو الخطوة الأولى في الإنبات. إنها سمة إعلامية لأنها تستجيب بشكل فريد للعناصر الغذائية المختلفة المتاحة1،2،3،4. يظهر RSA درجة عالية من اللدونة التنموية ، مما يعني أن البيئة تستخدم دائما لاتخاذ قرارات بشأن التطوير 2,5. وقد جعلت التغيرات في البيئة إنتاج المحاصيل أكثر صعوبة في السيناريو الحالي. على أساس مستمر ، يدمج RSA الإشارات البيئية في الخيارات التنموية5. نتيجة لذلك ، يعد الفهم الشامل للمبادئ الكامنة وراء تطور الجذور أمرا ضروريا لتعلم كيفية استجابة النباتات للبيئات المتغيرة 2,5.

يستشعر RSA تركيزات المغذيات المختلفة ويجعل التغيرات الظاهرية4،6،7،8،9،10،11،12. تشير الدراسات إلى أن مورفولوجيا الجذر / RSA شديدة اللدائن مقارنة بمورفولوجيا البراعم 1,3. يعد رسم خرائط سمات RSA فعالا للغاية في تسجيل تأثير تغيير بيئة التربة المحيطة1،11،12.

بشكل عام ، تم الإبلاغ عن تناقضات في تأثير نقص المغذيات المختلفة على النمط الظاهري للجذر في العديد من الدراسات السابقة3،11،13،14،15. على سبيل المثال ، هناك العديد من التقارير المتناقضة حول التغيرات الناجمة عن تجويع الفوسفات (Pi) في عدد وطول وكثافة الجذور الجانبية (LRs). تم الإبلاغ عن زيادة في كثافة LR في ظل حالة نقص Pi 6,8. في المقابل ، تم الإبلاغ أيضا عن انخفاض في كثافة LR في ظل ظروف نقص Pi من قبل مؤلفين آخرين3،13،16. أحد الأسباب البارزة لهذه التناقضات هو استخدام وسط التبلور المعرض للتلوث الأولي ، والذي يحتوي الآجار غالبا على10. عادة ما يزرع الباحثون نباتاتهم التجريبية على نظام صفيحة قائم على أجار ويسجلون سمات الجذر. غالبا ما يتم إخفاء العديد من سمات RSA أو ترسيخها داخل مادة الآجار ولا يمكن توثيقها. لا يمكن إجراء التجارب المرتبطة بإحداث نقص المغذيات ، والتي غالبا ما يستبعد فيها المستخدمون مكونا واحدا تماما من الوسط ، في وسط التبلور المعرض للتلوث الأولي11،14،15. توجد العديد من العناصر الغذائية بشكل متكرر بكميات كبيرة في وسائط الآجار ، بما في ذلك P و Zn و Fe وغيرها الكثير11،14،15. علاوة على ذلك ، يكون نمو RSA أبطأ في الوسائط القائمة على الأجار منه في الوسط السائل غير القائم على أجار. ونتيجة لذلك، هناك حاجة إلى وضع نهج بديل غير قائم على الآجار لتحديد النمط الظاهري ل RSA وتسجيله نوعيا. وبالتالي ، تم تطوير الطريقة الحالية ، حيث يتم تربية النباتات في نظام مائي قائم على صندوق أرجواني فوق شبكة من مادة البولي بروبيلين مدعومة بأسافين من البولي كربونات1،10،11.

تقدم هذه الدراسة نسخة مرتجلة مفصلة من الطريقة السابقة التي وصفها Jain et al.10. تم ضبط هذه الاستراتيجية للمتطلبات الحالية في بيولوجيا جذور النبات ويمكن استخدامها أيضا لنباتات مثل البرسيم ، بخلاف النباتات النموذجية. البروتوكول هو الطريقة الأساسية لقياس التغييرات في RSA ، ولا يتطلب سوى معدات بسيطة. يوضح هذا البروتوكول كيفية التنميط الظاهري للعديد من السمات الجذرية ، مثل الجذور الأولية والجانبية في الوسط العادي والمعدل (Pi ناقص). يتم توفير توجيهات خطوة بخطوة وتلميحات مفيدة أخرى مستقاة من تجارب المؤلف لمساعدة الباحثين على متابعة المنهجيات المقدمة في هذه الطريقة. تهدف الدراسة الحالية إلى توفير طريقة بسيطة وفعالة للكشف عن نظام الجذر الكامل للنباتات ، بما في ذلك LRs ذات الترتيب الأعلى. تتضمن هذه الطريقة نشر نظام الجذر يدويا باستخدام فرشاة فنية مستديرة بالألوان المائية ، مما يسمح بالتحكم الدقيق في تعرض الجذور1،10،11،12. لا يتطلب معدات باهظة الثمن أو برامج معقدة. وقد حسنت هذه الطريقة امتصاص المغذيات ومعدل النمو. تحتوي النباتات على محلول غني بالمغذيات تمتصه جذورها بسهولة. الطريقة الحالية مناسبة للباحثين الذين يرغبون في رسم خريطة لسمات نظام جذر النبات بالتفصيل ، خاصة أثناء التطور المبكر (10-15 يوما بعد الإنبات). إنها مناسبة لأنظمة الجذور الصغيرة ، والنباتات النموذجية مثل Arabidopsis والتبغ ، والنباتات غير التقليدية مثل البرسيم حتى يتناسب نظام الجذر الخاص بها مع الصناديق الأرجواني.

تم توضيح خطوات تحليل النمط الظاهري لتطوير RSA في Arabidopsis في هذا البروتوكول على النحو التالي: (1) طريقة تعقيم سطح البذور للنباتات (Arabidopsis) ، (2) خطوات إعداد نظام الزراعة المائية ، متبوعا ببذر البذور على وسط ، (3) إجراء لإخراج البذور الكاملة ونشرها على صفيحة بتري لتحليل RSA ، (4) كيفية تسجيل الصور ل RSA ، و (5) حساب معلمات RSA المهمة باستخدام برنامج ImageJ.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تلخيص البروتوكول بأكمله بشكل تخطيطي في الشكل 1 ، والذي يوضح جميع الخطوات الأساسية التي ينطوي عليها الكشف عن بنية نظام الجذر (RSA) للنباتات. فيما يلي خطوات البروتوكول بالتفصيل:

1. تعقيم سطح بذور أرابيدوبسيس

  1. انقل مغرفة صغيرة (حوالي 100 بذرة = حوالي 2.5 مجم) من البذور إلى أنبوب الميكروفوج ، وانقعه لمدة 30 دقيقة في الماء المقطر في درجة حرارة الغرفة (RT). يتم تنفيذ هذا الإجراء بأكمله في حالة العقيم.
  2. قم بطرد مركزي لفترة وجيزة أنبوب الميكروفوج الذي يحتوي على بذور عند 500 × جم لمدة 5 ثوان ، باستخدام أي جهاز طرد مركزي منضدية في RT للسماح للبذور بالاستقرار.
  3. صب الماء ، أضف 700 ميكرولتر من الإيثانول بنسبة 70٪ (v / v) ، دوامة لبضع ثوان ، وقم بالدوران. كرر الدوامة والغزل إذا لزم الأمر ، ولكن تأكد من بقاء وقت العلاج بنسبة 70٪ من الإيثانول عند 3 دقائق.
  4. بعد 3 دقائق ، شطف على الفور مرة واحدة بالماء المعقم. حافظ على خطوة غسل الإيثانول في الوقت المناسب قدر الإمكان ، لأن التعرض الطويل للإيثانول يقلل من الإنبات.
  5. عالج البذور بالمبيض التجاري المخفف (4٪ v / v) مع قطرة من Tween-20 لمدة 7 دقائق. امزج البذور بمحلول التبييض عن طريق قلب الأنابيب بسرعة 8-12 مرة ، متبوعا بجهاز طرد مركزي قصير (500 × جم لمدة 5 ثوان في RT). يظهر الزبد في الأنبوب.
  6. صب المادة الطافية باستخدام ماصة سعة 1 مل وشطف البذور بخمس غسلات على الأقل بالماء المعقم ، باتباع نفس إجراء الدوامة.
  7. اترك البذور المعقمة السطحية في الماء واحتضانها لمدة 2-3 أيام عند 4 درجات مئوية للتقسيم الطبقي10.

2. وضع نظام مائي لإنبات البذور

  1. نصف ملء مربع أرجواني قياسي بالماء المقطر والتعقيم به. الأوتوكلاف ورقة البولي (لون واضح وملمس ناعم) وقطع مستطيلات 4 سم × 8 سم ، مع نقطة منتصف محززة أكثر من منتصف الطريق من خلال المستطيل بحيث يمكن فتح مستطيلين معا لتشكيل شكل X10. استخدم هذا الإعداد لتثبيت شبكة البولي بروبلين (مربعات 6 سم × 6 سم بحجم مسام 250 ميكرومتر ، أو حسب المتطلبات) مقطوعة من صفائح 12 × 24 بوصة10.
    ملاحظة: مادة البولي بروبيلين شديدة المقاومة للأحماض والقلويات والمواد الكيميائية الأخرى ؛ لذلك ، تم اختياره. يميل الأوتوكلاف إلى تشويه شبكة البولي بروبلين. وبالتالي ، يوصى بحملها بشكل منفصل ملفوفة بورق الألمنيوم. يوصى بظروف التعقيم النموذجية التي تبلغ 16 دقيقة أو 121 درجة مئوية أو 15 رطلا لكل بوصة مربعة أو 775 ملم زئبق.
  2. أضف وسائط قاعدية معقمة نصف MS مع فيتامينات + 1.5٪ (وزن / حجم) سكروز ، كما وصفه Shukla et al.1 ، إلى كل صندوق للوصول إلى الحافة السفلية لشبكة البولي بروبلين في تدفق رقائقي. يتم تنفيذ جميع الإجراءات في ظل ظروف معقمة.
  3. زرع البذور المعقمة على السطح على الشبكة (حجم المسام 250 ميكرومتر) في الماء والسماح لها بالنمو لمدة 3 أيام.
  4. بعد 3 أيام ، قم بنقل الشتلات إلى شبكة (حجم المسام 500 ميكرومتر) واتركها تنمو لمدة 2 أيام.
  5. بعد يومين (إجمالي 5 أيام) ، انقل الشتلات إلى وسائط التحكم (أي وسائط المغذيات MS المعدلة 1 التي تحتوي على 2.0 mM NH 4 NO 3 ، 1.9 mM KNO3 ، 0.15 mM MgSO 4 · 7H 2O ،0.1 mM MnSO4 · H2O ، 3.0 ميكرومتر ZnSO 4 · 7H 2 O ، 0.1 ميكرومتر CuSO 4 · 5H 2 O ، 0.3 mM CaCl 2 · 2H 2 O ، 5.0 μM KI ، 0.1 ميكرومتر CoCl 2 · 6H 2 O ، 0.1 mM FeSO 4 · 7H 2 O ، 0.1 mMNa2 EDTA · 2H 2 O ، 1.25 mM KH2 PO 4 ، 100 μM H 3 BO3، 1 ميكرومتر Na 2 MoO4 · 2H2O ، 1.5٪ سكروز ، 1.25 مللي مول MES ، درجة الحموضة 5.7 معدلة مع 0.1 M MES [pH 6.1]) وإلى الوسائط التجريبية (على سبيل المثال ، P- [0 mM] المعالجة ؛ يتم استبدالKH 2 PO 4 ب 0.62 mMK 2SO4 من تكوين وسائط التحكم كما هو مذكور أعلاه1. بالنسبة لمعالجات Pi الزائدة ، يزداد تركيز KH 2 PO4 في وسط MS المعدل [2.5، 5.0 ، 10.0 ، 20.0 mM] 1) واترك البذور تنمو لمدة 7 أيام.
    ملاحظة: يسهل حجم المسام الشبكية الأكبر (500 ميكرومتر) الانتقاء السلس للشتلات بأكملها دون أي ضرر أو الحاجة إلى القطع في hypocotyl. تنمو النباتات في ظل ظروف النمو القياسية (أي 16 ساعة ضوء / 8 ساعات فترة ضوئية داكنة ، 150 ميكرومول · م -2 · ثانية -1 شدة الضوء ، 60٪ - 70٪ رطوبة) عند 23 درجة مئوية.

3. فحص RSA

  1. تحضير ألواح أجار (1.1٪) لنشر الجذر (حجم لوحة بتري: 150 مم × 15 مم).
  2. أضف 10-20 مل من ماء الصنبور المصفى المعقم إلى لوحة بتري ، كما ذكر أعلاه. اسحب الشتلات برفق من الشبكة (500 ميكرومتر) واغمرها في الماء على الألواح.
  3. انشر جذر كل نبتة برفق في الطبق المملوء بالماء بمساعدة فرشاة فنية مستديرة بالألوان المائية (الأحجام: رقم 14 و 16 و 18 و 20).
    ملاحظة: أثناء تنفيذ نشر نظام الجذر ، احصل أولا على الجذر الأساسي وانشره في خط مستقيم ، لأنه يعمل كمحور. بعد ذلك ، انشر LRs بشكل متماثل على كل جانب من الجذر الأساسي ، حيثما أمكن ذلك. بعد ذلك ، انشر LR من الدرجة الثانية المرتبط ب LR من الدرجة الأولى. عملية الانتشار هذه هي نوع من الفن. افعل ذلك بلطف ، ببطء ، مثل فنان يرسم صورة RSA.
  4. قم بإمالة اللوحة قليلا لإزالة الماء.
    ملاحظة: في هذه المرحلة ، يمكن إيقاف الإجراء مؤقتا عن طريق وضع ألواح الانتشار هذه عند 4 درجات مئوية. في وقت لاحق ، عندما تكون معالجة الصور مطلوبة ، أخرج اللوحات وضعها في RT لفترة من الوقت. امسح الماء المكثف ، ومن ثم يمكن معالجة الصورة بسهولة.

4. تسجيل الصور ل RSA

  1. امسح أو صور لوحات بتري هذه بشكل مناسب.
    ملاحظة: للحصول على صور فوتوغرافية عالية الجودة، يوصى باستخدام دقة 600 نقطة في البوصة للمسح الضوئي، ويوصى باستخدام كاميرا بدقة 12 ميجابكسل على الأقل للتصوير الفوتوغرافي.
  2. قم بقياس سمات بنية نظام الجذر باستخدام برنامج ImageJ المتاح مجانا (https://imagej.nih.gov/ij/index.html). لاتباع الخطوات بسرعة لقياس طول الجذر باستخدام برنامج ImageJ ، يرجى الرجوع إلى مثال "قياس طول محيط الحمض النووي"17.
    ملاحظة: يتم اتباع هذه الخطوات لقياس أطوال الجذر على الصور الملتقطة باستخدام ماسح ضوئي أو كاميرا عالية الدقة.
    1. استخدم مسافة طول معينة لضبط المقياس. المسافة المعروفة لشريط المقياس في الشكل 3 هي 2 سم. حدد أداة الخط المستقيم من شريط أدوات ImageJ (الأداة الخامسة من اليسار). استخدم أداة الخط المستقيم لإنشاء تحديد خط يحدد شريط المقياس. قم بإنهاء المخطط التفصيلي بالنقر بزر الماوس الأيمن أو النقر المزدوج أو النقر في المربع الموجود في البداية.
    2. قم بقياس طول شريط المقياس المعروف بالبكسل باستخدام شريط أدوات التحليل > القياس . قم بتدوين طول البكسل.
    3. افتح مربع الحوار تعيين مقياس بالنقر فوق علامة التبويب تعيين مقياس في علامة التبويب تحليل. في حقل المسافة بالبكسل، أدخل طول البكسل (كما هو مذكور أعلاه). بعد ذلك ، في حقل المسافة المعروفة ، أدخل القيمة ، كما هو موضح بشريط المقياس (هنا ، 20 مم). اضبط وحدة الطول على أنها مم. نسبة البكسل إلى الارتفاع هي 1.0. الآن ، يتم تحديد المقياس بعدد x من البكسل لكل ملليمتر. لقفل المقياس لهذه الصورة بالذات ، انقر فوق موافق.
    4. قم بإنشاء تحديد خط يحدد طول الجذر باستخدام أداة الخط المجزأ . قم بإنهاء المخطط التفصيلي بالنقر بزر الماوس الأيمن أو النقر المزدوج أو النقر في المربع الموجود في البداية. انقر واسحب "المقابض" الصغيرة بالأبيض والأسود على طول المخطط التفصيلي لضبط تحديد الخط حسب الحاجة.
    5. استخدم أمر القياس تحت صفحة التحليل في ImageJ لتحديد طول الجذر. لنقل البيانات المقاسة إلى جدول بيانات ، انقر بزر الماوس الأيمن فوق نافذة النتائج ، وحدد نسخ الكل من القائمة المنبثقة ، وقم بالتبديل إلى جدول البيانات ، ثم الصق البيانات.
      ملاحظة: كما هو موضح أعلاه، قم بتعيين المقياس باستخدام المسافة المعروفة لشريط المقياس في خيار مقياس تعيين ImageJ. هذا يعطي عدد وحدات البكسل لكل وحدة طول. مطلوب ضبط المقياس حديثا في كل مرة ، كلما تم تحليل صورة جديدة.
  3. قياس وحساب سمات RSA
    1. قم بقياس طول الجذر الأساسي بين تقاطع hypocotyl إلى نهاية طرف الجذر.
    2. قم بقياس طول LR من الدرجة الأولى والثانية.
    3. قياس منطقة التفرع (BZ) للجذر الأساسي. تمتد المنطقة المتفرعة للجذر الأساسي (BZPR) من أول نقطة ناشئة LR إلى آخر نقطة ناشئة LR.
    4. سجل عدد LRs ، وهو عدد LRs الناشئة داخل حدود BZPR.
    5. قم بقياس متوسط طول LR من الدرجة الأولى والعليا. اشتق متوسط طول LR من الدرجة الأولى (1 ° LR) (سنتيمتر لكل جذر) بقسمة الطول الإجمالي ل 1 ° LR على العدد الإجمالي ل 1 ° LRs.
    6. قم بقياس متوسط طول LR من الدرجة الثانية. احسب متوسط طول LR من الدرجة الثانية (2 ° LR) بقسمة الطول الإجمالي ل 2 ° LR على إجمالي عدد 2 ° LRs.
    7. قم بقياس كثافة 1 درجة LR. احسب كثافة 1 ° LR (عدد 1 ° LRs لكل وحدة طول BZPR) بقسمة عدد 1 ° LRs على طول BZPR.
    8. قم بقياس كثافة 2 درجة LR. احسب كثافة 2 ° LR بقسمة عدد 2 ° LRs على طول BZ من 1 ° LRs (عدد 2 ° LRs لكل وحدة طول BZ من 1 ° الجذور الجانبية).
    9. قياس إجمالي طول الجذر (TRL). هذا هو إجمالي أطوال الجذر الأساسي ، 1 ° LR ، و 2 ° LR (وأكثر إن وجدت).

5. قياس الشعر الجذري

ملاحظة: على الرغم من أن نظام الزراعة المائية ليس جيدا في تعزيز نمو شعر الجذور وتطوره ، على الرغم من كونه قويا كما هو الحال في وسائط النمو الصلبة ، إلا أنه لا يزال من المهم دراسته في السياق الحالي. اتبع الخطوات أدناه لتحليل نمو شعر الجذر في قسم 5 مم من طرف الجذر الأساسي للشتلات.

  1. اقطع قسما طوله 2 سم من الجذر الأساسي من طرف الجذر.
  2. قم بتركيب قسم الجذر على شريحة باستخدام 10٪ من الجلسرين كوسيط تركيب.
  3. ضع الشريحة تحت مجهر ستيريو.
  4. استخدم الناقل المحوري لتصور والتقاط صور لشعيرات الجذر.
  5. قم بتحليل الصور لدراسة بنية وخصائص الشعيرات الجذرية باستخدام برنامج ImageJ كما هو موضح سابقا.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم قياس السمات المورفومترية المختلفة لبنية نظام الجذر (RSA) باستخدام أدوات معملية بسيطة ، ويتم تصوير الخطوات بشكل تخطيطي في الشكل 1. توضح تفاصيل الإعداد المائي إمكانات البروتوكول في قياس RSA (الشكل 1 والشكل 2).

بالنظر إلى الاختلافات الملحوظة في عوامل التبلور ، استخدمنا نظام زراعة مائي لإجراء جميع الدراسات3،10. كدليل على المفهوم ، يعمل هذا النظام ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أظهر هذا العمل رسم خرائط RSA باستخدام معدات معملية بسيطة. باستخدام هذه الطريقة ، يتم تسجيل التغيرات المظهرية على المستوى المكرر. تتمثل فائدة هذه الإستراتيجية في أن جزء الساق لا يتلامس أبدا مع الوسائط ، لذا فإن النمط الظاهري للنباتات أصلي. تتضمن هذه الطريقة إنشاء نظام مائي لزراعة النباتات كما هو موضح في البروتوكول. بعد ذلك ، يتم إخراج كل نبتة سليمة ووضعها على طبق بتري مملوء بالآجار. ثم يسمح لنظام الجذر بالانتشار يدويا باستخدام فرشاة فنية ، ويتم التقاط الصور لتحليلها باستخدام برنامج ImageJ1،

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن نقدر وزارة الزراعة الأمريكية (المنحة 58-6406-1-017) لدعم هذا البحث. كما نعرب عن تقديرنا لمركز التكنولوجيا الحيوية WKU ، جامعة ويسترن كنتاكي ، بولينغ غرين ، كنتاكي ، الولايات المتحدة الأمريكية ، ومدير المعهد المركزي للنباتات الطبية والعطرية CSIR ، لكناو ، الهند ، لتوفير مرافق الأدوات والدعم (اتصال مخطوطة CSIR CIMAP رقم CIMAP / PUB / 2022/103). تقر SS بالدعم المالي من جامعة سانت جوزيف ، فيلادلفيا ، الولايات المتحدة الأمريكية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
أرابيدوسبسيس ثاليانا (عمود 0)Lehle SeedsWT-02Columbia (Col-0** ، بدون علامات) *
فرش الفنأمازون أو أي بائعمستديرة بالألوان المائية مقاس رقم 14 (8 مم) و 16 (9.5 مم) و 18 (12 مم) و 20 (14.2 مم)
مجهر آلي مع كاميرا رقميةLeica MicrosystemsLAS الإصدار 4.12.0 ، برنامج Leica
Microsystems ImagingImageJImageJ V
  1.8.0
صندوق أرجواني GA-7فيشر العلمي   ؛50-255-176
Medicago sativaJohnny's Seeds
Petri-plate (150 مم × 15 مم)USA Scientific8609-0215150 مم × 15 مم PS Petri Dish (https://www.usascientific.com)
كاميرا صورمدفع أو نيكونأي كاميرا عالية الميجا بكسل (12 ميجا بكسل لكل بوصة) في وضع الماكرو
Plant-AgarSigma-AldrichA3301Agargel  مناسبة لزراعة الأنسجة النباتية
صفائح البوليكربونات أمازون1 مم   شبكة
بولي بروبلينسميكة أمازونحجم المسام 250 & م ، 500 وميكرو ؛ م و 1000 & ميكرو; m
ScannerEpsonEpson Perfection V700 Photo (المسح الضوئي بدقة 600 نقطة في البوصة)
آخر فرشاة

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shukla, D., Rinehart, C. A., Sahi, S. V. Comprehensive study of excess phosphate response reveals ethylene mediated signaling that negatively regulates plant growth and development. Scientific Reports. 7 (1), 3074(2017).
  2. Rellán-Álvarez, R., Lobet, G., Dinneny, J. R. Environmental control of root system biology. Annual Review of Plant Biology. 67, 619-642 (2016).
  3. Gruber, B. D., Giehl, R. F. H., Friedel, S., von Wirén, N. Plasticity of the Arabidopsis root system under nutrient deficiencies. Plant Physiology. 163 (1), 161-179 (2013).
  4. Shukla, D., et al. Genome-wide expression analysis reveals contrasting regulation of phosphate starvation response (PSR) in root and shoot of Arabidopsis and its association with biotic stress. Environmental and Experimental Botany. , 188(2021).
  5. Robbins 2nd,, E, N., Dinneny, J. R. Growth is required for perception of water availability to pattern root branches in plants. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), E822-E831 (2018).
  6. Linkohr, B. I., Williamson, L. C., Fitter, A. H., Leyser, H. M. O. Nitrate and phosphate availability and distribution have different effects on root system architecture of Arabidopsis. The Plant Journal. 29 (6), 751-760 (2002).
  7. Lynch, J. P., Brown, K. M. Topsoil foraging: an architectural adaptation of plants to low phosphorus availability. Plant and Soil. 237 (2), 225-237 (2001).
  8. López-Bucio, J., et al. Phosphate availability alters architecture and causes changes in hormone sensitivity in the Arabidopsis root system. Plant Physiology. 129 (1), 244-256 (2002).
  9. Jain, A., et al. Differential effects of sucrose and auxin on localized phosphate deficiency-induced modulation of different traits of root system architecture in Arabidopsis. Plant Physiology. 144 (1), 232-247 (2007).
  10. Jain, A., et al. Variations in the composition of gelling agents affect morphophysiological and molecular responses to deficiencies of phosphate and other nutrients. Plant Physiology. 150 (2), 1033-1049 (2009).
  11. Jain, A., Sinilal, B., Dhandapani, G., Meagher, R. B., Sahi, S. V. Effects of deficiency and excess of zinc on morphophysiological traits and spatiotemporal regulation of zinc-responsive genes reveal incidence of cross talk between micro- and macronutrients. Environmental Science and Technology. 47 (10), 5327-5335 (2013).
  12. Jain, A., et al. Role of Fe-responsive genes in bioreduction and transport of ionic gold to roots of Arabidopsis thaliana during synthesis of gold nanoparticles. Plant Physiology and Biochemistry. 84, 189-196 (2014).
  13. Williamson, L. C., Ribrioux, S. P., Fitter, A. H., Leyser, H. M. Phosphate availability regulates root system architecture in Arabidopsis. Plant Physiology. 126 (2), 875-882 (2001).
  14. Yang, T. J. W., Lin, W. D., Schmidt, W. Transcriptional profiling of the Arabidopsis iron deficiency response reveals conserved transition metal homeostasis networks. Plant Physiology. 152 (4), 2130(2010).
  15. Kobae, Y., et al. Zinc transporter of Arabidopsis thaliana AtMTP1 is localized to vacuolar membranes and implicated in zinc homeostasis. Plant Cell and Physiology. 45 (12), (2004).
  16. Al-Ghazi, Y., et al. Temporal responses of Arabidopsis root architecture to phosphate starvation: evidence for the involvement of auxin signalling. Plant, Cell and Environment. 26 (7), 1053-1066 (2003).
  17. S, U. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. 1997-2007 (1997).
  18. Dubrovsky, J. G., Forde, B. G. Quantitative analysis of lateral root development: pitfalls and how to avoid them. The Plant Cell. 24 (1), 4-14 (2012).
  19. Weeks, J. T., Ye, J., Rommens, C. M. Development of an in planta method for transformation of Alfalfa (Medicago sativa). Transgenic Research. 17 (4), 587-597 (2008).
  20. Shukla, D., Krishnamurthy, S., Sahi, S. V. Microarray analysis of Arabidopsis under gold exposure to identify putative genes involved in the synthesis of gold nanoparticles (AuNPs).Genomics Data. 3, 100-102 (2015).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Root System ArchitecturePlant Root TraitsHydroponic SystemArabidopsis ThalianaRoot ImagingImageJ AnalysisLateral Root DensityPrimary Root LengthNutrient DeficiencyRoot Phenotyping

Related Articles