مقالة منهجية

تحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق للركبة في خنازير غينيا دانكن هارتلي القديمة بعد الحقن داخل المفصل

DOI:

10.3791/66053

⸱

أغسطس 2, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Drug Discovery and Biomedical Sciences, Medical University of South Carolina, 2Department of Biomedical Science, The University of Alabama at Birmingham, 3Department of Comparative Medicine, Medical University of South Carolina

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

خنازير غينيا Dunkin-Hartley هي نموذج حيواني راسخ لأبحاث هشاشة العظام. قد تستفيد مثل هذه الدراسات من الحقن داخل المفصل لأسباب مختلفة ، بما في ذلك التحقيق في عوامل جديدة أو علاج المرض. وصفنا منهجية لحقن الركبة داخل المفصل في خنازير غينيا وتحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق اللاحق لتقييم تغيرات الركبة المرتبطة بالتهاب المفاصل.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الغرض من هذا البروتوكول هو توجيه الباحثين في إجراء تقنية موجهة بالجس لحقن الركبة داخل المفصل في خنازير غينيا والتقييم باستخدام التصوير المقطعي المحوسب الدقيق. تعد خنازير غينيا Dunkin-Hartley نماذج قوية لأبحاث هشاشة العظام لأنها تصاب تلقائيا بهشاشة العظام في ركبتيها. يعد توصيل الدواء داخل المفصل طريقة شائعة لدراسة آثار دواء بحثي في الجسم الحي. في البشر ، يمكن للعوامل العلاجية التي تدار عن طريق الحقن داخل المفصل أن تخفف الألم وتؤخر المزيد من تطور هشاشة العظام. كما هو الحال مع أي نوع ، فإن إدخال إبرة في مساحة مشتركة لديه القدرة على التسبب في إصابة ، والتي يمكن أن تؤدي إلى الألم أو العرج أو العدوى. مثل هذه الأحداث السلبية يمكن أن تضر برفاهية ، وتربك نتائج الدراسة ، وتتطلب إضافية لتحقيق أهداف الدراسة. على هذا النحو ، من الضروري تطوير تقنيات الحقن المناسبة لمنع المضاعفات ، خاصة في الدراسات الطولية التي تتطلب حقن متعددة ومتكررة داخل المفصل. باستخدام المنهجية المقدمة ، تلقت خمسة خنازير غينيا حقن الركبة الثنائية تحت التخدير العام. بعد سبعة أيام من الحقن ، تم القتل الرحيم للحيوانات بشكل إنساني لتحليل شدة هشاشة العظام. لم تحدث أي أحداث سلبية بعد التخدير أو حقن الركبة ، بما في ذلك العرج أو الألم أو العدوى. يمكن لتحليل التصوير المقطعي المحوسب بالأشعة السينية للركبة الكشف عن التغيرات المرضية المرتبطة بالفصال العظمي. تشير بيانات التصوير المقطعي المحوسب الدقيق إلى أن هشاشة العظام أكثر حدة في الأكبر سنا ، كما يتضح من زيادة كثافة المعادن في العظام وسمك التربيق مع تقدم العمر. تتوافق هذه النتائج مع التغيرات النسيجية ودرجات مانكين المعدلة ، وهو نظام تسجيل راسخ ومستخدم على نطاق واسع لتقييم شدة التهاب المفاصل في هذه نفسها. يمكن استخدام هذا البروتوكول لتحسين الحقن داخل المفصل في خنازير غينيا.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هشاشة العظام (OA) يؤثر على 32.5 مليون من البالغين في الولايات المتحدة. وهو ناتج عن الفقدان التدريجي للغضروف المفصلي ، والتهاب خفيف في الأنسجة داخل المفاصل وحولها ، وتشكيل النباتات العظمية والخراجات العظمية1،2. تظهر الأعراض عادة في المراحل المتأخرة من المرض ، حيث توفر العلاجات الحالية الإغاثة الملطفة فقط بالإضافة إلى وجود آثار جانبية جهازية. ينبع نقص الأدوية المعدلة للمرض من سوء فهم الآليات الأساسية للمرض3. نتيجة لذلك ، هناك حاجة طبية حرجة ومستمرة لتحسين العوامل لعلاج هشاشة العظام.

تتوفر العديد من النماذج الحيوانية من الزراعة العضوية التي تدرس المكونات المختلفة لعمليات المرض4. على الرغم من وجود العديد من النماذج الجراحية ، بما في ذلك استئصال الرباط الصليبي الأمامي وزعزعة استقرار الغضروف المفصلي الإنسي ، إلا أنها غازية وتتطلب مستوى عال من المهارة الفنية5. النماذج المستحثة كيميائيا هي إجراءات أقل توغلا نسبيا تستخدم عادة لدراسة آليات ألم هشاشة العظام6. يتضمن أحد نماذج الفئران المستخدمة على نطاق واسع تحريض الزراعة العضوية عن طريق حقن الركبة داخل المفصل من يودواسيتات الصوديوم أحادية الصوديوم (MIA). يولد هذا النموذج نمطا ظاهريا قابلا للتكرار وقويا وسريعا يشبه الألم يمكن تصنيفه عن طريق تغيير جرعة MIA7. تم وصف التفاصيل الفنية لتحفيز هذا النموذج سابقا7. ترجمة هذه التقنية إلى القوارض الأكبر ، مثل خنازير غينيا ، أمر صعب بسبب اختلافاتها التشريحية. تشمل بعض الاختلافات زيادة العضلات المحيطة بالعظام المجاورة ومساحة المفصل في خنزير غينيا والشظية المفصلية والساق مقارنة بالانصهار البعيد الذي شوهد في الفئران8. تعد خنازير غينيا Dunkin-Hartley ، وهي سلالة من خنازير غينيا المتاحة على نطاق واسع ، نموذجا حيوانيا راسخا لمرض هشاشة العظام لأنها تتطور بشكل طبيعي لهذا المرض ، مما يوفر نموذجا قويا للتحقيق في آثار العلاجات الجديدة التي تدار عن طريق الحقن داخل المفصل على تطور المرض9. تبدأ خنازير غينيا Dunkin-Hartley في تطوير الزراعة العضوية في ثلاثة أشهر ، حيث يظهر الذكور تطورا متسارعا ونمطا ظاهريا أكثر حدة10. في خنازير غينيا ، يتقدم الزراعة العضوية مع تقدم العمر ، وفي 12 شهرا ، تظهر الأمراض المرتبطة بها في التصوير11. لا تتطلب نماذج الزراعة العضوية التلقائية ، مثل نموذج Dunkin-Hartley ، أي تدخل للحث على الزراعة العضوية وبالتالي تلخيص تطور وتطور النمط الظاهري للمرض لدى البشر ، وبالتالي توفير نموذج متعدي قوي10. علاوة على ذلك ، فإن التطور التلقائي ل OA يسمح بالتحكم الداخلي عندما يتم إعطاء علاجات جديدة من جانب واحد في ركبة واحدة لحيوان معين. تقلل هذه الرقابة الداخلية من آثار المتغيرات بين عند تحليل البيانات وقد تساعد في تقليل أعداد الإجمالية.

يعد تحليل التصوير المقطعي المحوسب الدقيق بالأشعة السينية (μCT) أداة قوية تسمح بالتقييم الكمي لشدة هشاشة العظام12. يتضمن μCT مسح صور أشعة سينية متعددة وعالية الدقة ، تم الحصول عليها من عينة دوارة أو مصدر وكاشف أشعة سينية دوار13. بعد ذلك ، يتم إعادة بناء البيانات الحجمية ثلاثية الأبعاد (3D) في شكل شرائح صورة مكدسة14. نظرا لأن العظم المعدني له تباين ممتاز في μCT ، يمكن استخدام هذه الطريقة لتقييم ميزات 3D وإجراء تحليلات كمية للتغيرات المرتبطة ب OA15،16،17. يوفر μCT العديد من المزايا مقارنة بالأدوات المستخدمة على نطاق واسع ، بما في ذلك التشريح المرضي وتحليل المشي. على عكس التقييم النسيجي لقسم واحد أو بضعة أقسام من الأنسجة ، يقوم التصوير المقطعي المحوسب بمسح المفصل بأكمله ويقدم تقييما أكثر شمولية لآفات OA18. في حين أن تحليل المشي يمكن أن يميز التغيرات العرضية في وظيفة المفصل بمرور الوقت ، فإن تغييرات المفاصل تتطور قبل وقت طويل من التغييرات الوظيفية المرتبطة بهشاشة العظام. يمكن أن يوفر μCT مقياسا أكثر حساسية لتطور الزراعة العضوية قبل ظهور العرج. هناك قياسان كميان مهمان بشكل خاص يشملان كثافة المعادن في العظام وسمك التربيق حيث يزداد كلاهما طوال تقدم OA19,20. قد يكون من المفيد تقسيم التحليل إلى صفيحة تحت الغضروف وعظم تربيقي ، حيث أن لهما ميزات مختلفة ، لتحقيق قياسات ومقارنات أكثر قوة.

الهدف العام من هذه الطريقة هو مساعدة الباحثين على إجراء الحقن داخل المفصل بنجاح على خنازير غينيا. استخدم البروتوكول المقدم خمسة (ن = 2) وتسعة (ن = 1) و 12 (ن = 2) خنازير غينيا دانكن هارتلي سليمة. يمكن استقراء الإجراءات لسلالات خنزير غينيا الأخرى والأعمار التي تتطلب حقن الركبة داخل المفصل. في النماذج التلقائية لهشاشة العظام ، مثل نموذج Dunkin-Hartley ، غالبا ما يتم مراقبة تطور المرض والاستجابة للعلاج التسلسلي على مدى فترات طويلة من الزمن ، تمتد من أسابيع إلى أشهر9. ينتج عن هذا البروتوكول الموسع حقن متعددة داخل المفصل ، وبالتالي من المهم أن يكون لديك تقنية حقن مناسبة لمنع الأحداث الضائرة ، بما في ذلك الألم أو العرج أو العدوى ، وكلها يمكن أن تؤثر على رعاية وتربك نتائج الدراسة بينما تستلزم إضافية في الدراسة. يصف البروتوكول المقدم منهجية الحقن داخل المفصل في خنازير غينيا والتحليل اللاحق لبيانات μCT.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على جميع الطرق الموضحة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام بجامعة ساوث كارولينا الطبية. اتبعت الدراسة مبدأ 3R.

1. الاستعدادات الحقن داخل المفصل

  1. اسمح لخنازير غينيا Dunkin-Hartley بالتأقلم مع المنشأة لمدة أسبوع على الأقل قبل بدء التجربة.
    ملاحظة: تم استخدام ذكور خنازير غينيا البالغة من العمر 5- (ن = 2) و 9- (ن = 1) و 12- (ن = 2). يظهر الذكور تطورا متسارعا ونمطا ظاهريا أكثر حدة من الزراعة العضوية.
  2. احلق منطقة الركبة بشفرة كهربائية.
    ملاحظة: كن حذرا من الحلمات وسطيا.
  3. تخدير خنزير غينيا في غرفة إيزوفلوران توصيل 3-5٪ إيزوفلوران في خليط O2 (معدل التدفق 2.5 لتر / دقيقة) ثم نقل خنزير غينيا إلى مخروط أنف متصل بدائرة تخدير غير قابلة لإعادة التنفس. ضبط إيزوفلوران للحفاظ على المستوى الجراحي للتخدير أثناء الحقن ، عادة بمعدل تدفق الأكسجين من 0.5-1 لتر / دقيقة و 1-3 ٪ إيزوفلوران.
    ملاحظة: تسبب الحقن داخل المفصل ألما خفيفا ومؤقتا. يتم تخدير أثناء العملية لمنع إدراك المنبهات المؤلمة وتحسين دقة الحقن. في الدراسة المقدمة ، فإن إعطاء العوامل المسكنة ، بما في ذلك العقاقير المضادة للالتهابات غير الستيرويدية ، من شأنه أن يتداخل مع تطور الزراعة العضوية21. بسبب الألم اللحظي ، والتخدير المقدم وإمكانية المسكنات لإرباك النموذج ، لم يتم إعطاء المسكنات إلا إذا أظهرت آثارا جانبية ، بما في ذلك العرج وعلامات الألم على ملامسة المفاصل بعد الحقن. يجب على الباحثين النظر في استخدام المسكنات للحقن الروتينية. يوصى باستخدام المسكنات عند حدوث آثار جانبية. يجب مناقشة النظم المسكنة مع الطبيب البيطري المؤسسي والموافقة عليها من قبل IACUC قبل بدء الدراسات.
  4. تأكد من أن خنزير غينيا في عمق التخدير المناسب بسبب عدم استجابة قرصة إصبع القدم.
  5. ضع مادة تشحيم معقمة للعين على كلتا العينين لمنع الجفاف والإصابة.
  6. تمييع betadine بالماء المعقم إلى 10 ٪.
  7. تمييع 200 الإيثانول دليل مع الماء المعقم إلى 70 ٪ من الإيثانول.
  8. تحضير حلول للحقن ، في خزانة السلامة الحيوية للحفاظ على العقم. في البروتوكول المقدم ، تم استخدام مركبة معقمة (1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات) لحقن كلتا الركبتين. يمكن تغيير الحلول بناء على أهداف البحث.
    ملاحظة: تأكد من تخفيف المحاليل الطازجة للحقن مباشرة قبل جلسة الحقن لضمان العقم. يجب التخلص من أي محاليل غير مستخدمة في نهاية كل جلسة حقن.
  9. املأ محاقن الأنسولين المعقمة التي تستخدم لمرة واحدة بمحلول للحقن. احرص على استخدام أصغر حجم يمكن تحقيقه لمنع التحميل الزائد على مساحة المفصل بالحجم. في هذه الدراسة ، تم استخدام 50 ميكرولتر.
  10. ضع خنزير غينيا ومخروط الأنف على سطح نظيف مع وسادة تدفئة للدعم الحراري والحشو أسفل الرأس لرفعه قليلا.
  11. ارتد ثوبا جراحيا وشبكة شعر وقفازات معقمة وقناعا أثناء إجراء عملية الحقن.
  12. صب 10٪ بيتادين على كرة قطنية وامسح منطقتي الركبة.
  13. صب 70٪ من الإيثانول على كرة قطنية وامسح منطقتي الركبة.
  14. كرر 1.12 و 1.13 مرتين أخريين.
    ملاحظة: لأغراض العرض التوضيحي ، يظهر الفيديو المقابل تنظيف الركبة وموقع الحقن مرة واحدة باستخدام 10٪ بيتادين و 70٪ إيثانول. تم تنظيف موقع الحقن لاحقا باستخدام حركات دائرية مرتين أخريين ، بالتناوب بين هذه المحاليل. يوصى باستخدام ثلاثة مقشرات تسلسلية مع محاليل فرك متناوبة وكحول لتحقيق تقنية التعقيم.

2. الحقن داخل المفصل

  1. ضع خنزير غينيا في وضع ضعيف لكامل الإجراء.
  2. ارتد زوجا جديدا من القفازات المعقمة وجس مفصل الركبة.
    ملاحظة: في البروتوكول والفيديو المقدمين ، تم استخدام قفازات النتريل المعقم. يجب استخدام القفازات المعقمة ، بما في ذلك قفازات النتريل المعقمة أو القفازات الجراحية ، لتقنية التعقيم.
  3. ثني الركبة يدويا إلى 90 درجة.
  4. حرك الإصبع البعيد إلى الرضفة لتحديد أخدود الجانب البعيد من مساحة المفصل عن طريق ثني الطرف الخلفي وتمديده.
    ملاحظة: يمكن ملامسة الرضفة في هذا الوضع كهيكل صغير ثابت يقع مباشرة فوق مساحة المفصل. يمكن الشعور بالساق كبنية عظمية بعيدة عن الرضفة. بمجرد تحديد موقع الساق والرضفة ، يكون المفصل ، الذي يشعر به الأخدود ، بينهما ، بعيدا عن الرضفة وقريبا من الساق.
  5. أدخل إبرة الأنسولين بعناية على خط الوسط البعيد إلى الرضفة داخل مساحة المفصل. يجب إدخال الإبرة 1-2 مم تحت الجلد لدخول مساحة المفصل.
    ملاحظة: أكبر نافذة وصول لمساحة المفصل أثناء ثني الركبة تقع على الجانب الأمامي من الطرف على خط الوسط ، بعيدا مباشرة عن الرضفة. سيساعد الحقن على خط الوسط في الاتجاه الأمامي إلى الخلفي في الحقن بدقة في مساحة المفصل دون اختراق الهياكل العظمية. يمكن تحقيق الحقن الدقيق في مساحة المفصل باستخدام نهج جانبي إلى وسطي ، على الرغم من أن نافذة الوصول تكون أضيق خاصة عند ثني الركبة.
  6. حقن 50 ميكرولتر من المحلول في المفصل ببطء. تأكد من إدخال الإبرة بسهولة ، ويتم حقن المحتويات دون مقاومة.
    ملاحظة: تأكد من عدم إدخال الإبرة عميقا جدا لأنها قد تسبب تلفا في المفاصل أو العظام وتؤدي إلى التهاب و / أو ألم غير مرغوب فيه. إذا لم يتم العثور على الأخدود المقابل لمساحة المفصل ، يمكن أن تخترق الإبرة عظم الفخذ أو الرضفة أو الساق. لذلك ، من المفيد أن تلمس بثقة الأخدود المقابل لمساحة المفصل لمنع الحقن حول المفصل أو الإصابات المرتبطة باختراق الهياكل العظمية. إذا تطورت فقاعة في موقع الحقن تحت الجلد ، كان الحقن ضحلا جدا ودخل السائل إلى الفضاء تحت الجلد. اعتمادا على خصائص العامل المستخدم ، قد يدخل الدواء إلى مساحة المفصل عن طريق الانتشار ، أو قد تكون هناك حاجة إلى محاولة حقن أخرى.
  7. بمجرد الانتهاء من ذلك ، تخلص من الإبرة في سلة الأدوات الحادة.
    ملاحظة: لأغراض الممارسة والتدريب ، قم بحقن سائل يحتوي على صبغة في الفضاء المشترك للجثة في قوارض أو خنزير غينيا مماثل الحجم. ثم تشريح المفصل لتأكيد موقع الحقن.
  8. تدليك الركبة عن طريق ثني وتمديد المفصل عدة مرات تعزيز انتشار الدواء داخل مساحة المفصل.
  9. كرر الخطوات 2.1-2.5 مرة واحدة على الطرف المقابل بمحلول 1x PBS.

3. الشفاء من الحقن داخل المفصل

  1. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران والحفاظ على تدفق الأكسجين بنسبة 100٪ حتى يستعيد وعيه.
  2. ضع على وسادة تدفئة للدعم الحراري حتى الإسعافية.
  3. ضع كيس ثلج على الركبة لمدة 30 ثانية بمنشفة ورقية كحاجز للمساعدة في تقليل التورم الناتج عن الحقن.
  4. تقييم مشية عند الإسعاف قبل إعادتها إلى السكن.
    ملاحظة: إذا لوحظت أي تشوهات في المشي ، فقد يكون هناك ما يبرر المسكنات والرعاية الداعمة. ينصح بتقييم مشيتهم مرة أخرى بعد عدة ساعات من الشفاء من التخدير لضمان الحركة الطبيعية.

4. التصوير المقطعي المحوسب الدقيق (μCT)

  1. لحصاد الأنسجة ، قم بإنشاء طائرة جراحية للتخدير مع خليط أكسجين 100٪ و 5٪ إيزوفلوران.
  2. تأكيد مستوى التخدير الجراحي مع عدم الاستجابة لمحفز قرصة إصبع القدم. القتل الرحيم للحيوان بطريقة إنسانية عن طريق إعطاء ≥ 150 مغ / كغ من بنتوباربيتال عن طريق الوريد وفقا للسياسات المؤسسية وبروتوكول استخدام المعتمد.
    ملاحظة: في البروتوكول المقدم ، تلقى كل من خنزير غينيا الخمسة حقنة واحدة في كلتا الركبتين. تم تخدير والقتل الرحيم بشكل إنساني بعد أسبوع واحد من الحقن.
  3. حصاد كلا الأطراف الخلفية عن طريق تشريح الجلد بعيدا عن العضلات المحيطة.
  4. بعد ذلك ، قم بتفكيك الطرف الخلفي باستخدام Rongeurs في منتصف عمود عظم الفخذ والقريب من الكاحل.
    ملاحظة: لم يتمكن سرير المسح وحامل العينة المستخدمان من استيعاب الطرف الخلفي بالكامل لخنزير غينيا البالغ. حاملات العينات الكبيرة متاحة تجاريا لأحجام العينات الأكبر.
  5. ضع الأنسجة في محلول فورمالين محايد لمدة 72 ساعة للتثبيت قبل إجراء μCT.
  6. افتح برنامج مسح μCT وضع عينة مع الفورمالين في حاوية متوافقة تتناسب مع مجلد عينة μCT مع الحفاظ على الأنسجة في مجال الرؤية.
  7. معايرة آلة μCT للتعرض للمجال المظلم والمجال الخفيف وفقا لتوصيات الشركة المصنعة.
  8. امسح العينة باستخدام مرشح Al + Cu عند 18 ميكرومتر. استخدم خطوة التدوير 0.7 درجة لزاوية 360 درجة مع كاميرا الإزاحة.
    ملاحظة: يتم حفظ الفحص تلقائيا.

5. معالجة الصور لتقييم المعلمات المعمارية الدقيقة للعظام

  1. قم بتنزيل وتثبيت برنامج إعادة بناء μCT لإعادة بناء صور μCT.
  2. حدد مجلد البرنامج وانقر نقرا مزدوجا لفتح البرنامج.
  3. حدد شريحة واحدة من صور μCT بالنقر فوق شريحة صورة.
  4. اختر وجهة ملف إعادة الإعمار. حدد استعراض وأنشئ مجلدا جديدا باسم Recon. يجب أن يكون تنسيق الملف المحدد BMP (8).
  5. تحقق من تعويض اختلال المحاذاة.
    ملاحظة: عادة ما يكون التقدير قريبا من الصواب، ولكن يمكن ضبطه يدويا لإزاحة الصور المتداخلة بحيث تتم محاذاة الحواف اليمنى واليسرى قدر الإمكان.
  6. ضمن الإعدادات، قم بتطبيق خوارزميات التنعيم وتصلب الشعاع وتدوير CS والعناصر الحلقية .
    ملاحظة: قد يكون من المفيد اختيار معاينة الصورة لتحديد الوضوح قبل إعادة البناء. يمكن أن يكون إعداد الضبط الدقيق مفيدا أيضا لتحديد الإعدادات الأفضل.
  7. حدد البدء لبدء معالجة إعادة الإعمار.

6. جمع البيانات المعمارية الدقيقة من الصور المعاد بناؤها

  1. قم بتنزيل برنامج Dataviewer وتثبيته.
  2. حدد VOI وقم بتوجيه العينة للمحاذاة عموديا لتسهيل التحليل في وقت لاحق.
  3. احفظ VOI المحرر كمجلد جديد.
  4. قم بتنزيل وتثبيت CTAnalyser لتحليل خصائص العظام للمعلمات المعمارية الدقيقة.
    ملاحظة: الإصدار المجاني من CTAnalyser محدود في الوظائف ، لذلك يوصى بالحصول على ترخيص كامل.
  5. قم بتقسيم التحليل إلى صفيحة تحت الغضروف وعظم تربيقي عن طريق حفظهما كنطاق منفصل من الصور.
    ملاحظة: تقسيم التحليل ليس ضروريا ، ولكن نظرا لأن الصفيحة تحت الغضروف والعظم التربيقي لهما ميزات مختلفة ، يمكن أن تساعد التحليلات المنفصلة في القياسات والمقارنة القوية.
  6. حدد نطاق الصور المراد تحليله ، بدءا من اللوحة تحت الغضروف بالنقر فوق شريحة الصورة التي تريد البدء بها.
  7. حدد منطقة الاهتمام لكل صورة للتأكد من أنها تشمل العظم من خلال النقر على علامة التبويب منطقة الاهتمام.
  8. حدد علامة التبويب تحديد ثنائي . اضبط الرسم البياني بحيث تكون الخلفية والعظم منفصلين تماما.
  9. حدد علامة التبويب كثافة المعادن في العظام (BMD ). احفظ هذه البيانات في مجلد بيانات تحليل جديد.
  10. حدد معالجة مخصصة وانتقل إلى علامة التبويب الداخلية .
  11. قم أولا بإجراء Thresholding وحدد Auto ، ثم تشغيل.
  12. ثم حدد Despeckle واختر إزالة البقع السوداء ، ثم تشغيل.
  13. كرر إزالة البقع واختر إزالة البقع البيضاء ، ثم تشغيل.
  14. اختر تحليل 3D وحدد القيم الأساسية والقيم الإضافية.
  15. كرر الخطوات 6.2.2-6.4.5 لإعادة تعيين الصورة لتحليل العظام التربيقي.
    ملاحظة: تأكد من أن ملف الإخراج موجود في مجلد جديد بنفس ملف بيانات BMD.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قبل إجراء الحقن داخل المفصل على الحية ، تم ممارسة البروتوكول أعلاه على ثلاث جثث فئران لضمان موقع الحقن الصحيح. خلال جلسات التدريب ، تم حقن 50 ميكرولتر من صبغة الميثيلين الزرقاء الجديدة بنسبة 70٪ في مفاصل الركبة باستخدام المنهجية الموضحة أعلاه. هذا يعادل ست حقن ممارسة. بعد الحقن ، تم تشريح مفصل الركبة عن طريق شق الجانب القحفي من مساحة المفصل ، بعيدا عن الرضفة ومن خلال الرباط الرضفي ، لتصور مساحة المفصل والتحقق من موقع ترسب الصبغة. نظرا لأن صبغة الميثيلين الزرقاء الجديدة هي محلول أزرق ساطع ، يمكن تصور موقع ترسب الصبغة بشكل كبير. يتم تضمين الصور التمثيلية من حقن الجثث في الشكل 1. يوضح الشكل 1 أ وجود صبغة داخل حيز المفصل ، مما يدل على الموقع الصحيح وتقنية الحقن. خلال جلسات التدريب هذه ، تم حقن مفصل الركبة بنجاح في جميع المحاولات الست (معدل نجاح 100٪). لأغراض العرض التوضيحي ، يتم تضمين أمثلة على موقع الحقن غير الصحيح في الشكل 1B-C. إذا تم إعطاء الحقن في الفضاء تحت الجلد ، فسوف يتراكم السائل مسببا فقاعة تحت الجلد كما هو موضح في الشكل 1 ب. إذا لم يتم حقن مساحة المفصل ، فلن تكون هناك صبغة داخل مفصل الركبة ، كما هو موضح في الشكل 1C.

خضع كل من خنازير غينيا ال 5 لإجراء حقن ثنائي واحد للركبة مع محلول ملحي مخزن بالفوسفات 1x كجزء من تجربة تجريبية لضمان جدوى الحقن وتحليلات μCT اللاحقة لتغيرات الزراعة العضوية المرتبطة بالعمر. تم تقييم بصريا مرة واحدة على الأقل يوميا بعد الإجراء الخاص بالصحة العامة والأحداث السلبية. لم يتعرض أي (0٪) من هذه لأحداث سلبية مرتبطة بالحقن ، بما في ذلك الألم أو العرج أو العدوى. بعد سبعة أيام من الحقن ، تم وضع تحت مستوى جراحي للتخدير والقتل الرحيم بشكل إنساني لحصاد الركبة وتحليلات μCT اللاحقة.

كما نشر سابقا ، يمكن استخدام تحليل μCT لتقييم تغيرات الركبة في خنازير غينيا ، بما في ذلك القدرة على قياس التغيرات الكمية المرتبطة بشدة الزراعة العضوية بمرور الوقت22,23. في الدراسة المقدمة ، تم استخدام μCT للتحقق من تغيرات الزراعة العضوية في خنازير غينيا من مختلف الأعمار. يمكن استخدام هذه النتائج كبيانات أساسية للدراسات المستقبلية التي تقيم العلاجات الجديدة التي تهدف إلى تأخير تطور الزراعة العضوية. وستسمح المنهجية الموصوفة أعلاه بتوحيد تحليلات الميكروCT في الدراسات المقبلة. الصفيحة تحت الغضروف (الشكل 2 أ) والعظم التربيقي (الشكل 2 ب) لهما خصائص عظمية مختلفة اختلافا جذريا. على هذا النحو ، يتم تحليل هذه المناطق بشكل منفصل للحصول على نتيجة أكثر قوة بعد أسبوع واحد من الحقن.

كثافة المعادن في العظام (BMD) أكبر في خنازير غينيا البالغة من العمر 12 شهرا مقارنة بالأطفال الذين تتراوح أعمارهم بين 5 و 9 أشهر (الشكل 3). وكان متوسط كثافة المعادن في الصفائح تحت الغضروف 0.898 جم/سم3، و0.952 غ/سم3، و0.588 غ/سم3، في خنازير غينيا البالغة من العمر 12 و9 أشهر و5 أشهر على التوالي. وهذا يدل على زيادة قدرها 1.53 مرة في كثافة المعادن المعدنية تحت الغضروف لخنازير غينيا البالغة من العمر 12 شهرا مقارنة بعمر 5 أشهر. كان متوسط كثافة المعادن في العظام التربيقية 0.825 جم / سم3 ، 0.839 جم / سم 3 ، 0.427 جم / سم3 في خنازير غينيا البالغة من العمر 12 و 9 و 5 أشهر ، على التوالي. وهذا يمثل زيادة بمقدار 1.93 مرة في كثافة المعادن المعدنية التربيقية لخنازير غينيا البالغة من العمر 12 شهرا مقارنة بعمر 5 أشهر. بشكل عام ، يزداد BMD في خنازير غينيا Dunkin-Hartley مع تقدم العمر من 5 أشهر إلى 12 شهرا من العمر (الشكل 3).

كانت هناك أيضا اختلافات في سمك التربيق بين خنازير غينيا من مختلف الأعمار (الشكل 4). بالنسبة لمتوسط سمك التربيق ، هناك زيادة بمقدار 1.38 مرة للأطفال بعمر 12 شهرا (0.558 ملم) مقارنة بعمر 9 أشهر (0.403 ملم) ، بالإضافة إلى زيادة قدرها 2.48 مرة في عمر 12 شهرا (0.558 ملم) مقارنة بخنازير غينيا البالغة من العمر 5 أشهر (0.225 ملم). لذلك ، يزداد متوسط سمك التربيق في خنازير غينيا Dunkin-Hartley مع تقدم العمر من 5 إلى 12 شهرا.

التغييرات النسيجية ودرجات Makin المعدلة ، وهو نهج تم التحقق من صحته واستخدامه على نطاق واسع لتقييم تغييرات الزراعة العضوية في 2D ، يدعم نتائج μCT (الشكل 5). زادت درجات مانكين المعدلة مع تقدم عمر خنازير غينيا (الشكل 5 أ). من الناحية النسيجية ، تزداد علامات هشاشة العظام بما في ذلك فقدان البروتيوغليكان ، ونقص الخلايا ، والشقوق ، في الانتشار مع تقدم عمر خنازير غينيا من 5 إلى 12 شهرا (الشكل 5B-D).

figure-results-1
الشكل 1: صور تمثيلية لمواقع الحقن الصحيحة وغير الصحيحة. (أ) تشريح ركبة الفئران مع وجود صبغة زرقاء جديدة من الميثيلين داخل مساحة المفصل. مقياس مدرج على يسار الركبة كمرجع. (ب) تظهر الركبة حقنة ضحلة ، مما يؤدي إلى تكوين فقاعة في الفضاء تحت الجلد. (ج) تم تشريح الركبة من اللوحة B مما يؤكد عدم وجود صبغة زرقاء جديدة للميثيلين داخل مساحة المفصل. مقياس مدرج على يمين الركبة كمرجع. في جميع الصور ، يكون الجمجمة في الجزء العلوي من الصورة والذيلية في الأسفل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: تجزئة حقول قياس الصفائح تحت الغضروفية مقابل حقول قياس العظام التربيقية الصفيحة تحت الغضروف لها خصائص مختلفة عن العظم التربيقي. يسمح تحليل هذه المناطق بشكل منفصل بإجراء مقارنات بين المناطق المختلفة طوال فترة تقدم الزراعة العضوية. تصور المنطقة A (الحمراء) المنظر الإكليلي لمنطقة قطعة الصفيحة تحت الغضروفية المستخدمة للتحليل. المنطقة B (خضراء) تصور المنظر الإكليلي لجزء العظم التربيقي المستخدم للتحليل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: التغيرات في كثافة المعادن في العظام في شيخوخة خنازير غينيا دانكن هارتلي. تم تقييم كثافة المعادن في العظام (BMD) في خنازير غينيا في 5 (ن = 2) ، 9 (ن = 1) ، و 12 (ن = 2) أشهر من العمر. تم أخذ القياسات في الصفيحة تحت الغضروف وكذلك العظم التربيقي لقياسين مختلفين. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: التغيرات في سمك التربيق في خنازير غينيا Dunkin Hartley الشيخوخة. تم أخذ قياسات سمك التربيق من 5 (ن = 2) و 9 (ن = 1) و 12 (ن = 2) خنازير غينيا البالغة من العمر شهرا. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5
الشكل 5: تحليل الأنسجة لتغيرات الزراعة العضوية في خنازير غينيا Dunkin-Hartley. (أ) درجات مانكين المعدلة للعينات النسيجية من 5- (ن = 2) و 9- (ن = 1) و 12- (ن = 2) خنازير غينيا البالغة من العمر شهرا. تم حساب درجة مانكين المعدلة عن طريق جمع الدرجات الفردية لهيكل الغضروف ، والخلوية ، وعلامة المد والجزر ، وتشكيل النابتات العظمية. (ب) صورة نسيجية تمثيلية ملطخة باللون الأزرق التولويدين من خنزير غينيا البالغ من العمر 5 أشهر. (ج) صورة نسيجية تمثيلية ملطخة بالتولويدين الأزرق من خنزير غينيا البالغ من العمر 9 أشهر. أسود * = فقدان البروتيوغليكان. D. صورة الأنسجة التمثيلية ملطخة باللون الأزرق التولويدين من خنزير غينيا البالغ من العمر 12 شهرا. أسود * = الشقوق ؛ أبيض * = نقص الخلية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

على الرغم من التطورات الحديثة في علاج أعراض هشاشة العظام ، هناك نقص كامل في العوامل العلاجية التي تمنع ظهور أو تأخير تطور OA24. حاليا ، العلاج الوحيد لهشاشة العظام الشديدة هو استبدال المفاصل ، وهو مكلف وغازي ويمكن أن يؤدي إلى اعتلال المرضى ووفياتهم25. نتيجة لذلك ، هناك حاجة ماسة لمواصلة البحث مع النماذج الحيوانية من الزراعة العضوية والتطوير المستدام للعلاجات الجديدة. تتوفر العديد من النماذج الحيوانية لدراسة المكونات المختلفة ل OA ، بما في ذلك النماذج التلقائية والمستحثة كيميائيا أو جراحيا. يعد حقن المواد الكيميائية ، كما هو الحال في نموذج الماوس MIA ، أمرا حيويا لدراسة الألم ولكنه لا يسمح للمحققين بمتابعة تطور تطور الزراعة العضوية والتدخل في النقاط الزمنية المرغوبة طوال فترة المرض26. تتطلب الأساليب الجراحية إجراءات جراحية وتفشل في عكس بدء الزراعة العضوية بأمانة في البشر27. تطور خنازير غينيا Dunkin-Hartley بشكل طبيعي الزراعة العضوية ، مما يجعلها نموذجا عفويا متاحا على نطاق واسع ل OA28. هذا النموذج العفوي مثالي للبحث الانتقالي الذي يدرس تطور الزراعة العضوية الميكانيكي لأنه لا يتطلب أي تدخلات ويتميز بالتغيرات المرضية التي تعكس تلك الموجودة في البشر6. استخدمت الأعمال المنشورة سابقا الحقن داخل المفصل لاختبار آثار العلاجات الجديدة على تطور الزراعة العضوية التلقائية في خنازير غينيا Dunkin-Hartley29،30،31.

في حين تم وصف الحقن داخل المفصل في الفئران سابقا ، فإن الاختلافات التشريحية تشكل تحديات إضافية لهذا الإجراء في خنازير غينيا7. على الرغم من أن الحقن داخل المفصل جزء لا يتجزأ من دراسات الزراعة العضوية لخنزير غينيا ، إلا أن هذا الإجراء لم يتم تفصيله بشكل منهجي بعد. من خلال المنهجية الموصوفة ، نسلط الضوء على الاعتبارات الرئيسية لتحسين الحقن داخل المفصل في خنازير غينيا ، وبالتالي تقليل احتمالية حدوث مضاعفات متعلقة بالإجراء. تشمل الآثار الجانبية الشائعة بعد الحقن داخل المفصل في البشر الألم والتورم والتهاب المفاصل الإنتاني والاعتلال العصبي ويجب اعتبارها مضاعفات محتملة عند إجراء الحقن في خنازير غينيا32. في تجربتنا ، يمكن أن تحدث الآثار الجانبية ، بما في ذلك العرج والألم عند ملامسة المفاصل ، عندما يتم إدخال الإبرة بعمق شديد في مساحة المفصل و / أو ملامسة بنية عظمية أثناء الحقن. ساعد وجود جثث لممارسة حقننا قبل إجرائها على الحية على ضمان حقن أكثر دقة. في تحسين تقنيتنا لضمان عمق الحقن الضحل ، لم نلاحظ أي آثار جانبية بعد حقن الركبة داخل المفصل. لذلك ، فإن تقنية الحقن المناسبة أمر بالغ الأهمية لضمان رفاهية ، خاصة بالنسبة للدراسات التي تتطلب حقنا متعددة على مدار عدة أشهر. الخطوات الرئيسية في الإجراء تشمل استخدام تقنية العقيم. التدريب الكافي قبل تنفيذ إجراءات البقاء على قيد الحياة ؛ تحقيق مستوى جراحي للتخدير لمنع إدراك الألم والحركة عند الحقن ؛ وضمان عمق الحقن المناسب ، لتجنب ملامسة العظام البعيدة والحقن حول المفصل التي قد تتطلب إعطاء المركب مرة أخرى.

لتقييم التغييرات المتعلقة بالزراعة العضوية بشكل منهجي ، نصف تحليلات μCT ، بما في ذلك عمليات تسليم الصور 3D ، مما يسمح بالتصور والتجزئة ووضع العلامات والقياسات الموضوعية للأنسجة المصابة. كانت الطرق الموصوفة فعالة وفعالة في التقييم المنهجي لتغيرات المفاصل والعظام بمرور الوقت. تظهر نتائج μCT الخاصة بنا أن خنازير غينيا Dunkin-Hartley البالغة من العمر 12 شهرا لديها OA أكثر حدة من خنازير غينيا البالغة من العمر 5 أشهر ، كما يتضح من زيادة كثافة المعادن في العظام وزيادة سمك التربيقي. هذا يدل على تفاقم هشاشة العظام مع مرور الوقت يتماشى مع النتائج المنشورة سابقا في نموذج الزراعة العضوية هذا ، بما في ذلك تحليلات μCT التي قيمت كثافة المعادن في العظام وسمك التربيق13. تظهر الدراسات السابقة والنتائج التمثيلية المقدمة وتزيد في كثافة المعادن المعدنية وسمك التربيق بمرور الوقت كما تم قياسها بواسطة μCT 22,23. بالإضافة إلى ذلك ، يدعم تقييمنا النسيجي للركبتين في بعدين صحة بيانات μCT. من الناحية النسيجية ، تكون علامات الزراعة العضوية أكثر وضوحا في خنازير غينيا البالغة من العمر 9 و 12 شهرا مقارنة بالحيوانات البالغة من العمر 5 أشهر. تشمل التغيرات النسيجية المرتبطة بهشاشة العظام فقدان البروتيوغليكان والشقوق ونقص الخلايا. 10 يمكن رؤية كل من هذه الميزات في خنازير غينيا القديمة. بالإضافة إلى ذلك ، تتمتع خنازير غينيا الأكبر سنا بدرجات مانكين معدلة أعلى ، وهي طريقة مستخدمة على نطاق واسع والتحقق من صحتها لتقييم شدة الزراعة العضوية10. بينما توضح تحليلاتنا النسيجية التغييرات المتوقعة في الزراعة العضوية ، يوفر μCT تقييما أكثر تعمقا لتغيرات الزراعة العضوية من المراجعة النسيجية حيث يقوم بمسح عينة كاملة بدلا من قسم واحد أو بضعة أقسام من الأنسجة18. علاوة على ذلك ، فإنه يوفر قياسات أكثر موضوعية لمدى الآفات العظمية في كل من الأبعاد 2 و 318. يجب على الباحثين الرجوع إلى الإرشادات الحالية عند تسجيل تغييرات هشاشة العظام النسيجية ، مثل إرشادات التقييم النسيجي الدولية لجمعية أبحاث هشاشة العظام10. يجب على الباحثين النظر في اختبارات مساعدة إضافية ، بما في ذلك تحليلات المشي ، للتوصيف المتعمق لتطوير الزراعة العضوية34. في حين أن تحليلات المشي يمكن أن تكشف عن تغييرات وظيفية بمرور الوقت ، فإن آفات الزراعة العضوية تتطور قبل ظهور العرج بوقت طويل ، مما يجعل μCT مقياسا أكثر حساسية للتغيرات المرتبطة بالزراعة العضوية خلال المراحل المبكرة من المرض.

بينما توفر خنازير غينيا Dunkin-Hartley نموذجا قويا لدراسة تطور الزراعة العضوية وتأثيرات العلاجات الجديدة ، إلا أن هناك قيودا على هذا النموذج. تتطلب النماذج التلقائية عادة فترة دراسة أطول مقارنة بالتطور السريع للتغيرات بعد OA35 الجراحي أو المستحث كيميائيا. هذا يمكن أن يؤدي إلى زيادة التكلفة ومدة الدراسة. كما هو موضح سابقا ، يختلف ظهور الزراعة العضوية بين من نفس العمر ، الأمر الذي قد يتطلب تقييم التغييرات المتعلقة بالزراعة العضوية بشكل متسلسل36. على الرغم من هذا الاختلاف ، يمكن للباحثين أن يتوقعوا أن تتطور جميع خنازير غينيا Dunkin-Hartley إلى الزراعة العضوية بدءا من 3 أشهر ، مما يظهر تغيرات في العظام تحت الغضروف والعظم التربيقي ، تليها تغييرات تدريجية في الزراعة العضوية مع عمر10,19. قد يقلل الباحثون من تأثير التباين بين من خلال تطبيق العلاجات على طرف واحد في كل ، مما يسمح للطرف المقابل بالعمل كعنصر تحكم داخلي. على الرغم من أن الحقن الموجهة بالموجات فوق الصوتية قد تساعد في زيادة تحسين دقة الحقن خارج نطاق المنهجية المقدمة وقد تم استخدامها في خنازير غينيا37. تصف الدراسة المقترحة هنا جدوى الحقن الموجه بالجس ، دون استخدام طريقة التصوير هذه ، وهي تقنية تستخدم على نطاق واسع في المجال37. في حين أن μCT هي أداة قوية لتحليل علم الأمراض وبنية العظام ، فإن توفر البرامج التي تدعم الميزات التحليلية الشاملة يمكن أن يؤدي إلى تباين بين المستخدمين في التحليلات38. في هذه الدراسة ، كان قطر سرير المسح μCT 6.35 سم ، مما يمنع تصوير خنزير غينيا بأكمله أو المفصل في الموقع. تتوفر ملحقات السرير الأكبر حجما تجاريا والتي يمكن أن تسهل تصوير بالكامل. على الرغم من أن البرنامج سهل الاستخدام بشكل عام ويقدم العديد من الإعدادات المقترحة ، فقد يكون من المفيد تحرير الإعدادات يدويا للحصول على دقة ودقة أعلى. مع استمرار تطور التقنيات المؤتمتة ، بما في ذلك التعلم الآلي ، يمكن استبدال هذه التعديلات اليدوية بتقنيات برمجية تلقائية جديدة لتعزيز التوحيدالقياسي 39. بينما تصف المخطوطة المقدمة تعليمات خطوة بخطوة ل μCT المستخدمة والبرامج المقابلة ، يمكن إجراء هذه التحليلات نفسها مع العلامات التجارية والبرامج الأخرى. يجب على الباحثين الرجوع إلى أدلة المستخدم المقابلة لتحسين وتوحيد تحليلات الصور عند استخدام آلات و / أو برامج مختلفة. لتقليل التباين، من المهم الحفاظ على نفس الإعدادات عبر جميع العينات. يمكن تقليل ذاتية تحليلات الصور بشكل أكبر عن طريق تكرار التحليلات من قبل العديد من المجربين العمياء.

الهدف الأساسي من هذا البروتوكول هو توفير إرشادات مفصلة حول تنفيذ إجراء صعب تقنيا في خنازير غينيا وتحليلات μCT اللاحقة للتغيرات المرتبطة بالزراعة العضوية. سيساعد توحيد التقنيات وتحليل البيانات على تقليل التكلفة وزيادة الكفاءة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم البحث الموضح في هذه المخطوطة من قبل كرسي ساوث كارولينا سمارت ستيت® الممنوح في صناديق هبات اكتشاف الأدوية (PMW) ، وقسم الموارد الحيوانية المختبرية في MUSC ، و MUSC Drug Discovery Core. تم دعم هذا المنشور أيضا من قبل المركز الوطني لتطوير العلوم الانتقالية التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب أرقام المنح TL1 TR001451 و UL1 TR001450 ، بالإضافة إلى المعهد الوطني لأبحاث الأسنان والقحف الوجهي التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب الجائزة رقم R01DE029637.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
200 مختبرات الإيثانولديكون2701عامل تعقيم
3D. برنامج SUITEBruker& mu - CT تحليل البرمجيات
البيتادين الجراحي فركأفريو الصحة67618-151-16عامل تعقيم
حقنة الأنسولين بإبرةUlticare91008لإجراء الحقن
IsofluranePiramal803249تخدير
محايد مخزن فورمالينفيشر Scientific23-427098إصلاح الأنسجة
Nrecon SoftwareBrukerμ-CT إعادة الإعمار
برنامج الفوسفات المخزن الملحيCytivaSH30258.01عامل التحكم والتخفيف
SkyScan 1176Brukerلمسح العينات 

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Callahan, L. F., Cleveland, R. J., Allen, K. D., Golightly, Y. Racial/Ethnic, socioeconomic, and geographic disparities in the epidemiology of knee and hip osteoarthritis. Rheum Dis Clin North Am. 47 (1), 1-20 (2021).
  2. Mandl, L. A. Osteoarthritis year in review 2018: clinical. Osteoarthritis Cartilage. 27 (3), 359-364 (2019).
  3. Assirelli, E., et al. Complement expression and activation in osteoarthritis joint compartments. Front Immunol. 11, 535010(2020).
  4. Lampropoulou-Adamidou, K., et al. Useful animal models for the research of osteoarthritis. Eur J Orthop Surg Traumatol. 24 (3), 263-271 (2014).
  5. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  6. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. J Orthop Surg Res. 11, 19(2016).
  7. Pitcher, T., Sousa-Valente, J., Malcangio, M. The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse. J Vis Exp. (111), e53746(2016).
  8. de Araujo, F. A., et al. morphology of the hind limbs in two caviomorph rodents. Anat Histol Embryol. 42 (2), 114-123 (2013).
  9. Veronesi, F., Salamanna, F., Martini, L., Fini, M. Naturally occurring osteoarthritis features and treatments: systematic review on the aged guinea pig model. Int J Mol Sci. 23 (13), (2022).
  10. Kraus, V. B., Huebner, J. L., DeGroot, J., Bendele, A. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the guinea pig. Osteoarthritis Cartilage. 18, Suppl 3 S35-S52 (2010).
  11. Wang, S., et al. The osteoarthritis natural progress and changes in intraosseous pressure of the guinea pig model in different degeneration stages. Orthop Surg. 14 (11), 3036-3046 (2022).
  12. Boyde, A. The bone cartilage interface and osteoarthritis. Calcif Tissue Int. 109 (3), 303-328 (2021).
  13. Akhter, M. P., Recker, R. R. High resolution imaging in bone tissue research-review. Bone. 143, 115620(2021).
  14. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Phys Med. 88, 175-192 (2021).
  15. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  16. Yang, D., et al. Involvement of CD147 in alveolar bone remodeling and soft tissue degradation in experimental periodontitis. J Periodontal Res. 52 (4), 704-712 (2017).
  17. Ruegsegger, P., Koller, B., Muller, R. A microtomographic system for the nondestructive evaluation of bone architecture. Calcif Tissue Int. 58 (1), 24-29 (1996).
  18. Boca, C., et al. Comparison of micro-CT imaging and histology for approximal caries detection. Sci Rep. 7 (1), 6680(2017).
  19. Ren, P., et al. Biochemical and morphological abnormalities of subchondral bone and their association with cartilage degeneration in spontaneous osteoarthritis. Calcified Tissue International. 109 (2), 179-189 (2021).
  20. Wang, X., et al. Stage-specific and location-specific cartilage calcification in osteoarthritis development. Ann Rheum Dis. 82 (3), 393-402 (2023).
  21. Magni, A., et al. Management of osteoarthritis: expert opinion on NSAIDs. Pain Ther. 10 (2), 783-808 (2021).
  22. Wang, T., Wen, C. Y., Yan, C. H., Lu, W. W., Chiu, K. Y. Spatial and temporal changes of subchondral bone proceed to microscopic articular cartilage degeneration in guinea pigs with spontaneous osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 21 (4), 574-581 (2013).
  23. Gao, J., Ren, P., Gong, H. Morphological and mechanical alterations in articular cartilage and subchondral bone during spontaneous hip osteoarthritis in guinea pigs. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1080241(2023).
  24. Makarczyk, M. J., et al. Current models for development of disease-modifying osteoarthritis drugs. Tissue Eng Part C Methods. 27 (2), 124-138 (2021).
  25. Hunter, D. J. Pharmacologic therapy for osteoarthritis--the era of disease modification. Nat Rev Rheumatol. 7 (1), 13-22 (2011).
  26. Schuelert, N., McDougall, J. J. Grading of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis reveals a concentration-dependent sensitization of nociceptors in the knee joint of the rat. Neurosci Lett. 465 (2), 184-188 (2009).
  27. Yao, X., et al. Chondrocyte ferroptosis contribute to the progression of osteoarthritis. J Orthop Translat. 27, 33-43 (2021).
  28. Huebner, J. L., Hanes, M. A., Beekman, B., TeKoppele, J. M., Kraus, V. B. A comparative analysis of bone and cartilage metabolism in two strains of guinea-pig with varying degrees of naturally occurring osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 10 (10), 758-767 (2002).
  29. Ringe, J., et al. CCL25-Supplemented hyaluronic acid attenuates cartilage degeneration in a guinea pig model of knee osteoarthritis. J Orthop Res. 37 (8), 1723-1729 (2019).
  30. Chouhan, D. K., et al. Multiple platelet-rich plasma injections versus single platelet-rich plasma injection in early osteoarthritis of the knee: An experimental study in a guinea pig model of early knee osteoarthritis. Am J Sports Med. 47 (10), 2300-2307 (2019).
  31. Patel, S., Mishra, N. P., Chouhan, D. K., Nahar, U., Dhillon, M. S. Chondroprotective effects of multiple PRP injections in osteoarthritis by apoptosis regulation and increased aggrecan synthesis- Immunohistochemistry based Guinea pig study. J Clin Orthop Trauma. 25, 101762(2022).
  32. Cheng, J., Abdi, S. Complications of joint, tendon, and muscle injections. Tech Reg Anesth Pain Manag. 11 (3), 141-147 (2007).
  33. Wang, Q., et al. Identification of a central role for complement in osteoarthritis. Nat Med. 17 (12), 1674-1679 (2011).
  34. Santangelo, K. S., Kaeding, A. C., Baker, S. A., Bertone, A. L. Quantitative gait analysis detects significant differences in movement between osteoarthritic and nonosteoarthritic guinea pig strains before and after treatment with flunixin meglumine. Arthritis. 2014, 503519(2014).
  35. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Vet Pathol. 52 (5), 803-818 (2015).
  36. Thysen, S., Luyten, F. P., Lories, R. J. Targets, models and challenges in osteoarthritis research. Dis Model Mech. 8 (1), 17-30 (2015).
  37. Vazquez-Portalatin, N., Breur, G. J., Panitch, A., Goergen, C. J. Accuracy of ultrasound-guided intra-articular injections in guinea pig knees. Bone Joint Res. 4 (1), 1-5 (2015).
  38. Nie, C., Wang, Z., Liu, X. The effect of depression on fracture healing and osteoblast differentiation in rats. Neuropsychiatr Dis Treat. 14, 1705-1713 (2018).
  39. Jonsson, T. Micro-CT and deep learning: Modern techniques and applications in insect morphology and neuroscience. Front Insect Sci. 3, (2023).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة