مقالة منهجية

تلطيخ Picrosirius Red للتقييم النسيجي المرضي شبه الكمي لترسب الكولاجين في نماذج الفئران لرفض الطعم الخيفي المزمن للرئة

2K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/66395

⸱

مارس 21, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic Surgery, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg, 2Department of Plastic and Hand Surgery, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg, 3Department of Thoracic Surgery, Kyoto University Hospital, 4Department of Otolaryngology, Medical Center - University of Freiburg, Faculty of Medicine, University of Freiburg

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

Picrosirius Red Staining هي طريقة شبه كمية لتقييم ترسب الكولاجين بشكل موضوعي في إعادة تشكيل الليف الرئوي في الفئران بطريقة محلية حلها. بصرف النظر عن تقييم ترسب الكولاجين الكلي ، يسمح تلطيخ Picrosirius Red بالتمييز بين ألياف الكولاجين ذات السماكات المختلفة.

الملخص

التليف هو السمة المميزة للفيزيولوجيا المرضية للرفض المزمن بعد زراعة الرئة والعقبة الأولى أمام بقاء المتلقي على قيد الحياة على المدى الطويل. تتوفر العديد من نماذج زراعة رئة الفئران لدراسة الرفض المزمن. ومع ذلك ، فإنها تظهر نتائج غير متجانسة فيما يتعلق بالتغيرات الليفية للكسب غير المشروع ، ويتم الإبلاغ عن المدى النسيجي للتليف في الغالب نوعيا. لذلك ، يمكن أن يساعد النهج الذي تم حله مكانيا والذي يسمح بالتحليل الإحصائي في تقييم التليف في هذه النماذج. تقدم هذه الدراسة تلطيخ Picrosirius Red لتقييم شبه كمي لتنظيم الكولاجين في الطعوم الخيفية لرئة الفئران وتقارنها ببقع الهيماتوكسيلين والإيوسين القياسية ، وثلاثي اللون ماسون ، وبقع هيروفيتشي. تم إجراء التلوين على أقسام من نموذجين مختلفين لزرع الفئران بناء على عدم تطابق مركب التوافق النسيجي البسيط والكبير (MHC). تم إنشاء الطريقة للتحليل شبه الكمي لتنظيم الكولاجين في أقسام الرئة بأكملها. وبالتالي ، يمكن أن يكون بمثابة أداة للنماذج التجريبية للفئران لأمراض الرئة الليفية.

المقدمة

زراعة الرئة هي الخيار العلاجي المحدد للمرضى الذين يعانون من أمراض الرئة في المرحلة النهائية. ومع ذلك ، فإن البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل يعوقه الرفض المزمن ، مما يؤثر على 50٪ من المتلقين خلال السنوات الخمس الأولى بعد الجراحة1. إعادة تشكيل التليفية للممرات الهوائية الصغيرة واللحمة الرئوية هي السمة المميزة النسيجية الكامنة وراء الفقدان التدريجي للوظيفة الرئوية في رفض الطعم الخيفي المزمنللرئة 2. من الناحية التجريبية ، يمكن نمذجة رفض الطعم الخيفي المزمن للرئة من خلال زرع رئة الفئران بين سلالات الفئران غير المتطابقة معقد التوافق النسيجي الكبير. تم اقتراح مجموعات سلالات مختلفة لتحقيق النمط الظاهري للرفضالمزمن 3. من بينها ، يتم استخدام تركيبة الزرع من معقد التوافق النسيجي الكبير غير المتطابق الثانوي C57BL / 10 المتبرع ومتلقي C57BL / 6بشكل متكرر 4. بدلا من ذلك ، يمكن زرع رئتي المتبرعين BALB / c إلى متلقي C57BL / 6 الذين يتلقون علاجا يوميا مثبطاللمناعة 5. تؤدي هذه النماذج إلى درجات مختلفة من التغيرات الليفية منالناحية النسيجية 6. غالبا ما يتم الإبلاغ عن هذه التغييرات نوعيا باستخدام الهيماتوكسيلين القياسي و Eosin ، وتلوين ماسون ثلاثي الألوان.

يسمح التلوين النسيجي القياسي باستخدام الهيماتوكسيلين والإيوسين بإلقاء نظرة عامة على العينة لأنها تلطخ النوى باللون الأزرق ، بينما تظهر ألياف السيتوبلازم والكولاجين باللون الأحمر. مع تلطيخ ماسون ثلاثي الألوان ، تكون النوى ملطخة باللون الأسود ، وألياف الكولاجين ملطخة باللون الأخضر إلى الأزرق ، والخلفية ، بما في ذلك السيتوبلازم والفيبرين والعضلات ، حمراء. نظرا لأن صبغة ماسون ثلاثية الألوان قد تؤدي إلى التقليل من قيمها ، فإن استخدام صبغة Picrosirius Red يعتبر مفيدا7. Picrosirius Red هي صبغة أنيونية خطية ترتبط بألياف الكولاجين الموجبة الطويلة وتوفر تلطيخا أحمر غنيا بالتباين. علاوة على ذلك ، يعزز تلطيخ Picrosirius Red الانكسار الطبيعي لألياف الكولاجين تحت الضوء المستقطبالمتقاطع 8. بهذه الطريقة ، يمكن تقييم سمك ألياف الكولاجين والتعبئة. باستخدام مرشح مستقطب ، تتحول الخلفية إلى اللون الداكن ، ويصبح من الممكن تمييز سمك الكولاجين المترسب. بينما تظهر ألياف الكولاجين السميكة باللون الأحمر ، تظهر ألياف الكولاجين الرقيقة باللون الأخضر تحت الاستقطاب. كثيرا ما يتم وصف الارتباط المباشر بين الانكسار الثنائي والنوع الفرعي من الكولاجين في الأدبيات ، مع الانكسار الأحمر المخصص للكولاجين الأول والانكسار الأخضر للكولاجين III9.

يصف هذا البروتوكول استخدام تلطيخ Picrosirius Red لتقييم التليف في الطعوم الخيفية في رئة الفئران. بالإضافة إلى التلوين النسيجي التقليدي ، فإنه يسمح بإجراء تقييم شبه كمي للتغير الليفي في نماذج الفئران للرفض المزمن ، ويوفر وسيلة للتمييز بين ألياف الكولاجين السميكة والرقيقة في تلطيخ واحد فقط ، وهو فعال من حيث التكلفة ، وسهل التنفيذ. يمكن تطبيق هذه الطريقة بالتساوي على النماذج التجريبية الأخرى للفئران التي تتميز بإعادة تشكيل ليفي لحمة الرئة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تتوافق جميع البروتوكولات الحيوانية مع المبادئ الأخلاقية ل 3Rs للأبحاث الإنسانية على وتمت الموافقة عليها من قبل اللجنة الأخلاقية البيطرية المحلية (Veterinäramt Kanton Zürich ، سويسرا ، الدراسة رقم 45/2014). وبالمثل ، يجب على القراء الحصول على إذن من المؤسسات ذات الصلة قبل تنفيذ أي إجراءات على المختبر.

1. الحصول على عينة

  1. إجراء التجارب على وفقا للاحتياجات الفردية والموافقة الأخلاقية ذات الصلة. يقوم جراح مجهري واحد بإجراء جميع العمليات الجراحية دون أي أوقات إقفار إضافية طويلة.
    ملاحظة: لإعادة إنتاج نتائجنا التمثيلية ، احصل على فئران من الذكور البالغين C57BL / 6J و C57BL / 10J و BALB / c الخالية من مسببات الأمراض التي تزن 27-30 جم من مختبرات نهر تشارلز. بالنسبة للطعوم المتساوية ، استخدم C57BL / 6J كمتبرعين ومتلقين. في النموذج غير المتطابق الطفيف، زرع رئتي المتبرع C57BL / 10J إلى متلقي C57BL / 6J. في النموذج الرئيسي غير المتطابق ، زرع رئتي متبرع BALB / c إلى متلقي C57BL / 6J وحقن السيكلوسبورين بعد الجراحة (10 مجم / كجم / يوم) وميثيل بريدنيزولون (1.6 مجم / كجم / يوم) تحت الجلديوميا 5. استخدام محلول ملحي للتروية واسترجاع الرئتين بعد 8 أسابيع (56 يوما).
  2. للقتل الرحيم ، قم بتنبيب بقسطرة 20G وقم بتهويته باستخدام O2 مكمل بنسبة 2٪ -3٪ إيزوفلوران. تأكد من عمق التخدير الكافي من خلال عدم وجود استجابة لقرصة المخلب.
  3. قم بإجراء بضع البطن المتوسط عن طريق شق جدار البطن بمقص جراحي وقطع طول القص لكشف القلب. تحديد الوريد الأجوف السفلي والزائدة الأذينية اليسرى من خلال موقعها التشريحي.
  4. في تتابع سريع ، قم بقطع الوريد الأجوف السفلي والزائدة الأذينية اليسرى بمقص جراحي وقم بتنقيح ب 3-5 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم من خلال جذر الشريان الرئوي باستخدام حقنة لإزالة كل الدم من الدورة الدموية الرئوية.
    ملاحظة: يجب إجراء القتل الرحيم وفقا للموافقة الأخلاقية المعنية. يمكن تطبيق طرق أخرى بالتساوي. يوصى بإزالة الدم من الدورة الدموية الرئوية تماما ، والذي يمكن إجراؤه أيضا عن طريق التروية بعد توقف الدورة الدموية.
  5. قم بإزالة الرئتين المنفختين باستخدام المقص.
  6. للحفظ ، احتضان العينات في 4٪ فورمالين. حقن محلول الفورمالين مباشرة في الشعب الهوائية والأوعية الدموية الرئوية. اغمر العينات في الفورمالين واتركها تحتضن لمدة 6 ساعات على الأقل.
    ملاحظة: بالنسبة لتضخم الرئة بالفورمالين ، يجب تطبيق إجراء موحد للحصول على نتائج قابلة للمقارنة. يتم نشر بروتوكولات نموذجية لمثل هذه الإجراءات في مكان آخر10 ، 11.
  7. تقليم العضو وفقا للاحتياجات التجريبية. قطع الرئتين بشكل عرضي إلى نصفين لالتقاط جميع أجزاء شجرة الشعب الهوائية في قسم.
  8. نقل العينات إلى معالج الأنسجة الأوتوماتيكي للجفاف في تسلسل الكحول ، والتطهير في طلاء الزيلول والبارافين على النحو التالي: 70٪ إيثانول ، 70٪ إيثانول ، 80٪ إيثانول ، 96٪ إيثانول ، 100٪ إيثانول (1 ساعة لكل منهما) ، 100٪ إيثانول ، 100٪ إيثانول ، زيلول (2 ساعة لكل منهما) ، زيلول (1 ساعة) ، والبارافين 3x لمدة ساعتين.
  9. قم بإذابة البارافين وتضمين العينات في الاتجاه الصحيح في أشرطة تضمين البولي أوكسي ميثيلين. احرص على تضمين العينات بحيث يكون السطح المقطوع متجها لأسفل. استخدم ميكروتوم دوار لقطع أقسام 5 ميكرومتر على التوالي. اترك الشرائح تجف لمدة 24 ساعة عند 37 درجة مئوية قبل المعالجة الإضافية.

2. إزالة البارافين وترطيب شرائح البارافين

  1. قم بإزالة البارافين عن طريق احتضان العينات 2x في 100٪ إكسيلول لمدة 5 دقائق لكل منها.
    تنبيه: الزيلول قابل للاشتعال وخطير على الصحة. استخدم فقط تحت غطاء الدخان.
  2. رطب العينات في 100٪ إيثانول ، 100٪ إيثانول ، 95٪ إيثانول ، 70٪ إيثانول ، و 50٪ إيثانول لمدة دقيقتين لكل منهما. ثم يغسل لمدة 2 دقيقة في ماء مقطر.

3. تلطيخ مع Picrosirius الأحمر

  1. بقع الشرائح لمدة 8 دقائق في محلول الهمالوم من ماير. اغسل الشرائح لمدة 10 دقائق تحت ماء الصنبور الجاري.
  2. احتضان الشرائح لمدة 1 ساعة في محلول Picrosirius الأحمر. بالنسبة لمحلول Picrosirius Red ، استخدم محلول تلطيخ مخلوط مسبقا أو استخدم 0.1٪ من Direct Red 80 أو Sirius Red F 3B (CI 35780) المخفف في حمض البيكريك المشبع.
    تنبيه: حمض البيكريك قابل للاشتعال وشديد الانفجار ويجب معالجته بعناية.
    ملاحظة: هناك العديد من الموردين المختلفين لمجموعات تلطيخ Picrosirius Red المتاحة ، كما هو موضح في جدول المواد. كن على دراية بالاختلافات في السعر وطرق التلوين ، والتزم دائما بتعليمات الموردين. يوصى باستخدام مجموعات التلوين فقط بمؤشر اللون المحدد ل Sirius Red F 3B (CI 35780).
  3. اغمس الشرائح 5x-10x في محلول حمض الأسيتيك (0.5٪). رج الشرائح برفق لإزالة المحلول فعليا.
  4. قم بتجفيف الشرائح في 95٪ إيثانول ، 100٪ إيثانول ، 100٪ إيثانول ، 100٪ زيلول ، و 100٪ زيلول لمدة 5 دقائق لكل منهما.
  5. قم بالتضمين عن طريق إضافة قطرة واحدة من وسيط التركيب على كل عينة وتغطيتها بغطاء غطاء. دع الشرائح تجف تحت غطاء الدخان.

4. الرقمنة ومعالجة الصور

  1. ركز العينات تحت مجهر ضوئي باستخدام برنامج التصوير المناسب حتى تصبح الصورة واضحة وحادة. أضف مرشحا مستقطبا واضبط درجة الاستقطاب حتى تصبح الخلفية مظلمة أو سوداء تماما. عندما تكون الخلفية مظلمة قدر الإمكان ، يتم تحقيق الاستقطاب الصحيح.
    ملاحظة: من الممكن أيضا تصور تلطيخ Picrosirius Red بالضوء التقليدي المنقول وبدون مرشح مستقطب. لهذا الغرض ، يوصى باستخدام Sirius Red مع Fast Green ، حيث ثبت أنه أكثر حساسية من Sirius Red وحده12،13. ومع ذلك ، فإن الفحص المجهري المستقطب ضروري للتمييز بين ألياف الكولاجين السميكة والرقيقة.
  2. مسح جميع العينات بالكامل تحت تكبير 20x وتصديرها حسب .tiff. نقل إلى برنامج فيجي14. تأكد من تنظيف الشرائح بشكل صحيح مسبقا واستخدم إعدادات موحدة فيما يتعلق بوقت التعرض وشدة مصدر الضوء.
  3. قم بإحاطة العينة يدويا وقصها في البرنامج باستخدام تحرير > مسح الخارج. قم بقياس المساحة الإجمالية بالنقر فوق تحليل > قياس.
    ملاحظة: يعد اختيار المقصورة المراد قياسها خطوة حاسمة في تحقيق نتائج موثوقة وقابلة للمقارنة. من خلال رقمنة العينة بأكملها واختيارها ، يتم عرض مقطع عرضي جيد ، وتعتبر الأنسجة غير المتجانسة ككل. ومع ذلك ، من الممكن أيضا حصر المرء في مناطق محددة داخل العينات ، مثل غشاء الجنب أو الشعب الهوائية الفردية. ضع في اعتبارك دائما تحديد المقصورات للمقارنة بطريقة موحدة. إذا أظهرت العينات تباينا كبيرا في التهوية ، فمن المستحسن استبعاد منطقة المجال الجوي من المقصورة التي تمتحليلها 15.
  4. قم بقياس إجمالي محتوى الكولاجين لكل عينة باستخدام عتبة اللون بالنقر فوق صورة > ضبط عتبة اللون > واضبط الإعدادات بالنقر فوق تحليل > تحليل الجسيمات. تعيين الحجم = 1 - ما لا نهاية ، واضح ، تلخيص. السطوع = 35 - 255. تدرج = 2 - 130
    ملاحظة: يعد الإعداد المعقول لعتبات الألوان أمرا بالغ الأهمية لتحقيق نتائج موثوقة.
  5. كرر ذلك مع ألياف الكولاجين السميكة والرقيقة عن طريق ضبط Hue على شكل ألياف كولاجين حمراء figure-protocol-1 سميكة (Hue 2-30) وألياف الكولاجين الرقيقة الصفراء والخضراء figure-protocol-2 (Hue 31-130). ستكون النتيجة مساحة البكسل الملطخة.
  6. قم بتكوين الماكرو للمعالجة التلقائية بالنقر فوق المكونات الإضافية > وحدات الماكرو > التسجيل وتكرارها مع جميع العينات.
  7. لتلقي القيم النهائية الموحدة لمساحة سطح المقطع العرضي ، اقسم مساحة وحدات البكسل الملونة لجميع المعلمات على مساحة السطح الإجمالية كما تم قياسها في الخطوتين 4.3 و 4.5 لكل عينة ، على التوالي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يسمح البروتوكول الموصوف أعلاه بإجراء تقييم موضوعي شبه كمي لترسب الكولاجين في أنسجة رئة الفئران. إعادة تشكيل الليفية هي السمة المميزة للفيزيولوجيا المرضية للرفض المزمن بعد زرع الرئة. لذلك ، تم تطبيق تلطيخ Picrosirius Red في نماذج رفض الطعم الخيفي المزمن للرئة باستخدام زرع رئة الفئران المتعامد على الجانب الأيسر. يؤدي زرع الرئة الرئيسي غير المتطابق ب MHC من متبرع BALB / c إلى متلقي C57BL / 6 تحت تثبيط مناعي خفيف إلى تغيرات ليفية مماثلة للخلل الوظيفي الخيفي في الرئة البشريةالمزمنة 5. في المقابل ، يؤدي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تستخدم الطرق النسيجية القياسية مثل Hematoxylin و Eosin و Masson's Trichrome تلطيخ على نطاق واسع للكشف عن التغيرات الليفية في رئتي الفئران بطريقة محلولة مكانيا16،19. ومع ذلك ، غالبا ما تكون هناك طرق إضافية ضرورية لتحديد هذه التغييرات وتقييم تكوين الكولاجين في الأنسجة.

تم وصف تلطيخ Picrosirius Red لأول مرة في عام 1964 لتحديد الكولاجين: تحت الفحص المجهري الضوئي المنقول ، يظهر الكولاجين باللون الأحمر بينما...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

يتم دعم Birte Ohm من قبل برنامج Berta-Ottenstein للعلماء السريريين ، كلية الطب ، جامعة فرايبورغ. ستيفن يو أيزنهارت هو أستاذ هايزنبرغ في مؤسسة الأبحاث الألمانية (DFG) ودعم هذا العمل بمنح شخصية. وعلاوة على ذلك، نود أن نشكر شينا كروزالر على مساعدتها التقنية. تم إنشاء الشكل 1 بمساعدة Biorender.com. تم إجراء التصوير في مرفق Lighthouse Core ، والذي يتم تمويله جزئيا من قبل كلية الطب بجامعة فرايبورغ (رقم المشروع 2023 / A2-Fol ؛ 2021 / B3-Fol) ، و DKTK ، و DFG (رقم المشروع 450392965).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حمض الخليكهانيويل ، شارلوت ، الولايات المتحدة الأمريكية33209
Axio ObserverZeiss ، Oberkochen ، ألمانيا4633000956 (الرقم التسلسلي)
Coverslip 1.5Roth ، Karlsruhe ، ألمانياKCY5.1
الفورمالديهايد 37٪فيشر Scientific ، ليسترشاير ، المملكة المتحدةF / 1501 / PB15
محلول الدماء MeyerMerck ، دارمشتات ، ألمانيا109249
Picrosirius Red SolutionMorphisto ، Offenbach am Main ، ألمانيا13422بدائل يمكن استخدامها: ab150681 ، abcam ، كامبريدج ، المملكة المتحدة ؛ مختبرات SRS250 ScyTek ، لوجان سيتي الولايات المتحدة
مرشح الاستقطابزايس ، أوبركوتشين ، ألمانيا000000-1121-813
ميكروتوم دوار ، HistoCore AUTOCUTLeica ، Wetzlar ، ألمانيا149AUTO00C1 ، 14051956472
ROTI Histokitt تركيب متوسطRoth ، كارلسروه ، ألمانيا6638.1
ROTI Plast ParaffinRoth ، كارلسروه ، ألمانيا6642.5
أشرطة Rotilabo-embbedding ، POMRoth ، Karlsruhe ، ألمانياK113.1
Superfrost Plus Adhesion Microscope slideepredia ، بورتسموث ، المملكة المتحدةمعالج الأنسجة J1800AMNZ
  ؛Leica ، Wetzlar ، ألمانياTP 1020
Software
Fiji إصدار البرنامج 2.14.0 / 1.54fبرنامج التصوير مفتوح المصدر
ZEN 3.4.91Zeiss ، Oberkochen ، ألمانيا

المراجع

  1. Weigt, S., DerHovanessian, A., Wallace, W., Lynch, J., Belperio, J. Bronchiolitis Obliterans Syndrome: The Achilles' heel of lung transplantation. Semin Respir Crit Care Med. 34 (3), 336-351 (2013).
  2. Verleden, G. M., et al. Chronic lung allograft dysfunction: Definition, diagnostic criteria, and approaches to treatment-A consensus report from the Pulmonary Council of the ISHLT. J Heart Lung Transplant. 38 (5), 493-503 (2019).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), e93121(2017).
  4. Martinu, T., et al. Spectrum of chronic lung allograft pathology in a mouse minor-mismatched orthotopic lung transplant model. Am J Transplant. 19 (1), 247-258 (2019).
  5. de Vleeschauwer, S., et al. Chronic rejection pathology after orthotopic lung transplantation in mice: The development of a murine BOS model and its drawbacks. PLoS One. 7 (1), e29802(2012).
  6. Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-An experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
  7. Whittaker, P., Kloner, R. A., Boughner, D. R., Pickering, J. G. Quantitative assessment of myocardial collagen with picrosirius red staining and circularly polarized light. Basic Res Cardiol. 89 (5), 397-410 (1994).
  8. Puchtler, H., Waldrop, F. S., Valentine, L. S. Polarization microscopic studies of connective tissue stained with picro-sirius red FBA. Beitr Pathol. 150 (2), 174-187 (1973).
  9. Junqueira, L. C. U., Cossermelli, W., Brentani, R. Differential staining of collagens type I, II and III by Sirius Red and polarization microscopy. Arch Histol Jpn. 41 (3), 267-274 (1978).
  10. Davenport, M. L., Sherrill, T. P., Blackwell, T. S., Edmonds, M. D. Perfusion and inflation of the mouse lung for tumor histology. J Vis Exp. (162), e60605(2020).
  11. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research. J Vis Exp. (102), e52964(2015).
  12. Segnani, C., et al. Histochemical detection of collagen fibers by Sirius Red/Fast Green is more sensitive than van Gieson or Sirius Red alone in normal and inflamed rat colon. PLoS One. 10 (12), e0144630(2015).
  13. Courtoy, G. E., et al. Digital image analysis of Picrosirius Red staining: A robust method for multi-organ fibrosis quantification and characterization. Biomolecules. 10 (11), 1585(2020).
  14. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  15. Ségard, B. D., et al. Quantification of fibrosis extend and airspace availability in lung: A semi-automativ ImageJ/Fiji toolbox. PloS. 2 (2), e0298015(2024).
  16. Zhou, X., Moore, B. B. Lung section staining and microscopy. Bio Protoc. 7 (10), e2286(2017).
  17. Herovici, C. Picropolychrome: histological staining technic intended for the study of normal and pathological connective tissue. Rev Fr Etud Clin Biol. 8, 88-89 (1963).
  18. Sweat, F., Puchtler, H., Rosenthal, S. Sirius Red F3BA as a stain for connective tissue. Arch Pathol. 78, 69-72 (1964).
  19. Cardiff, R. D., Miller, C. H., Munn, R. J. Manual hematoxylin and eosin staining of mouse tissue sections. Cold Spring Harb Protoc. 2014 (6), 655-658 (2014).
  20. Montes, G. S., Junqueira, L. C. The use of the Picrosirius-polarization method for the study of the biopathology of collagen. Mem Inst Oswaldo Cruz. 86, Suppl 3 1-11 (1991).
  21. Rittié, L. Method for Picrosirius Red-polarization detection of collagen fibers in tissue sections. Methods Mol Biol. 1627, 395-407 (2017).
  22. Diehm, Y. F., et al. Stem cell-enriched hybrid breast reconstruction reduces risk for capsular contracture in a hybrid breast model. Plast Reconstr Surg. 152 (3), 572-580 (2023).
  23. Rich, L., Whittaker, P. Collagen and Picrosirius Red staining: A polarized light assessment of fibrillar hue and spatial distribution. Braz J Morphol Sci. 22 (2), 97-104 (2005).
  24. Datar, U. V., et al. Clinicopathologic study of a series of giant cell fibroma using picrosirius red polarizing microscopy technique. Arch Iran Med. 17 (11), 746-749 (2014).
  25. Nishat, R., Kumar, H. Collagen fibers in oral submucous fibrosis - A polarizing microscopy study using two special stains. Indian J Pathol Microbiol. 62 (4), 537-543 (2019).
  26. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. J Histochem Cytochem. 62 (10), 751-758 (2014).
  27. López De Padilla, C. M. Picrosirius Red staining: Revisiting its application to the qualitative and quantitative assessment of collagen type I and type III in tendon. J Histochem Cytochem. 69 (10), 633-643 (2021).
  28. Junqueira, L. C. U., Bignolas, G., Brentani, R. R. Picrosirius staining plus polarization microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections. Histochem J. 11 (4), 447-455 (1979).
  29. Zheng, L., et al. Scar collagen deposition in the airways of allografts of lung transplant recipients. Am J Respir Crit Care Med. 155 (6), 2072-2077 (1997).
  30. Astbury, S., et al. Reliable computational quantification of liver fibrosis is compromised by inherent staining variation. J Pathol Clin Res. 7 (5), 471-481 (2021).
  31. Feingold, B., et al. Diffuse myocardial fibrosis among healthy pediatric heart transplant recipients: Correlation of histology, cardiovascular magnetic resonance, and clinical phenotype. Pediatr Transplant. 21 (5), 12986(2017).
  32. vander Ploeg, E. A., Melgert, B. N., Burgess, J. K., Gan, C. T. The potential of biomarkers of fibrosis in chronic lung allograft dysfunction. Transplant Rev (Orlando). 35 (3), 100626(2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة