Method Article

تحسين تقنيات ديناميكا البول للماوس لتحسين الدقة

DOI:

10.3791/67019

⸱

June 7th, 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurological Surgery, Indiana University School of Medicine, 2Spinal Cord and Brain Injury Research Group, Stark Neurosciences Research Institute, Department of Neurological Surgery, Goodman and Campbell Brain and Spine, Indiana University School of Medicine, 3Department of Rehabilitation Medicine, Zhongda Hospital Southeast University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوفر هذا البروتوكول دليلا لعزل الجلد باستخدام cyanoacrylate لمنع امتصاص البول عن طريق الفراء والجلد. يتضمن تعليمات لتطبيق الغراء على الجلد ، وزرع قسطرة المثانة ، وأقطاب لقياس المثانة وتسجيلات تخطيط كهربية العضلة العاصرة للإحليل الخارجية في الفئران المستيقظة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد القياس الدقيق للمعلمات البولية في الفئران المستيقظة أمرا بالغ الأهمية لفهم الخلل الوظيفي في المسالك البولية السفلية (LUT) ، خاصة في حالات مثل إصابة الحبل الشوكي بعد الصدمة في المثانة العصبية (SCI). ومع ذلك ، فإن إجراء تسجيلات قياس المثانة في الفئران يمثل تحديات ملحوظة. عندما تكون الفئران في وضع منبطح ومقيد أثناء جلسات التسجيل ، يميل الفراء والجلد إلى امتصاص البول ، مما يؤدي إلى التقليل من حجم الفراغ (VV). كان الهدف من هذه الدراسة هو تعزيز دقة قياسات المثانة وتسجيلات تخطيط كهربية العضلة العاصرة الخارجية (EUS-EMG) في الفئران المستيقظة. لقد طورنا طريقة فريدة باستخدام لاصق cyanoacrylate لإنشاء حاجز جلدي مقاوم للماء حول صماخ مجرى البول والبطن ، مما يمنع امتصاص البول ويضمن قياسات دقيقة. تظهر النتائج أنه بعد تطبيق cyanoacrylate ، ظل مجموع VV و RV متسقا مع حجم المحلول الملحي المشبع ، ولم تكن هناك مناطق رطبة لوحظت بعد التجربة ، مما يشير إلى نجاح منع امتصاص البول. بالإضافة إلى ذلك ، قامت الطريقة في وقت واحد بتثبيت الأقطاب الكهربائية المتصلة بالعضلة العاصرة الخارجية للإحليل (EUS) ، وضمان إشارات تخطيط كهربية العضل (EMG) المستقرة ، وتقليل القطع الأثرية الناتجة عن حركة الفأر المستيقظ والتلاعب بالمجرب. تتم مناقشة التفاصيل المنهجية والنتائج والآثار المترتبة ، مع تسليط الضوء على أهمية تحسين تقنيات ديناميكا البول في البحوث قبل السريرية.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعتمد تخزين البول وإطلاقه على النشاط المنسق للمثانة البولية والعضلة العاصرة الخارجية لمجرى البول (EUS). في بعض الأمراض مثل المثانة العصبية، يمكن أن تصبح كل من عضلات نافصة المثانة والعضلة العاصرة مختلة، مما يؤدي إلى مشاكل كبيرة في المثانة، خاصة بعد إصابة الحبل الشوكي الرضحية (SCI)1.

تستخدم القوارض الصغيرة بشكل شائع كنموذج تجريبي لدراسة الوظيفة قبل السريرية للمسالك البولية السفلية (LUT)2. يمكن أن توفر تقنيات تسجيل قياس المثانة (FC) وتخطيط كهربية العضل بالموجات فوق الصوتية (EUS-EMG) معلومات موضوعية دقيقة اعتمادا على اختيار الطرق والقياس الدقيق وتفسير النتائج3. تستخدم اختبارات ديناميكا البول بشكل شائع لتقييم حجم الإفراغ (VV) وكفاءة الإفراغ (VE) وسعة المثانة4. يقيس التطرف العنيف مدى فعالية المثانة في إفراغ نفسها. يتم حسابه بقسمة الحجم المفرغ على مجموع الأحجام الملغاة والمتبقية (VV + RV). من ناحية أخرى ، يتم حساب سعة المثانة عن طريق إضافة VV (كمية البول المطرود أثناء التبول) إلى RV (كمية البول المتبقية في المثانة بعد التبول)5. لذلك ، فإن قياس VV و RV هما مفتاحا استنتاج المعلمات الأخرى.

يمثل القياس الدقيق ل VV في الفئران أثناء اختبارات ديناميكا البول تحديات مختلفة. يميل بول القوارض ، عند تقييده جسديا في وضعية الانبطاح ، إلى السحب لأسفل من خلال جدار البطن البطني بسبب تأثير الجاذبية6. يمكن أن تؤدي هذه الظاهرة إلى امتصاص البول بواسطة فرو البطن والجلد ، والذي بدوره يقلل من حجم البول الذي يفرز. بالنظر إلى كمية البول الصغيرة التي ينتجها الماوس ، فإن تأثير هذا الامتصاص على دقة النتائج يكون أكثر وضوحا7. علاوة على ذلك ، في نماذج اصابات النخاع الشوكي ، غالبا ما يكون VV أقل منه في الفئران العادية بسبب تأثير خلل تآزر العضلة العاصرة النافصة (DSD) ، مما يزيد من خطر ضغوط نقطة التسرب وامتصاص البول بواسطة الفراء8. هذه العوامل لها تأثير كبير على النتائج. لذلك ، فإن القياس الدقيق ل VV و RV أثناء دراسات ديناميكا البول النهائية في الفئران أمر بالغ الأهمية9. حاليا ، هناك نقص في التفاصيل في المنهجيات المقدمة في الأدبيات المنشورة حول كيفية قياس حجم البول بدقة في نماذج الفئران.

لاصق Cyanoacrylate هو نوع من الغراء يستخدم بشكل شائع في العمليات الجراحية في النماذج البشرية والحيوانية نظرا لخصائص الترابط السريعة والفعالة10،11،12. هذه المادة اللاصقة مفيدة بشكل خاص لإغلاق الجروح والتمزقات ، لأنها تشكل رابطة قوية ومرنة عند وضعها على الجلد13. علاوة على ذلك ، يمكن أن يكون حاجزا كبيرا ضد البول والرطوبة التي قد تتلامس مع الفراء والجروح11.

في هذه المقالة ، قمنا بتطوير تقنية جديدة وفعالة من حيث التكلفة تستخدم لاصق cyanoacrylate لتحقيق نتائج دقيقة في قياس المثانة وتسجيلات EUS-EMG في الفئران المستيقظة. ستكون هذه الطريقة مفيدة في فهم الأسباب الكامنة وراء ضعف المثانة وابتكار علاجات أكثر فعالية لاضطرابات LUT.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على بروتوكول دراسة من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام في كلية الطب بجامعة إنديانا. رمز الموافقة: 21098MD / R / MSS / HZ تاريخ الموافقة: 29 سبتمبر 2021.

1. إعداد القسطرة

  1. قطع أنبوب بولي إيثيلين PE-30 30 سم (.017 بوصة × .030 بوصة). استخدم ولاعة لإشعال أحد طرفي الأنبوب ، وتأكد من أنه لا يلمس اللهب ، واسحب الولاعة بمجرد أن يشكل الأنبوب طرفا مستديرا بشكل مناسب على شكل جرس.
  2. أدخل بعناية حوالي 3/4 إبرة 25G في الطرف الآخر من الأنبوب. تحضير حقنة 1 مل وملء مع معقمة 0.9 ٪ كلوريد الصوديوم. قم بتوصيل المحقنة بإبرة 25 جرام.
  3. قم بنقع المحلول الملحي برفق للتحقق من وجود طرف دائري مناسب وعدم وجود تسرب من نهايات الإبرة. تأكد من عدم الشعور بأي ضغط وأن المحلول الملحي يتدفق بسلاسة عبر القسطرة.

2. إعداد الأقطاب الكهربائية

  1. تحضير 2 أسلاك فولاذية بطول 20 سم. خذ الأسلاك الفولاذية وقم بتطبيق طلاء الرمل على طرفي منطقة الطلاء لتجريد 5 مم من السلك.
  2. خذ إبرة 25G وأدخلها على جانب واحد من السلك. تأكد من إدخال الإبرة بعناية لتجنب إتلاف السلك. ثني الجزء المجرد من السلك مثل الخطاف. سيساعد الخطاف على توصيل السلك بعضلة EUS.
  3. استخدم اللحام لتوصيل الدبوس بالطرف الآخر من السلك المخطط. سيساعد اللحام في تثبيت الدبوس بالسلك وضمان اتصال قوي. تأكد من تسخين لحام القصدير والرصاص حتى يذوب ويغطي السلك والدبوس.

3. إعداد

  1. منزل أنثى الفأر C57BL / 6 (8 أسابيع من العمر ، 18-20 جم من وزن الجسم) في منشأة وفقا لرعاية المؤسسية مع دورة 12 ساعة من الضوء والظلام والوصول غير المحدود إلى الماء وكريات الطعام القياسية.

4. التخدير أثناء الجراحة

  1. ضع في غرفة إيزوفلوران 2٪ وأكسجين نقي (1 لتر / دقيقة). تأكد من التخدير الكامل للحيوان باستخدام فحص إصبع القدم السلبي قبل نقله إلى القناع. بمجرد التأكيد ، قم بتغيير حالة الغاز إلى قناع.
  2. تأكد من تثبيت قناع التخدير في الموضع المناسب في المجال الجراحي المعقم. ضع مستلق على الستارة المعقمة مع أنفه في قناع صغير للاستنشاق (0.8-1 لتر / دقيقة مع 2٪ إيزوفلوران) لمواصلة إعطاء التخدير.

5. التحضير الجراحي

  1. إصلاح أطراف مع الشريط. استخدم ماكينة حلاقة كهربائية لحلق فراء أسفل البطن وحول صماخ مجرى البول (المنطقة التناسلية).
  2. ضع مرهما للعين لمنع أي جفاف محتمل في العينين. تحضير المنطقة المحلوقة باستخدام محلول البوفيدون اليود ومسح الحل مع الإيثانول 70 ٪. ضع ستارة معقمة على منطقة الجراحة.

6. الإجراء الجراحي

  1. زرع قسطرة المثانة
    1. تحت المجهر الجراحي ، باستخدام مقص Metzenbaum المستقيم وغير الحاد ، قم بعمل شق 1-2 سم في خط الوسط من جلد البطن والحوض. المضي قدما في شق اللفافة والعضلات في خط الوسط لكشف المثانة من خلال الجرح الجراحي.
    2. بمجرد أن تصبح المثانة مرئية من خلال الجرح الجراحي ، تابع سحب أي أعضاء أو أنسجة محيطة حسب الحاجة للحصول على رؤية واضحة للمجال الجراحي. احرص على تجنب أي تلاعب أو توتر غير ضروري في المثانة ، لأن هذا يمكن أن يؤدي إلى مضاعفات مثل تسرب البول أو إصابة الهياكل المحيطة.
    3. أمسك قبة المثانة وضع خيطا محفظا باستخدام خيوط أحادية الشعيرات غير قابلة للامتصاص 5-0 بإبرة مستدقة.
    4. باستخدام مقص صغير ، قم بإنشاء فغر المثانة الصغير داخل سلسلة المحفظة وقم بعمل ثقب حتى يتدفق البول.
    5. أمسك الطرف المستدير للقسطرة وأدخله من خلال الفتحة. بمجرد مرور طرف الأنبوب عبر الفتحة ، قم بخياطة خيط المحفظة حول الأنبوب. ثم اسحب الأنبوب برفق للخارج حتى يتم الشعور بالطرف تحت الخيط.
    6. قم ببث 1 مل من المحلول الملحي ببطء من الطرف الآخر من الأنبوب لتفريغ المثانة. تحقق من وجود أي تسرب حول القسطرة. في حالة وجود تسرب ، ضع خيطا إضافيا.
    7. بمجرد خروج المحلول الملحي من مجرى البول ، اسحب المحلول الملحي لفك ضغط المثانة.
  2. زرع أقطاب كهربائية EUS (الشكل 1)
    1. استخدم المقص الجراحي لتمديد شق البطن حتى قاع الحوض.
    2. تماشيا مع المثانة ، انقل العضلات والأغشية إلى القنوات الفرجية وحدد موقع مجرى البول والعضلة العاصرة الخارجية. احرص على عدم إيذاء الأوعية الذيلية الحرقفية والوسطى والأعصاب الفرجية.
    3. ثقب الجلد بشكل ثنائي ، على بعد 1 سم من صماخ مجرى البول ، باستخدام الإبرة التي تحتوي على القطب.
    4. أمسك طرف الخطاف بعناية بالملقط واسحب الإبرة برفق بعيدا عن الجلد.
    5. باستخدام طرف القطب ، قم بتوصيل عضلة EUS بعناية بشكل ثنائي. تجنب اللكم العميق جدا ، لأن هذا قد يضر العضلات ، مما قد يؤدي إلى تسرب البول المحتمل.
    6. استخدم الشعيرات الأحادية 3-0 غير القابلة للامتصاص لخياطة عضلات الحوض والبطن والجلد.
  3. تسرب المياه من الجلد
    1. ضع طبقة رقيقة من غراء cyanoacrylate على الجلد حيث تخرج الأقطاب الكهربائية لتثبيت الأقطاب الكهربائية في مكانها.
    2. ضع غراء cyanoacrylate على بعد 1 سم حول صماخ مجرى البول ويمتد 3 سم إلى البطن والمنطقة المخيطة. لتجنب ملامسة الغراء ، أمسك الصماخ بعناية بالملقط.
    3. استخدم ماصة دقيقة 0.5-10 ميكرولتر لسحب سائل المسرع لتجفيف الغراء.
      تنبيه: سائل المسرع سائل قابل للاحتراق.
    4. أضف سائل المسرع لضمان تفاعل لاصق مناسب. سيساعد ذلك على تجفيف الغراء بسرعة أكبر والتأكد من ضبطه بشكل آمن.
  4. إعداد ديناميكا البول
    1. قم بإعداد قارب وزن بوليسترين مقلوب بطول وعرض وعمق 4.5 سم. قم بتقطيعه إلى شكل مثلث بقاعدة 4 سم لوضع صماخ مجرى البول للفأر في هذه المساحة. ضع القالب الأساسي القابل للتصرف ، 37 مم × 24 مم × 5 مم ، تحت المساحة لجمع البول.
    2. أعد وضع الماوس في وضع الانبطاح وانقله بعناية إلى لوحة مصنوعة خصيصا مزودة بقناع غاز.
    3. تأكد من وضع صماخ مجرى البول بشكل صحيح داخل الأخدود. قم بتقييد رأس وطرف الماوس برفق بشريط لاصق وضع اللوحة على وسادة تدفئة حتى يستعيد الماوس وعيه الكامل (الشكل 2).
    4. قم بإجراء قياس المثانة فقط عندما يكون الماوس مستيقظا تماما ، وهو ما لا يقل عن 40 دقيقة بعد الشفاء من التخدير.

7. قياس المثانة وإعداد تسجيل EUS-EMG

  1. قم بإعداد ومعايرة مضخة التسريب وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
  2. خذ حقنة 20 مل بقطر 19.05 مم واملأها بسائل كلوريد الصوديوم المعقم 0.9٪ في درجة حرارة الغرفة. تأمين حقنة لمضخة التسريب. اضبط سرعة التسريب على 0.01 مل / دقيقة.
  3. قم بتوصيل المحقنة بواسطة أنبوب PE-30 بجانب واحد من الموصل ثلاثي الاتجاهات. قم بتوصيل قسطرة المثانة بالجانب الآخر بمحول الضغط. قبل توصيل قسطرة المثانة ، تأكد من إزالة جميع فقاعات الهواء.
  4. ثبت محول الضغط على نفس مستوى مثانة الماوس. يتم توصيل محول الضغط عبر مكبر للصوت بنظام الحصول على البيانات.
  5. قم بتوصيل خطاف خط أرضي واحد بالجلد والآخر بمواقع موصل القطب. سجل الضغط في البرنامج.
  6. بعد بدء تشغيل البرنامج ، تحقق من إشارات الضغط داخل المثانة (IVP) و EUS-EMG. احفظ اسم العينة واضبط الوقت.
  7. ابدأ ضخ المضخة. سجل الإشارات.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم استخدام قياس المثانة وتتبع نشاط EUS-EMG لتحليل البيانات. تتضمن طريقة قياس المثانة المستمر ضخ محلول ملحي في المثانة وقياس تغيرات الضغط والحجم في المثانة في نفس الوقت. لقياس VV ، تم غرس 0.4 مل من المحلول الملحي بسرعة 0.01 مل / دقيقة ، وتم جمع البول على مدى 40 دقيقة في غطاء. يمكن الحصول على بقايا ما بعد الفراغ (PVR) عن طريق استنشاق المحلول الملحي من خلال القسطرة. في الفئران العادية بدون غراء ، كان مجموع VV و RV في كثير من الأحيان أقل من 0.4 مل. بعد التجربة ، كان الفراء في البطن ومحيط الصماخ رطبا بسبب امتصاص البول (الشكل 3 أ). بعد تطبيق طبقة رقيقة من الغراء لتغطية الفراء الصغير ، تبين أن مجموع VV و RV هو 0.4 مل ، ولم تكن هناك منطقة رطبة (الشكل 3B ، C).

قدمت عمليات تتبع قياس المثانة الناتجة تحليلا مفصلا لمختلف المعلمات ، بما في ذلك الحد الأقصى لضغط تقلص المثانة الإفراغ (27.2 سمH 2O) ، ومدة الانكماش (16.26 ثانية) ، وفترة الانقباض البيني (4.48 دقيقة). في الوقت نفسه ، كان لدينا تسجيل جيد للضغط داخل المثانة وإشارات EUS-EMG في الفئران ، كما هو موضح في الشكل 4.

يتم إجراء العديد من قياسات ديناميكا البول للفأر تحت التخدير14. على الرغم من أن هذا قد يبدو طريقة ملائمة لتقليل ضوضاء الإشارات الكهربائية وفقدان البول الناتج عن حركة الحيوان ، فمن الضروري مراعاة أن الأدوية المخدرة يمكن أن تؤثر على تدفق البول ، مما قد يؤدي إلى نتائج غير دقيقة أو غير موثوقة15. لذلك ، يعد تسجيل ديناميكا البول في المستيقظة أكثر شيوعا للحصول على نتائج أقرب إلى الحالة الفسيولوجية. يبدأ تسجيل ديناميكا البول في المستيقظة عادة بعد فترة 40-50 دقيقة من الشفاء من الأيزوفلوران16. تتضمن هذه العملية مراقبة الفئران عن كثب للتأكد من أنها مسترخية ومريحة دون الحاجة إلى التخدير. وقد لوحظ من خلال العديد من التجارب أن حركة الماوس الواعي يمكن أن تؤثر على إشارات ديناميكا البول 5,14 ، مما يؤدي إلى قياسات غير دقيقة لمعلمات محددة مثل ضغط نقطة التسرب ، VV ، و VE17. نتيجة لذلك ، قمنا بتنفيذ طريقة عن طريق تقييد الفئران الواعية جزئيا لضمان نتائج ديناميكية البول أكثر موثوقية. ومع ذلك ، حتى مع ضبط النفس المحدود ، لا تزال الفئران الواعية تكافح عندما تستيقظ على الفور من التخدير ، مما قد يتسبب أيضا في انفصال أو اتصال غير مستقر بين خطاف القطب الكهربائي و EUS ويخلق ضوضاء كبيرة في إشارات EUS-EMG. كما هو موضح في الشكل 3 ب ، لتقليل هذه القطع الأثرية ، اتخذنا نهج تثبيت الأقطاب الكهربائية بالغراء عند نقطة الخروج من الجلد. أثبتت هذه الطريقة فعاليتها في تقليل حركة الأقطاب الكهربائية والتحف اللاحقة التي يمكن أن تنتجها.

figure-results-1
الشكل 1: إزاحة أقطاب تخطيط كهربية العضل. زرع الأقطاب الكهربائية (علامة النجمة الصفراء) بشكل ثنائي إلى عضلة مجرى البول الخارجية (EUS ؛ الأسهم السوداء). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: ضبط النفس للفأر المستيقظ. بعد زرع القسطرة والأقطاب الكهربائية ، تم تقييد الماوس على اللوحة لتحقيق الاستقرار أثناء تسجيل ديناميكا البول. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: مناطق البطن والصماخ بعد تسجيل ديناميكا البول. (أ) شوهدت منطقة رطبة كبيرة (محاطة بخط شرطة أحمر) في منطقتي البطن والأعضاء التناسلية. (ب) تم إنشاء مناطق البطن والأعضاء التناسلية الجافة والمقاومة للماء باستخدام غراء cyanoacrylate (محاط بخط شرطة أحمر) بعد التسجيل. (ج) قطرة بول (سهم أصفر) تكونت عند الصماخ أثناء تسجيل ديناميكا البول وبقيت كقطرة لفترة طويلة دون أن يمتصها الجلد والفراء. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-4
الشكل 4: آثار تمثيلية لقياس المثانة وتخطيط كهربية العضلة العاصرة الخارجية للإحليل (EUS-EMG) في أنثى فأر مستيقظة ومقيدة. (أ) التتبع أ: التسجيلات المتزامنة لمخطط المثانة المستمر (CMG) و EUS-EMG (الآثار العلوية والسفلية ، على التوالي). (ب) التتبع (ب) هو الجزء الموسع من التتبع (أ)، ويشار إليه بمربع مستطيل له مقاييس زمنية مختلفة. خلال مرحلة الإفراغ ، تزامن الإفراغ المتقطع مع انخفاض الضغط داخل المثانة في تسجيل CMG (التتبع العلوي ؛ الأسهم) ، والذي حدث خلال فترات التوتر المنخفض والتخفيض لنشاط EUS-EMG (التتبع السفلي ؛ الأسهم). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تصف تقنية ديناميكا البول هذه إجراء محسنا لقياس حجم البول وإشارة EUS- EMG في الفئران المستيقظة والمقيدة. يمكن أن يتداخل وجود الفراء حول صماخ مجرى البول ومنطقة البطن مع دقة قياس VV عن طريق امتصاص البول. على الرغم من أن الفراء المحيط بصماخ مجرى البول والبطن قد تم حلقه بعناية قبل الجراحة ، إلا أن الفراء الصغير المتبقي داخل هذه المناطق والجلد لا يزال يمتص البول ، وعادة ما يترك منطقة رطبة في البطن بعد التسجيل. هذه المشكلة ملحوظة بشكل خاص في إناث القوارض بسبب المسافة القصيرة للغاية بين صماخ مجرى البول والجلد المحيط18. في هذه التقنية ، تم تطبيق غراء cyanoacrylate على البطن والجلد المحيط بالإحليل لإنشاء سطح جلد مقاوم للماء وتوفير تقييم دقيق لحجم البول أثناء تسجيل ديناميكا البول ، مما يسمح بفهم أفضل لوظيفة المثانة. تم تطبيق الغراء بدقة ، مما يضمن أنه يغطي الجلد المحيط بالصماخ وبالقرب منه. كان الغرض من تطبيق الغراء هو إنشاء حاجز مقاوم للماء يمنع الفراء من امتصاص أي بول. تم نشر الغراء بالتساوي ، مع توخي الحذر لتجنب أي تكتل أو انسداد في صماخ مجرى البول. أكدت النتائج المسجلة للإجراء أن هدفنا قد تحقق بالكامل ، حيث ظل مجموع VV و RV ثابتا عند حجم التسريب ، ولم يلاحظ أي مناطق رطبة أخرى. للتأكد من دقة القياسات ، قمنا بفحص المثانة بعد التجربة ، ووجد أنها فارغة. هذه الخطوة الإضافية لفحص المثانة أمر بالغ الأهمية لأنها تقضي على أي احتمال لاحتباس البول ، مما يتسبب في تباين بين الكمية التي سحبناها من خلال حقنة والكمية الفعلية من عربة سكن متنقلة.

هذه الطريقة لها قيود: 1) أنها غير مناسبة للدراسات الطولية ومتعددة النقاط الزمنية. 2) لا يمكن تطبيقه على ماوس يتحرك بحرية. 3) في حالة حدوث انفصال الأقطاب الكهربائية عن EUS ، فمن الصعب فتح البطن وإعادة تثبيتها. 4) في حين أن المواد اللاصقة cyanoacrylate هي أداة قيمة في العديد من الإعدادات الجراحية نظرا لسهولة استخدامها وفعاليتها ، فمن المهم استخدامها بحذر واتباع بروتوكولات السلامة المناسبة لتقليل أي مخاطر محتملة. Cyanoacrylate آمن بشكل عام للبشرة ، ولكن يجب تجنب الاتصال المتكرر به ، ويجب على الباحثين اتخاذ تدابير الحماية الشخصية المناسبة. يمكن للمواد اللاصقة Cyanoacrylate إطلاق أبخرة سامة إذا تم استنشاقها. لتقليل مخاطر استنشاق هذه الأبخرة ، يجب على الباحثين الحفاظ على مستويات أعلى من الرطوبة وتحسين تهوية الغرفة في بيئة العمل19. يمكن أيضا استخدام مرشحات تكييف الهواء الخاصة لتقليل سمية الأبخرة.

بشكل عام ، قدمت هذه التجربة رؤى مهمة حول دقة قياس البول المفرغ أثناء تسجيل ديناميكا البول وساعدت في تحديد مصادر الخطأ المحتملة التي يمكن أن تؤدي إلى تناقضات في الكمية الإجمالية ل VV و RV بعد التسريب.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذه الدراسة من قبل NIH-NINDS (R21NS130241) و IND DEPT HLTH (55051 ، 74247 ، 74244) ، والجيش الأمريكي (HT94252310700).

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
مسرعبوب سميث للصناعاتBSI-152
سيانواكريليت  TED PELLA، Inc14478
قالب قاعدة يمكن التخلص منهTED PELLA، Inc27147-4
مضخة التسريبHarvard Apparatus PHD ULTRA70-3006
IsofluraneHenry Schein Inc1182097
PINWorld Precision Instruments5482
أنابيب البولي إيثيلين 30Braintree Scientific IncPE30
قارب وزن معقمHEATHROW SCIENTIFIC797CK2
Windaq / Lite أدوات DATAQ249022

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).">Leslie, S. W., Tadi, P., Tayyeb, M. Neurogenic bladder and neurogenic lower urinary tract dysfunction. Statpearls. , (2024).
  2. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).">Doelman, A. W., Streijger, F., Majerus, S. J., Damaser, M. S., Kwon, B. K. Assessing neurogenic lower urinary tract dysfunction after spinal cord injury: Animal models in preclinical neuro-urology research. Biomedicines. 11 (6), 1539(2023).
  3. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).">Fraser, M. O., et al. Best practices for cystometric evaluation of lower urinary tract function in muriform rodents. Neurourol Urodyn. 39 (6), 1868-1884 (2020).
  4. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).">Hashimoto, M., et al. Sex differences in lower urinary tract function in mice with or without spinal cord injury. Neurourol Urodyn. 43 (1), 267-275 (2024).
  5. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).">Kadekawa, K., et al. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury-a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).
  6. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).">Lee, J., et al. The effects of periurethral muscle-derived stem cell injection on leak point pressure in a rat model of stress urinary incontinence. Int Urogynecol J. 14, 31-37 (2003).
  7. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).">Mann-Gow, T. K., et al. Evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model. J Vis Exp. (123), e55588(2017).
  8. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).">Saito, T., et al. Time-dependent progression of neurogenic lower urinary tract dysfunction after pinal cord injury in the mouse model. Am J Physiol Renal Physioly. 321 (1), F26-F32 (2021).
  9. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).">Schneider, M. P., et al. A novel urodynamic model for lower urinary tract assessment in awake rats. BJU Int. 115, 8-15 (2015).
  10. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).">Habib, A., Mehanna, A., Medra, A. Cyanoacrylate: A handy tissue glue in maxillofacial surgery: Our experience in alexandria, egypt. J Maxillofac Oral Surg. 12, 243-247 (2013).
  11. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).">Sunjic Roguljic, V., Roguljic, L., Jukic, I., Kovacic, V. The influence of wound closure techniques after surgical decompression in patients with carpal tunnel syndrome on sleep disturbance and life quality: A prospective comparison of surgical techniques. Clin Pract. 14 (2), 546-555 (2024).
  12. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).">Sohn, J. J., Gruber, T. M., Zahorsky-Reeves, J. L., Lawson, G. W. Comparison of 2-ethyl-cyanoacrylate and 2-butyl-cyanoacrylate for use on the calvaria of cd1 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 55 (2), 199-203 (2016).
  13. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).">Ren, H., et al. Injectable, self-healing hydrogel adhesives with firm tissue adhesion and on-demand biodegradation for sutureless wound closure. Sci Adv. 9 (33), 4327(2023).
  14. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).">Ito, H., Pickering, A. E., Kanai, A., Fry, C. H., Drake, M. J. Muro-neuro-urodynamics; a review of the functional assessment of mouse lower urinary tract function. Front Physiol. 8, 240395(2017).
  15. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).">Abdelkhalek, A. S., Youssef, H. A., Saleh, A. S., Bollen, P., Zvara, P. Anesthetic protocols for urodynamic studies of the lower urinary tract in small rodents-a systematic review. PloS One. 16 (6), e0253192(2021).
  16. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).">Saab, B. J., et al. Short-term memory impairment after isoflurane in mice is prevented by the α5 γ-aminobutyric acid type a receptor inverse agonist l-655,708. J Am Soc Anesthesiol. 113 (5), 1061-1071 (2010).
  17. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).">Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69 (10), 1193-1202 (2001).
  18. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).">Weiss, D. A., et al. Morphology of the external genitalia of the adult male and female mice as an endpoint of sex differentiation. Mol Cell Endocrinol. 354 (1-2), 94-102 (2012).
  19. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).">Leggat, P. A., Kedjarune, U., Smith, D. R. Toxicity of cyanoacrylate adhesives and their occupational impacts for dental staff. Ind Health. 42 (2), 207-211 (2004).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Mouse UrodynamicsCystometry RecordingExternal Urethral SphincterElectromyography SignalsUrine MeasurementSpinal Cord InjuryWaterproof Skin BarrierBladder CatheterizationPressure TransducerNeurogenic Bladder

Related Articles