مقالة منهجية

عزل وثقافة وتوصيف الخلايا الليفية الجلدية الأولية من أنسجة الجدرة البشرية

4.5K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/65153

⸱

يوليو 28, 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Dermatology Hospital, Southern Medical University

في هذه المقالة

ملخص

تصف هذه الدراسة بروتوكولا محسنا لإنشاء الخلايا الليفية الأولية من أنسجة الجدرة التي يمكن أن توفر خلايا ليفية نقية وقابلة للحياة بشكل فعال ومطرد.

الملخص

تلعب الخلايا الليفية، وهي نوع الخلية الرئيسي في أنسجة الجدرة، دورا أساسيا في تكوين الجدرة وتطورها. إن عزل وثقافة الخلايا الليفية الأولية المشتقة من أنسجة الجدرة هي الأساس لمزيد من الدراسات حول الوظيفة البيولوجية والآليات الجزيئية للجدرة ، بالإضافة إلى استراتيجيات علاجية جديدة لعلاجها. الطريقة التقليدية للحصول على الخلايا الليفية الأولية لها قيود ، مثل الحالة الخلوية السيئة ، والاختلاط مع أنواع أخرى من الخلايا ، والتعرض للتلوث. تصف هذه الورقة بروتوكولا محسنا وقابلا للتكرار بسهولة يمكن أن يقلل من حدوث المشكلات المحتملة عند الحصول على الخلايا الليفية. في هذا البروتوكول ، يمكن ملاحظة الخلايا الليفية بعد 5 أيام من العزلة وتصل إلى ما يقرب من 80٪ التقاء بعد 10 أيام من الثقافة. بعد ذلك ، يتم تمرير الخلايا الليفية والتحقق منها باستخدام الأجسام المضادة PDGFRα و vimentin لمقايسات التألق المناعي والأجسام المضادة CD90 لقياس التدفق الخلوي. في الختام ، يمكن الحصول بسهولة على الخلايا الليفية من أنسجة الجدرة من خلال هذا البروتوكول ، والذي يمكن أن يوفر مصدرا وفيرا ومستقرا للخلايا في المختبر لأبحاث الجدرة.

المقدمة

الجدرة ، وهو مرض تكاثري ليفي ، يتجلى في النمو المستمر للويحات التي غالبا ما تغزو الجلد الطبيعي المحيط دون قيود ذاتية وتسبب درجات مختلفة من الحكة والألم والأعباء التجميلية والنفسية للمرضى1. تلعب الخلايا الليفية ، وهي الخلايا الأولية المشاركة في الجدرة ، دورا أساسيا في تكوين هذا المرض وتطوره من خلال الانتشار المفرط ، وإنتاج المصفوفة الزائدة خارج الخلية ، والكولاجين غير المنظم2،3. ومع ذلك ، لا يزال التسبب في المرض الأساسي غير واضح ، ولا تزال هناك طريقة علاجية فعالة للجدرة ؛ لذلك ، هناك حاجة ملحة لمزيد من البحث 4,5.

نظرا لعدم وجود نموذج حيواني مثالي لأبحاث الجدرة في الجسم الحي 6،7 ، فإن بناء نموذج في المختبر عن طريق الحصول على الخلايا الليفية الأولية من أنسجة الجدرة يمكن أن يوفر جدوى وموثوقية لأبحاث الجدرة 2,6. الخلايا الأولية هي تلك المشتقة مباشرة من الأنسجة الحية ، ومن المسلم به عموما أن هذه الخلايا يمكن أن تشبه إلى حد كبير الحالة الفسيولوجية والخلفية الوراثية للعديد من الأفراد مقارنة بخطوط الخلايا 8,9. توفر زراعة الخلايا الأولية وسيلة قوية لدراسة نمو الخلايا واستقلابها ، بالإضافة إلى الأنماط الظاهرية الأخرى للخلايا.

في الوقت الحاضر ، هناك طريقتان للحصول على الخلايا الليفية الأولية: هضم الإنزيم وثقافة الزرع. ومع ذلك ، فقد تم تحديد العديد من العقبات التي تحول دون الحصول على الخلايا الليفية الأولية ، مثل خطر التلوث بالبكتيريا أو الفطريات المختلفة ، والاختلاط مع أنواع أخرى من الخلايا التي لا يمكن إزالتها بسهولة ، والفترة الطويلة لدورة الاستزراع ، والتغييرات اللاحقة في خصائص الخلية مقارنة بالخلايا الأصلية ، وما إلى ذلك9. لذلك ، فإن تطوير عملية مجدية وفعالة للحصول على الخلايا الليفية الأولية هو الأساس لمزيد من الدراسات والتطبيقات. تصف هذه الدراسة بروتوكولا محسنا لاستخراج الخلايا الليفية الأولية من أنسجة الجدرة التي يمكن أن توفر خلايا ليفية نقية وقابلة للحياة بشكل فعال ومطرد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل مجلس المراجعة المؤسسية لمستشفى الأمراض الجلدية ، الجامعة الطبية الجنوبية (2020081). تم الحصول على موافقة المريض المستنيرة قبل جمع الأنسجة من الأفراد.

1. التحضير

ملاحظة: يجب تنفيذ الإجراءات التالية في بيئة معقمة تحت خزانة السلامة البيولوجية.

  1. قم بإعداد وسط استزراع كامل عن طريق إضافة 10٪ مصل بقري جنيني (FBS) و 1٪ محلول بنسلين-ستربتومايسين-أمفوتريسين ب (PSA) إلى وسط النسر المعدل (DMEM) عالي الجلوكوز من Dulbecco.
  2. تحضير محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) مع PSA عن طريق إضافة 1٪ PSA إلى 1x PBS. قم بإعداد PBS مع FBS بإضافة 1٪ FBS إلى 1x PBS.
  3. قم بإعداد العديد من المقصات والملقط والمشارط المعقمة عن طريق التعقيم.

2. الحصول على الأنسجة التي تمت إزالتها

  1. الحصول على الأنسجة من مرضى الجدرة من خلال الجراحة. اجمع أنسجة الجدرة الطازجة في كيس تعبئة معقم أو أنبوب طرد مركزي معقم ، وانقلها إلى خزانة السلامة البيولوجية في المختبر في أسرع وقت ممكن.
    ملاحظة: في هذا البروتوكول ، كان حجم أنسجة الجدرة المكتسبة حوالي ~ 20 × 20 × 10 مم3 ، وقد يختلف الحجم حسب الجراحة.

3. العزلة

  1. أخرج أنسجة الجدرة باستخدام ملاقط معقمة ، وضعها في أنبوب طرد مركزي معقم سعة 50 مل يحتوي على 10-25 مل من PBS مع 1٪ PSA لمدة 10 دقائق. بعد ذلك ، قم بإعداد طبق من 6 آبار ، وأضف 4 مل من PBS مع 1٪ PSA إلى كل بئر. أخرج المنديل باستخدام ملاقط معقمة ، واغسله مرتين باستخدام برنامج تلفزيوني مكمل ب 1٪ PSA. باستخدام ملقط معقم ، انقل الأنسجة بالتتابع من بئر إلى آخر.
  2. قم بإزالة طبقات البشرة الدهنية باستخدام مقص جراحي أو مشرط جراحي ، واترك طبقة الجلد دون مساس. تقليم وتشريح طبقة الأدمة إلى 3-5 مم2 قطعة مع مقص ، ونقل هذه القطع باستخدام ملقط معقم إلى البئر التالي ، وغسلها في برنامج تلفزيوني مع محلول PSA 1 ٪ مرة أخرى.

4. الثقافة

  1. ضع قطع أنسجة الأدمة في أطباق بتري باستخدام ملقط معقم. تأكد من أن عدد القطع بين 10 و 30 وأن المسافة بين كل قطعة >5 مم. ضع أطباق بتري رأسا على عقب في حاضنة CO2 بنسبة 5٪ على حرارة 37 درجة مئوية لمدة 30-60 دقيقة حتى تجف قطع المناديل قليلا وتلتصق بطبق بتري. بعد ذلك ، أضيفي DMEM المكمل ب 10٪ FBS و 1٪ PSA ، وضع أطباق بتري بعناية في حاضنة CO2 بنسبة 5٪ عند 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: الخلايا الليفية هي مجموعة خلايا غير متجانسة شكليا ووظيفيا. بالنظر إلى هذا التعقيد ، يجب تنفيذ خطوات العزلة والثقافة بعناية ؛ حدد قطع الأنسجة الجلدية الجدرة بالتساوي ، واخلطي هذه القطع جيدا قبل وضعها في طبق بتري.
  2. بعد 3 أيام ، استبدل نصف المادة الطافية بوسط استزراع كامل. قم بتغيير وسط الثقافة كل 2-3 أيام. راقب الخلايا الليفية تحت المجهر بتكبير 40x كل يوم.
    ملاحظة: يجب تنفيذ جميع الخطوات برفق. لا تحرك طبق بتري لمدة 2 أيام بعد العزل ، لأن قطع الأنسجة تستغرق وقتا للالتزام بأطباق بتري.
  3. عندما تصل الخلايا الليفية التي تنمو حول قطع الأنسجة إلى التقاء 90٪ تقريبا ، قم بإزالة قطع الأنسجة ووسط الثقافة. اغسل الخلايا الليفية باستخدام 1x PBS المعقم ، وأضف 2 مل من محلول 1x trypsin-EDTA المعقم إلى الألواح. احتضان الخلايا لمدة ~ 3-5 دقائق تقريبا عند 37 درجة مئوية في حاضنة CO2 مرطبة بنسبة 5٪. اضغط برفق على طبق الاستزراع ، وراقبه تحت المجهر. عندما تنفصل غالبية الخلايا عن اللوحة ، أضف 2 مل من الوسط الكامل لإنهاء عملية الهضم.
  4. انقل تعليق الخلية إلى أنبوب طرد مركزي معقم سعة 15 مل ، وطرد مركزي الأنبوب عند 300 × جم لمدة 3 دقائق في درجة حرارة الغرفة. تخلص من المادة الطافية بعناية ، وأعد تعليق حبيبات الخلية في وسط كامل. بذر الخلايا الليفية في طبق زراعة الخلايا 9 سم ، واحتضانها عند 37 درجة مئوية في حاضنة CO2 مرطبة بنسبة 5٪.

5. الصيانة والحفظ

  1. بعد حوالي 3-4 أيام ، عندما تنمو الخلايا الليفية إلى التقاء 80٪ ، كرر الخطوات 4.2-4.4 ، وقم بتمرير الخلايا الليفية بنسبة 1: 3. استخدم الخلايا الليفية المارة لمزيد من التجارب.
    ملاحظة: يجب إيقاف مزرعة الخلايا الليفية بعد 10 ممرات ، لأن الخلايا قد تبدأ في إظهار خصائص متغيرة مقارنة بالخلايا الأصلية.
  2. حفظ الخلايا المارة من P1-P3 بالتبريد في النيتروجين السائل لمزيد من الاستخدام.
    1. كرر الخطوات من 4.2 إلى 4.3. نقل تعليق الخلية إلى أنبوب طرد مركزي معقم 15 مل ، والطرد المركزي الأنبوب لمدة 3 دقائق في 300 × غرام. تخلص من المادة الطافية بعناية ، وأعد تعليق حبيبات الخلية في 1 مل من وسط تجميد الخلايا الذي يحتوي على 90٪ FBS و 10٪ DMSO ، وانقل المعلق إلى أنابيب تبريد الخلية.
    2. انقل الخلايا إلى صندوق مجمد ، ثم ضع الصندوق المجمد في مجمد -80 درجة مئوية. بعد 1 يوم ، نقل الخلايا إلى النيتروجين السائل للحفاظ عليها على المدى الطويل.

6. تحديد الخلايا الليفية عن طريق تلطيخ المناعي

  1. ضع أغطية مستديرة في صفيحة من 24 بئرا ، واستزرع الخلايا الليفية المارة بتركيز 1 × 104 خلايا / بئر. عندما تصل الخلايا الليفية إلى التقاء 60٪ ، قم بإزالة وسط الثقافة. أضف 1 مل من 4٪ بارافورمالدهيد لإصلاح الخلايا الليفية لمدة 20 دقيقة في درجة حرارة الغرفة ، واغسل 3x باستخدام برنامج تلفزيوني لمدة دقيقة واحدة في كل مرة.
    ملاحظة: عد عدد الخلايا باستخدام شريحة مقياس الدم تحت المجهر أو عداد الخلايا التلقائي.
  2. إزالة برنامج تلفزيوني ، واحتضان مع 0.5 ٪ تريتون X-100 لمدة 20 دقيقة لنفاذية أغشية الخلايا ، ثم غسل 3x مع برنامج تلفزيوني لمدة 1 دقيقة في كل مرة. أضف برنامج تلفزيوني مع 0.5٪ من ألبومين مصل الأبقار ، وانقعه لمدة 30 دقيقة. ثم قم بإزالته وإضافة الجسم المضاد PDGFR-α / vimentin المخفف في مخفف الأجسام المضادة عند 1: 1,000. احتضان بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية.
  3. في اليوم التالي ، قم بإزالة الجسم المضاد الأساسي ، واغسل الخلايا 3x باستخدام PBS لمدة 3 دقائق ، وأضف الجسم المضاد الثانوي Alexa Fluor-555 الماعز المضاد للأرانب IgG المخفف بمخفف الأجسام المضادة في الساعة 1: 200 لينقع لمدة ساعة واحدة.
  4. إزالة الجسم المضاد الثانوي ، وغسل الخلايا 3x مع برنامج تلفزيوني. أخرج أغطية الأغطية المستديرة باستخدام ملقط ، وضعها على شرائح زجاجية ، وأضف 50 ميكرولتر من محلول 5 ميكروغرام / مل 4 '، 6-دياميدينو -2-فينيليندول (DAPI) لتلطيخ النوى الخلوية. احتفظ بالعينات في صندوق مبلل ومظلم ، وراقبها تحت مجهر مضان متحد البؤر بالليزر.
    ملاحظة: أضف مجموعة تحكم سلبية بدون جسم مضاد أولي ولكن مع جسم مضاد ثانوي لاستبعاد التلوين غير المحدد.

7. تحديد الخلايا الليفية عن طريق قياس التدفق الخلوي

  1. اجمع حبيبات الخلية في أنبوب طرد مركزي معقم سعة 1.5 مل ، وأعد تعليقها ب 50 ميكرولتر من PBS تحتوي على 1٪ FBS. احتضان مع anti-CD90 لمدة 30 دقيقة في الظلام ، وإضافة عنصر تحكم isotype مضاد IgG إلى مجموعة التحكم. ثم أضف 200 ميكرولتر من PBS تحتوي على 1٪ FBS ، وطرد مركزي الأنبوب لمدة 10 دقائق عند 300 × جم عند 4 درجات مئوية.
  2. قم بإزالة المادة الطافية ، وأضف 200 ميكرولتر من PBS تحتوي على 1٪ FBS. أعد تعليق التعليق وتصفيته من خلال مصفاة خلية (70 شبكة). أضف محلول مخزون 5 ميكروغرام / مل من DAPI عند 1: 100 إلى المرشح ، ثم احصل على النتائج عن طريق قياس التدفق الخلوي. قم بتعيين التشتت الأمامي (FSC) باعتباره الإحداثي والتشتت الجانبي (SSC) كإحداثي ، وقم بوضع دائرة حول محتوى الخلية الرئيسي. حدد تعداد الخلية ، وقم بتعيين phycoerythrin باعتباره الإحداثي والعدد كإحداثي للتحليل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتم تلخيص الجدول الزمني للبروتوكول في الشكل 1A. يتم عرض بعض الصور التمثيلية لعملية العزل في الشكل 2 ؛ تمت إزالة طبقات البشرة والطبقات الدهنية بعناية ، وتم فصل طبقة الجلد إلى أجزاء صغيرة من 3-4 مم2 ، والتي تم تلقيحها في أطباق بتري.

كما هو موضح في الشكل 3 أ ، لوحظت العديد من نتوءات الخلايا الليفية لقطع الأنسجة تحت المجهر بعد 5 أيام من المعالجة. كما هو موضح في الشكل 3 ب

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعد الحصول على الخلايا الليفية الأولية من أنسجة الجدرة أساسا حاسما لمزيد من البحث. حتى الآن ، كانت هناك طريقتان للحصول على الخلايا الليفية الأولية: هضم الإنزيم وزراعةالنباتات 11،12،13،14. ومع ذلك ، فإن كلتا الطريقتين التقليديتين لهما قيود ، مثل القابلية للتلوث ، والاختلاط مع أنواع أخرى من الخلايا ، وفترة استزراع طويلة ، ومعدل نجاح منخفض15,16<...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا يوجد تضارب في المصالح للإعلان.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم المنح 81903189 و 82073418) ومؤسسة العلوم والتكنولوجيا في قوانغتشو (رقم المنحة 202102020025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
أنبوب الطرد المركزي المعقم 1.5 ملJETBIOFILCFT002015
15 مل أنبوب الطرد المركزي المعقمJETBIOFIL8076
4٪ بولي فورمالديهايدBeyotime BiotechnologyP0099تثبيت الخلية
50 مل أنبوب الطرد المركزي المعقمJETBIOFIL8081ضع أنسجة الجدرة
Alexa Fluor-555 الماعز المضاد للأرانب IgG & nbsp ؛أبكامأليكسا  فلور  555 الجسم المضاد الثاني لمقايسة تلطيخ التألق المناعي
مضاد للإنسان CD90BioLegendB301002تحديد نقاء الخلايا الليفية
مخفف الأجسام المضادةBeyotime BiotechnologyP0262
خزانة السلامة البيولوجية   ؛Thermo Scientific1300 series A2خلايا العزل والثقافة
الأبقار مصل الألبومينعلاء الدينB265993حجب لمقايسة تلطيخ التألق المناعي
حاضنة ثاني أكسيد الكربونESCOCCL-170B-8استخدام لزراعة الخلايا
أنابيب التبريد الخلويةCorning43513تخزين الخلايا في آلة الطرد المركزي ذات درجة الحرارة
المنخفضة Thermo فيشرST 16Rتجاهل طافي  
DAPIBeyotime BiotechnologyC1006صبغ النواة الخلوية
DMSOMP Biomedicals196055يستخدم للحفاظ على الخلايا
Dulbecco المتوسط النسرالمعدل GibcoC11995500BTمزرعة المحلول المتوسط
مصل الأبقار الجنينيBI04-001-1A
مقياس التدفق الخلويBDFACSCelestaالمراقبة هوية الخلايا
المجمدة مربعThermo Scientific  5100-0050
مجهر مقلوبنيكونكليبس TS2
مجهر ليزر متحد البؤرنيكونAIR-HD25مراقبة مقايسة تلطيخ التألق المناعي
PDGFR-& ألفا الجسم المضادCST3174Tأول جسم مضاد لمقايسة تلطيخ التألق المناعي
محلول البنسلين والستربتومايسين-AmSolarbioP1410أضف محلول متوسط مزرعة لتجنب التلوث
طبق بتريJETBIOFIL7556الخلايا الليفية المزروعة
محلول ملحي مخزن الفوسفاتمحلول ملحي GibcoC10010500BTمزرعة محلول متوسط
أرنب (DAIE) mAB IgG XR (R) التحكم في التوازن (PE) تقنيةإشارات الخلية5742Sكعنصر تحكم في قياس التدفق
الخلوي غطاء دائريBiosharp801007ثقافة الخلية
Triton X 100SolarbioT8200ثقوب ثقوب في غشاء الخلية
Trypsin-EDTAGibco25200072تستخدم لتمرير
الخلايا الجسم المضاد VimentinAbcamab8978أول جسم مضاد لمقايسة تلطيخ التألق المناعي

المراجع

  1. Zhu, Y. Q., et al. Genome-wide analysis of Chinese keloid patients identifies novel causative genes. Annals Of Translational Medicine. 10 (16), 883(2022).
  2. Feng, F., et al. Biomechanical regulatory factors and therapeutic targets in keloid fibrosis. Frontiers in Pharmacology. 13, 906212(2022).
  3. Cohen, A. J., Nikbakht, N., Uitto, J. Keloid disorder: Genetic basis, gene expression profiles, and immunological modulation of the fibrotic processes in the skin. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. , (2022).
  4. Wang, W., et al. Current advances in the selection of adjuvant radiotherapy regimens for keloid. Frontiers in Medicine. 9, 1043840(2022).
  5. Ghadiri, S. J., Kloczko, E., Flohr, C. Topical treatments in the management of keloids and hypertrophic scars: A critically appraised topic. British Journal of Dermatology. 187 (6), 855-856 (2022).
  6. Neves, L. M. G., Wilgus, T. A., Bayat, A. In vitro, ex vivo, and in vivo approaches for investigation of skin scarring: Human and animal models. Advances in Wound Care. 12 (2), 97-116 (2023).
  7. Supp, D. M. Animal models for studies of keloid scarring. Advances in Wound Care. 8 (2), 77-89 (2019).
  8. Künzel, S. R., et al. Ultrasonic-augmented primary adult fibroblast isolation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59858(2019).
  9. He, Y., et al. An improved explants culture method: Sustainable isolation of keloid fibroblasts with primary characteristics. Journal of Cosmetic Dermatology. 21 (12), 7131-7139 (2022).
  10. Philippeos, C., et al. Spatial and single-cell transcriptional profiling identifies functionally distinct human dermal fibroblast subpopulations. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 811-825 (2018).
  11. Li, L., et al. Hydrogen sulfide suppresses skin fibroblast proliferation via oxidative stress alleviation and necroptosis inhibition. Medicine and Cellular Longevity. 2022, 7434733(2022).
  12. Zhou, B. Y., et al. Nintedanib inhibits keloid fibroblast functions by blocking the phosphorylation of multiple kinases and enhancing receptor internalization. Acta Pharmacologica Sinica. 41 (9), 1234-1245 (2020).
  13. Wang, X. M., Liu, X. M., Wang, Y., Chen, Z. Y. Activating transcription factor 3 (ATF3) regulates cell growth, apoptosis, invasion and collagen synthesis in keloid fibroblast through transforming growth factor beta (TGF-beta)/SMAD signaling pathway. Bioengineered. 12 (1), 117-126 (2021).
  14. Sato, C., et al. Conditioned medium obtained from amnion-derived mesenchymal stem cell culture prevents activation of keloid fibroblasts. Plastic and Reconstructive Surgery. 141 (2), 390-398 (2018).
  15. Li, J., et al. Long-term explant culture: An improved method for consistently harvesting homogeneous populations of keloid fibroblasts. Bioengineered. 13 (1), 1565-1574 (2022).
  16. Wang, Q., et al. Altered glucose metabolism and cell function in keloid fibroblasts under hypoxia. Redox Biology. 38, 101815(2021).
  17. Fan, C., et al. Single-cell transcriptome integration analysis reveals the correlation between mesenchymal stromal cells and fibroblasts. Frontiers in Genetics. 13, 798331(2022).
  18. Yao, L., et al. Temporal control of PDGFRα regulates the fibroblast-to-myofibroblast transition in wound healing. Cell Reports. 40 (7), 111192(2022).
  19. Domdey, M., et al. Consecutive dosing of UVB irradiation induces loss of ABCB5 expression and activation of EMT and fibrosis proteins in limbal epithelial cells similar to pterygium epithelium. Stem Cell Research. 40, 102936(2022).
  20. Lin, Z., et al. Renal tubular epithelial cell necroptosis promotes tubulointerstitial fibrosis in patients with chronic kidney disease. FASEB Journal. 36 (12), e22625(2022).
  21. Korosec, A., et al. Lineage identity and location within the dermis determine the function of papillary and reticular fibroblasts in human skin. Journal of Investigative Dermatology. 139 (2), 342-351 (2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

CD90

مقالات ذات صلة