توفر هذه المقالة بروتوكولا ومقطع فيديو مصاحبا لحقن الجيوب الأنفية خلف القضيب يصل إلى حجم إجمالي يبلغ 150 ميكرولتر للفئران البالغة بعد الولادة والأحداث والجري. هذا الإجراء مناسب بشكل خاص لحقن الفئران الصغيرة (15 جم) عندما يكون حقن الوريد الذيل غير ممكن.
مقالة منهجية
العلاج الجهازي للفئران البالغة بعد الولادة والأحداث والجريان عن طريق حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
في حين أن حقن الوريد الذيل تستخدم بشكل متكرر كطريق نظامي للتسليم في الفئران البالغة ، فإن الحقن خلف القضيب هي طريقة بديلة للتسليم الجهازي مع قيود أقل. أولا ، تقتصر حقن الوريد الذيل (TVIs) على الفئران البالغة حيث يكون حجم الوريد الذيل مناسبا للوصول. يمكن أن يكون الاقتصار على علاج الفئران البالغة مشكلة عند التعامل مع نماذج الفئران التي لا تنجو حتى مرحلة البلوغ. ثانيا ، TVIs غير مجدية لنماذج الفئران ذات الأنماط الظاهرية لتأخر النمو حيث لا تحقق الفئران أبدا حجم الفئران البرية البالغة. لذلك ، يمكن استخدام الحقن خلف القضيب بنجاح لعلاج كل من الفئران الصغيرة والصغيرة. أخيرا ، يتم إجراء الحقن خلف القضيب تحت التخدير ، وهو أقل إرهاقا على الفئران من TVIs التي يتم إجراؤها عادة بدون تخدير. تقدم هذه المقالة بروتوكولا وتعليمات مفصلة للحقن خلف القضيب التي يمكن استخدامها للتسليم الجهازي للفئران الصغيرة والصغيرة.
المقدمة
تستخدم نماذج الفئران للأمراض الوراثية بشكل شائع لإثبات فعالية العلاجات الجزيئية والجينية والخلويةالصغيرة 1. في الفئران ، الطريقة الأكثر استخداما لتكرار التسليم الجهازي للبشر هي حقن الوريد الذيل (TVI) ، والذي يتم إجراؤه عادة في الفئران البالغة في حوالي 6-8 أسابيع من العمر للتأكد من أن الوريد كبير بما يكفي للوصول إليه. تم استخدام TVI بنجاح في العديد من دراسات إثبات المبدأ قبل السريرية للأمراض الوراثية ، مثل الهيموفيليا ، والتي دعمت التجارب السريرية البشرية للعلاج الجيني2. ومع ذلك ، فإن العديد من نماذج الفئران للأمراض الوراثية لها أنماط ظاهرية للنمو و / أو الفتك المبكر ، مما يمنعها من الوصول إلى عمر أو حجم الفأر البالغ (الشكل 1). قد يكون علاج مثل هذه الفئران عبر TVI أمرا صعبا للغاية ، إن لم يكن مستحيلا ، اعتمادا على عمر الفتك و / أو الحد الأقصى للحجم الذي يمكن أن تحققه.
في المقابل ، يمكن إجراء التوصيل الجهازي للعامل العلاجي عن طريق حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب (يشار إليه بشكل متكرر وغير صحيح باسم الحجاج الخلفي) بسهولة تامة في الفئران بغض النظر عن العمر أو الحجم3. تم استخدام الحقن خلف القضيب للفيروس المرتبط بالغدي (AAV) بنجاح في نماذج الفئران الشابة المتأخرة النمو للأمراض الوراثية ، مثل حمض الدم الميثيل مالونيك (MMA) ومرض نيمان بيك من النوعC 4،5،6،7،8. (يمكن أيضا استخدام هذا الإجراء لحقن حديثي الولادة3،4،9،10 ؛ ومع ذلك ، لم يتم تفصيل هذه التقنية في هذا البروتوكول أو الفيديو المصاحب.) حتى المواد شديدة السمية مثل دوكسوروبيسين يمكن توصيلها بأمان عن طريق الحقن خلف القضيب11,12. على عكس TVI ، يتم تخدير الفئران أثناء حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب ، مما يجعل الإجراء أقل إرهاقا على الماوس وأسهل على المشغل الذي لا يضطر إلى تقييد الماوسجسديا 13,14. مصدر قلق إضافي هو أن TVI يستخدم بشكل متكرر مصباحا حراريا لتوسيع الوريد الخلفي ، مما قد يسبب الجفاف في الفئران الصغيرة ويمكن أن يكون مشكلة في نماذج الفئران من الأمراض الوراثية التي يشتبه في أنها أكثر عرضة للإجهاد المرتبط بالحرارة. هناك مشكلة أخرى يمكن أن تنشأ عند استخدام TVI وهي أن الوريد الذيل يمكن أن يكون صعبا بشكل خاص لتصوره على الفئران شديدة التصبغ. ومع ذلك ، مثل TVI ، تؤدي حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب إلى توزيع حيوي جهازي واسعالنطاق 15,16.
البروتوكول
هذا البروتوكول والفيديو المصاحب له مخصصان لمساحة الحقن خلف القضيب للفئران البالغة بعد الولادة والأحداث والجري عن طريق حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب ؛ تمت الموافقة على البروتوكول من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام التابعة للمعهد الوطني لبحوث الجينوم البشري (ACUC) بموجب البروتوكول رقم G-03-4. قد يكون للمؤسسات الأخرى متطلبات وقيود مختلفة ، وقد يحتاج هذا البروتوكول إلى التعديل للموافقة عليه في مؤسستك. احصل على موافقة من ACUC في مؤسستك قبل تنفيذ هذا الإجراء أو أي إجراء حيواني آخر.
1. إعداد ما قبل الحقن
- قم بتخفيف AAV إلى حجم الحقن المطلوب والتركيز باستخدام محلول ملحي معقم مخزن بالفوسفات (PBS) في أنبوب طرد مركزي معقم سعة 1.5 مل لكل حقنة. أضف حجما إضافيا بنسبة 50٪ لكل حقنة للسماح بملء دقيق للمحقنة المعقمة ذات الاستخدام الواحد.
ملاحظة: نحن هنا نخفف مراسل AAV8-CAG-eGFP لتقديم جرعة من 1 × 1013جينوم فيروسي لكل كيلوغرام من كتلة الجسم (vg / kg) بحجم 50 ميكرولتر. يتم حساب كمية AAV في 50 ميكرولتر المراد حقنها باستخدام وزن في وقت الحقن. في هذا الفيديو ، يتم حقن AAV عبر الطريق الخلفي لتكرار التسليم الجهازي في البشر. يمكن توصيل نواقل العلاج الجيني الأخرى (مثل lentivirus والفيروس الغدي) وعلاجات الحمض النووي الريبي والجزيئات الصغيرة بشكل منهجي باستخدام هذا الإجراء. - تأكد من إعداد نظام تخدير المختبرية (LAAS) على الطاولة بشكل صحيح ويعمل بشكل صحيح وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
ملاحظة: إذا تم استخدام طريقة تخدير بديلة ، تأكد من تحضير التخدير قبل بدء الحقن. يجب أن يكون إجراء الحقن خلف القضيب متوافقا مع معظم حالات التخدير (على سبيل المثال ، تقييد كيميائي قابل للحقن مثل الكيتامين والزيلازين). - قبل ملء المحقنة المعقمة ذات الاستخدام الواحد (هنا ، حقنة الأنسولين ، 31 جم ، بطول 8 مم ، سعة 3/10 مل) ، حرك المكبس لأعلى ولأسفل عدة مرات لضمان إمكانية الضغط على المكبس بسلاسة. ثم املأ المحقنة بالحجم المطلوب ، مع التأكد من عدم وجود فقاعات هواء.
ملاحظة: يمكن حقن أحجام تصل إلى 150 ميكرولتر ؛ يقوم مختبرنا عادة بحقن حجم 50 ميكرولتر.
2. تخدير الفأر عن طريق إعطاء غاز الأيزوفلوران بنظام تخدير المختبر (LAAS)
- تأكد من أن الغاز يتدفق فقط إلى غرفة الحث. أغلق المحبس ثنائي الاتجاه إلى دائرة عدم إعادة التنفس (NRB).
- قم بتشغيل مقبض تدفق الأكسجين الأخضر في مقدمة مقياس التدفق بحيث يكون هناك معدل تدفق 1 لتر / دقيقة.
- أدر الأيزوفلوران إلى ≤4٪ عن طريق الضغط على الرافعة الموجودة أعلى المرذاذ وتحويل القرص إلى التركيز المطلوب.
- ضع الماوس في غرفة الحث الواضحة. راقب تنفس وحركته بعناية. بمجرد أن يصبح راقدا ، اقلب مقبض المرذاذ إلى 2-2.5٪ من الأيزوفلوران.
- افتح المحبس ثنائي الاتجاه إلى دائرة NRB المتصلة بقناع الوجه وأغلق تدفق الغاز إلى صندوق الحث.
- قم بإزالة ووضعه في قناع الوجه الخاص بدائرة NRB.
- قم بخفض إعداد تركيز الأيزوفلوران إلى 1.5٪ -1.75٪ ، كما هو محدد من خلال التفاعل مع المنبهات (على سبيل المثال ، قرصة إصبع القدم أو ضغط المخلب).
- راقب دائما باستمرار تنفس الماوس ولون الغشاء المخاطي (إن أمكن). إذا أصبح تنفس مرهقا أو لم يكن لون الغشاء المخاطي ورديا ، فقم برفض تركيز التخدير.
- الحفاظ على دافئا طوال العملية بأكملها. استخدم مدفئا يدويا ملفوفا بمنشفة ورقية موضوعة أسفل الوسادة السفلية وموجودة أسفل الماوس مباشرة.
- قم بإيقاف تشغيل الأكسجين والمبخر بعد الانتهاء من الإجراء.
3. حقن
- إذا كنت تستخدم يدك اليمنى ، فقم بحقن العين اليمنى للماوس وضع الماوس على جانبه الأيسر مع توجيه الخطم نحو اليد اليمنى. إذا كنت أعسرا ، فقم بحقن العين اليسرى للفأر وضع الماوس على جانبه الأيمن مع توجيه الخطم نحو اليد اليسرى.
- ضع قطرة أو قطرتين من مخدر العيون على مقلة العين ، والتي سيتم حقنها. ثم قم بإزالة أي محلول مخدر للعين زائد باستخدام وسادة شاش ماصة معقمة. ضع ضغطا لطيفا بأطراف الأصابع على الجلد الظهري والبطني على العين لإبراز مقلة عين الماوس جزئيا من التجويف (الشكل 2 أ ، ب).
ملاحظة: احرص على عدم الضغط المفرط على أوعية عنق الرحم المحيطة عند بروز العين لأن ذلك سيعيق تدفق الدم والحقن. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الضغط على القصبة الهوائية يمكن أن يمنع الماوس من التنفس. تأكد من أن الماوس يمكنه التنفس طوال العملية. - احتفظ بالإبرة في وضع مائل لأسفل بزاوية 30 درجة تقريبا ووضعها في العلبة الإنسية (الشكل 2C).
ملاحظة: سيختلف عمق وضع الإبرة للوصول إلى الجيب الخلفي بناء على حجم. إن وجود الإبرة في وضع الشطبة لأسفل أثناء الحقن يقلل من خطر تلف العين. احرص على عدم وضع الإبرة عميقا جدا وثقب محجر العين. يجب أن يستغرق الحقن أقل من دقيقة. - قم بالضغط ببطء وسلاسة على مكبس المحقنة لتوصيل الحقن. هذا سوف يقلل من فرصة التسرب.
- قم بإزالة الإبرة ببطء وسلاسة.
- قم بإزالة قناع الوجه من الماوس للسماح بالتعافي من التخدير.
4. بعد الحقن
- قم بإيقاف تشغيل الأكسجين والمبخر بعد الانتهاء من الإجراء.
- استخدم شاشا معقما لإزالة الدم في حالة حدوث نزيف متبقي.
- تأكد من أن الفأر في منطقة دافئة (حوالي 37 درجة مئوية) ، ولكن ليس ساخنا بشكل مفرط ، لمنع انخفاض حرارة الجسم أثناء التعافي من التخدير.
- راقب الماوس في عزلة حتى يتعافى تماما قبل إعادة الماوس إلى القفص والرف.
ملاحظة: عزل الماوس أثناء التعافي يمنع رفاق القفص من إصابة الفأر المخدر أثناء التعافي.
النتائج
تم استخدام حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب بنجاح لتوصيل الجزيئات الصغيرة والأجسام المضادة والفيروسات المرتبطة بالغدي (AAV) بشكل منهجي 4،5،9،15،16. في الشكل 3 ، يتم عرض كبد الفأر المعالج ب PBS (مركبة) وكبد الفأر المعالج ب AAV8 كمثال على حقن AAV والتعبير بعد الحقن خلف البصل. AAV8 ، مثل العديد من ناقلات AAV التي تحدث بشكل طبيعي ، هو تغذية الكبد. لذلك ، من المتوقع نقل الكبد بشكل كبير في الفئران التي تلقت جرعة نظامية قدرها 5 × 1012vg/ kg 17. يشير العدد الكبير من خلايا الكبد التي تعبر عن الحمض النووي الريبي لميثيل مالونيل CoA mutase (MMUT) الموضح في الشكل 3 ، والذي يتم التعبير عنه بواسطة جين التحوير AAV ، إلى نجاح الحقن خلف الحجاج.
الشكل 1: فأر متخلف النمو مصاب بحمض البروبيونيك. هذا مثال على تأخر النمو الشديد الذي يمكن أن يحدث في نماذج الفئران للأمراض الوراثية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: صور وشكل لحقن الجيوب الأنفية خلف القضيب. (أ) صورة لوضع الإصبع على الفراء لتبرز مقلة العين (يشار إليها بالسهم الأبيض). (ب) صورة لنتوء مقلة العين (المشار إليه بالسهم الأبيض) بعد تطبيق الضغط لأسفل على الفراء قبل وضع الإبرة والحقن. (ج) رسم تخطيطي لاتجاه شطبة الإبرة (شطبة لأسفل بالنسبة إلى مقلة العين) ، وزاوية الإبرة (30 درجة) ، ووضع إبرة الجيوب الأنفية خلف البصل. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: تهجين الحمض النووي الريبي في الموقع بعد حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب باستخدام AAV8. صور (أ) 10x الكبد المعالج بالمركبات ، (ب) الكبد المعالج ب AAV8 10x ، (C) الكبد المعالج بالمركبات 20x ، و (D) الكبد المعالج ب AAV8 الملطخ ب MMUT RNA. عولجت الفئران المصابة بحمض الميثيل مالونيك بجرعة 5 × 1012 vg / kg من AAV8-LPS-MMUT أو التحكم في السيارة (PBS) في عمر شهر واحد. تم جمع أنسجة الكبد 1 شهر بعد العلاج. MMUT الحمض النووي الريبي الملون باللون البني (تشير الأسهم السوداء إلى مناطق تلطيخ إيجابي). الكبد ملطخة بالهيماتوكسيلين. أشرطة المقياس = 100 ميكرومتر 10x للصور ، 50 ميكرومتر للصور 20x (B). الاختصارات: AAV = فيروس مرتبط بالغدي ؛ LPS = مروج خاص بالكبد ؛ MMUT = ميثيل مالونيل-CoA موتاز. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
المناقشة
في حين أن الحقن خلف القضيب هو طريقة موثوقة لتقديم جزيئات صغيرة وبروتينات وعلاجات جينومية ، فإن ممارسة التقنية باستخدام صبغة أمر ضروري لضمان تحقيق توصيل نظامي موثوق وقابل للتكرار. يوصى بشدة باستخدام صبغة لممارسة الحقن خلف القضيب في الفئران قبل استخدام طريق التسليم هذا في التجارب. يمكن فحص الأصباغ بصريا في أنسجة الفئران لضمان التسليم الجهازي المتسق.
في عرضنا لتقنية الحقن خلف القضيب ، تم استخدام غاز الأيزوفلوران لتخدير الفئران قبل الإجراء. يمكن استخدام أشكال أخرى من التخدير قبل الإجراء ، ولكن من المهم التأكد من أن الماوس لا يتعافى من التخدير قبل اكتمال الحقن. لحسن الحظ ، عادة ما يستغرق الحقن الفعلي أقل من دقيقة والوقت الذي يحتاج فيه الفأر إلى التخدير الكامل قصير. يجب تخدير الفأر تماما أثناء الحقن ، ويجب إعادة التخدير إذا أصبح الفأر واعيا قبل الحقن. نظرا لوجود مخاطر مرتبطة باستخدام التخدير ، يجب تقليل المدة الزمنية التي يتم فيها تخدير الماوس. لم نواجه مشاكل في استخدام الأيزوفلوران لتخدير الفئران المريضة الصغيرة باستخدام حمض الميثيل مالونيك والبروبيونيك. ومع ذلك ، قد تكون بعض نماذج الفئران أكثر حساسية للتخدير وبعض التخدير. يجب مراعاة هذه المشكلة المحتملة قبل محاولة استخدام التخدير في الدراسة. أخيرا ، يقلل استخدام التخدير مع الحقن الخلفي بشكل كبير من الضائقة الواضحة التي يظهرها الفأر أثناء عملية الحقن مقارنة ب TVI حيث لا يتم استخدام التخدير بشكل شائع.
لم نلاحظ أي مشاكل متعلقة بمرحلة ما بعد الحقن ، على الرغم من أن العدوى تشكل خطرا محتملا مع أي حقنة. لتقليل فرصة الإصابة ، يتم استخدام حقنة معقمة يمكن التخلص منها للاستخدام مرة واحدة و PBS معقمة لتخفيف AAV المنقى. يتم فحص جميع الفئران في منشأتنا الحيوانية يوميا بحثا عن علامات على وجود مشكلات صحية محتملة وتلقي الرعاية البيطرية لمعالجة أي مشاكل صحية عند الاقتضاء.
البديل لحقن الجيوب الأنفية خلف القضيب والطريقة الأكثر استخداما للتسليم الجهازي للفئران اليافعة والبالغة هو TVI. يؤدي TVI وحقن الجيوب الأنفية خلف القضيب إلى توزيع حيوي مماثل في حالة الجزيئات الصغيرة والأجسام المضادة ، ومن خلال الاستقراء ، من المتوقع حدوث نفس الشيء بالنسبة للناقلات الفيروسية15,16. ومع ذلك ، لا يمكن العثور على أمثلة تقارن التسليم الجهازي لنواقل العلاج الجيني بواسطة TVI وحقن الجيوب الأنفية خلف القضيب في الأدبيات. في رأينا ، من الأسهل إجراء حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب في الفئران ذات النمط الظاهري المنخفض للنمو و / أو الفتك المبكر.
غالبا ما يعتبر TVI أكثر تشابها مع التسليم الجهازي في البشر ، على الرغم من أن البشر لديهم جيب خلف القضيب ولكن ليس لديهم ذيل. في أحد الجوانب ، يشبه حقن الجيوب الأنفية خلف القضيب التسليم الجهازي البشري من حيث أن الحاقن يدخل الجهاز الوريدي العلوي كما لو تم توصيل حاقن إلى الإنسان عن طريق قسطرة مركزية يتم إدخالها محيطيا (PICC Line) أو قسطرة وريدية موضوعة في الذراع. على العكس من ذلك ، يدخل الحقن في الجهاز الوريدي السفلي للفأر بعد حقن الوريد الذيل. لسوء الحظ ، لا تكرر أي من هذه الطرق بالضبط الطريقة (الطرق) المستخدمة للتسليم الجهازي في البشر ، ولكن كلاهما طرق فعالة للتسليم الجهازي في الفئران.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين أي شيء ذي صلة بهذا المنشور للكشف عنه.
شكر وتقدير
نحن نقدر مساعدة موظفي مرفق الماوس NHGRI ، ومختبر علم الأمراض الجزيئي NCI ، وخاصة أندرو وارنر. يتم دعم RJC من قبل برنامج البحوث الداخلية التابع ل NHGRI من خلال 1ZIAHG200318-16 وتم تمويل هذا العمل جزئيا من قبل المركز الوطني لتطوير العلوم الانتقالية (NCATS). تم إنشاء الشكل 2C باستخدام BioRender.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| AAV8-CAG-eGFP | Univ. Penn. Vector Core | من الطلبات | الخاصة لمراسلي AAV ومراسلي AAV البديلين |
| نصائح الحاجز (التصفية) ، 20 & L حجم | ThermoFisher | AM12645 | لتخفيف AAV لإزالة حجم الحقن وتركيزه |
| حاجز (مرشح) نصائح ، 100 مو ؛ حجم L (معقم) | ThermoFisher | AM12648 | لتخفيف AAV لإزالة حجم الحقن وتركيزه |
| دائرة الإنتاج المزدوج ؛ | استخدام طريقة التخدير البديلة | VetEquip | 921400 |
| Gilsen PIPETTEMAN Classic P20 ماصة | Gilson | F123600 | لتخفيف AAV لإزالة حجم الحقن وتركيزه |
| Gilsen PIPETTEMAN Classic & nbsp ؛ ماصة P100 | Gilson | F123615 | لتخفيف AAV لإزالة حجم الحقن وتركيزه |
| تدفئة اليدين (HOTHANDS) | ULINE | S-1497B | للحفاظ على دفء الماوس أثناء تخدير |
| محاقن الأنسولين ، 31 جم ، & nbsp ؛ طول 8 مم ، سعة 3/10 مل | Becton Dickson | 328438 | المستخدمة في الفيديو ؛ حقنة واحدة لكل حقنة |
| Isoflurane (Fluriso) | VETONE | 502017 | يمكن استخدام التخدير البديل |
| Medline Protection Plus Underpads القابل للتصرف | ThermoFisher | 23-666-062 | لوضع الماوس على الحقن |
| الدوراني حاوية أدوات حادة من Oak Ridge Phlebotomy مع غطاء شفاف | ThermoFisher | 22-730-434 | للتخلص من الإبرة |
| محلول ملحي مخزن للفوسفات PBS ، درجة الحموضة 7.4 | Gibco | 10010023 | لتخفيف AAV إلى التركيز والحجم المطلوبين |
| Cap أنابيب الطرد المركزي الدقيقة منخفضة الاحتباس (معقمة) | ThermoFisher | 3451 | لتخفيف AAV لإزالة حجم الحقن والتركيب |
| إسفنجة شاش معقمة 4 "×" 4 | Covidien | 3033 | |
| Trecaine Hydrochloride Ophthalmic (0.5٪) | Ocenanside Pharmaceuticals | AK102D5DS | محلي |
| حقنة توبركولين مخدرة مع 27.0 جم (أو أصغر) | أي | غير متاح | بديل لحقنة الأنسولين المستخدمة في فيديو |
| VetEquip s دليل المستخدم ودليل التشغيل لسطح الطاولة ونظام تخدير المختبر المتنقل. | VetEquip | chrome-extension://efaidnbmnnnibpcajpcglclefindmkaj/https://www.vetequip.com/pdfs/LAAS%20Manual.pdf | رابط إلى دليل المستخدمين ودليل |
المراجع
- Perlman, R. L. Mouse models of human disease: An evolutionary perspective. Evol Med Public Health. 2016 (1), 170-176 (2016).
- Samelson-Jones, B. J., George, L. A. Adeno-associated virus gene therapy for hemophilia. Annu Rev Med. 74, 231-247 (2023).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retrobulbar injections in mice. Lab Anim (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
- Chandler, R. J., et al. Systemic gene therapy for methylmalonic acidemia using the novel adeno-associated viral vector 44.9. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 61-72 (2022).
- Chandler, R. J., et al. Systemic aav9 gene therapy improves the lifespan of mice with niemann-pick disease, type c1. Hum Mol Genet. 26 (1), 52-64 (2017).
- Venturoni, L. E., et al. Growth advantage of corrected hepatocytes in a juvenile model of methylmalonic acidemia following liver directed adeno-associated viral mediated nuclease-free genome editing. Mol Genet Metab. 137 (1-2), 1-8 (2022).
- Ilyinskii, P. O., et al. Immtor nanoparticles enhance aav transgene expression after initial and repeat dosing in a mouse model of methylmalonic acidemia. Mol Ther Methods Clin Dev. 22, 279-292 (2021).
- Davidson, C. D., et al. Improved systemic aav gene therapy with a neurotrophic capsid in niemann-pick disease type c1 mice. Life Sci Alliance. 4 (10), e202101040(2021).
- Chandler, R. J., et al. Systemic gene therapy using an aav44.9 vector rescues a neonatal lethal mouse model of propionic acidemia. Mol Ther Methods Clin Dev. 30, 181-190 (2023).
- Rocha-Ferreira, E., et al. A neonatal rodent model of retroorbital vein injection. J Vis Exp. (204), e65386(2024).
- Bohnert, B. N., Artunc, F. Induction of nephrotic syndrome in mice by retrobulbar injection of doxorubicin and prevention of volume retention by sustained release aprotinin. J Vis Exp. (135), e57642(2018).
- Bohnert, B. N., et al. Retrobulbar sinus injection of doxorubicin is more efficient than lateral tail vein injection at inducing experimental nephrotic syndrome in mice: A pilot study. Lab Anim. 53 (6), 564-576 (2019).
- Meijer, M. K., Spruijt, B. M., Van Zutphen, L. F., Baumans, V. Effect of restraint and injection methods on heart rate and body temperature in mice. Lab Anim. 40 (4), 382-391 (2006).
- Nohara, M., Tohei, A., Sato, T., Amao, H. Evaluation of response to restraint stress by salivary corticosterone levels in adult male mice. J Vet Med Sci. 78 (5), 775-780 (2016).
- Schoch, A., Thorey, I. S., Engert, J., Winter, G., Emrich, T. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus routes of antibody administration in pharmacokinetic studies. Lab Anim (NY). 43 (3), 95-99 (2014).
- Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Anim (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
- Zincarelli, C., Soltys, S., Rengo, G., Rabinowitz, J. E. Analysis of aav serotypes 1-9 mediated gene expression and tropism in mice after systemic injection. Mol Ther. 16 (6), 1073-1080 (2008).
إعادة الطباعة والأذونات
