يصف هذا البروتوكول طريقة للحصول على تسجيلات خلية عصبية واحدة عالية الكثافة في الجسم الحي من جذع دماغ الفئران الثابتة بالرأس. يتم نشر هذا النهج لقياس إطلاق جهد الفعل للخلايا العصبية في الرمادي البطني الوحشي حول القناة - منطقة جذع الدماغ غير نشطة أثناء نوم حركة العين السريعة (REM) - قبل وأثناء التخدير العام.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تسجيلات حادة أحادية الوحدة متعددة الأقطاب الكهربائية من جذع دماغ الفئران الثابتة بالرأس
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
تحظى التسجيلات القائمة على أقطاب السيليكون متعددة بشعبية متزايدة لدراسة النشاط العصبي عند الدقة الزمنية لإمكانات الفعل في العديد من مناطق الدماغ. ومع ذلك ، فإن تسجيل النشاط العصبي من الهياكل الذيلية العميقة مثل جذع الدماغ باستخدام مجسات متعددة القنوات لا يزال يمثل تحديا. يتمثل أحد المخاوف الكبيرة في إيجاد مسار لإدخال المسبار الذي يتجنب الأوعية الدموية الكبيرة ، مثل الجيوب الأنفية الوريدية السهمية العلوية والجيب الوريدي المستعرض. يمكن أن يتسبب إصابة هذه الأوردة الكبيرة في حدوث نزيف حاد وتلف أنسجة المخ الأساسية وربما الوفاة. يصف هذا النهج استهداف هياكل جذع الدماغ عن طريق اقتران الإحداثيات الأمامية بنهج بزاوية ، مما يسمح لمسبار التسجيل باختراق الدماغ أسفل هياكل الأوعية الدموية عالية الخطورة. بالمقارنة مع النهج الرأسي الصارم ، فإن النهج الزاوي يزيد من عدد مناطق الدماغ التي يمكن استهدافها. باستخدام هذه الإستراتيجية ، يمكن الوصول إلى اللون الرمادي البطني الوحشي حول القناة (vlPAG) ، وهي منطقة جذع الدماغ المرتبطة بنوم حركة العين السريعة ، بشكل متكرر وموثوق للحصول على تسجيلات أحادية الوحدة متعددة الأقطاب الكهربائية في الفئران الثابتة بالرأس قبل وأثناء تخدير سيفوفلوران. تعد القدرة على تسجيل النشاط العصبي في vlPAG والنوى المحيطة بها بدقة زمنية عالية خطوة إلى الأمام في تعزيز فهم العلاقة بين نوم حركة العين السريعة والتخدير.
المقدمة
أصبحت التسجيلات المستندة إلى أقطاب كهربائية متعددة من السيليكون شائعة بشكل متزايد لقياس النشاط العصبي عبر العديد من مناطق الدماغ بدقة جهد الفعلالفردي 1،2،3،4. على مدى العقد الماضي ، نمت تقنية التسجيل عالية الكثافة بشكل كبير. يمكن أن تستوعب أقطاب التسجيل الحالية القائمة على السيليكون عدد القنوات العالية والألياف الضوئية وأجهزة تسجيل القشرة الكهربائية (ECoG)5،6. علاوة على ذلك ، يسمح الزرع المزمن لهذه الأقطاب الكهربائية بتسجيلات طويلة المدى7،8.
على الرغم من التطورات التكنولوجية الحديثة ، لا يزال استهداف الهياكل الذيلية العميقة مثل جذع الدماغ باستخدام مجسات متعددة القنوات أمرا صعبا. عند استهداف هياكل جذع الدماغ مثل الرمادي البطني الوحشي حول القناة (vlPAG) ، تتمثل إحدى العقبات المهمة في تحديد مسار المسبار الذي يتجنب الأوعية الدموية الرئيسية ، على سبيل المثال ، الجيوب الأنفية الوريدية السهمية العلوية والجيب الوريدي المستعرض. يمكن أن تسبب إصابة هذه الأوردة الكبيرة نزيفا حادا ، وتلفا في أنسجة المخ الأساسية ، وحتى الموت9،10. نقترح استهداف هياكل جذع الدماغ من الإحداثيات الأمامية بزاوية ، مما يسمح لمسبار التسجيل باختراق الدماغ أسفل هياكل الأوعية الدموية عالية الخطورة (انظر الشكل 1). هذا النهج الزاوي ، مقارنة بالنهج الرأسي ، يزيد من عدد مناطق الدماغ التي يمكن الوصول إليها للتسجيل. بالإضافة إلى ذلك ، في الظروف التجريبية التي تكون فيها تسجيلات ECoG مطلوبة ، يوفر النهج الأمامي الزاوي مزيدا من سطح الجمجمة المتاح لزرع سماعة الرأس ECoG ، حيث يتم وضع نافذة حج القحف لإدخال المسبار في الأمام10،11.
يظل تحديد مجموعات الخلايا والدوائر المحددة المسؤولة عن تغيرات نوم حركة العين السريعة الناجمة عن التخدير هدفا رئيسيا لأبحاث التخدير. وبالتالي ، كان الهدف هنا هو الوصول بشكل متكرر وموثوق به إلى vlPAG - منطقة جذع الدماغ المرتبطة بنوم حركة العين السريعة - للحصول على وحدة واحدة ، تسجيلات متعددة الأقطاب الكهربائية في الفئران الثابتة بالرأس قبل وأثناء تخدير سيفوفلوران12،13. استخدمت الدراسات السابقة قياسات إمكانات المجال المحلي الكهربية (LFP) ل vlPAG في الفئران المستيقظة لتحديد تغيرات الحالة العصبية المرتبطة بالتخدير14،15. ومع ذلك ، فإن قياسات LFP حساسة في المقام الأول للنشاط المشبكي ، وليس إمكانات العمل ، داخل المنطقة المسجلة16. وبالتالي ، لا يزال هناك فهم محدود لكيفية تأثير التخدير بشكل مباشر على أنماط النشاط العصبي التي تنتجها الخلايا العصبية vlPAG. هنا ، يتم وصف طريقة للحصول على تسجيلات خلية عصبية مفردة عالية الكثافة من جذع دماغ الفئران الثابتة بالرأس. يمكن أيضا تكييف هذه الطريقة لتسجيل نشاط الخلايا العصبية المفردة من مختلف هياكل جذع الدماغ العميقة والخلفية الأخرى.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على جميع الدراسات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في جامعة فيرجينيا (شارلوتسفيل ، فيرجينيا). تم استخدام خمسة ذكور من الفئران C57BL / 6J ، تتراوح أعمارهم بين 3-7 أشهر ، ويزن 25-30 جم. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة هنا مدرجة في جدول المواد.
1. زرع غطاء الرأس وسماعة الرأس
- اصنع سماعة رأس ECoG عن طريق لحام سلك الفولاذ المقاوم للصدأ المطلي بالبيرفلورو ألكوكسي (PFA) برأس موصل مكون من 3 سنون (الشكل 2 أ).
- تحديد إحداثيات الإدراج استنادا إلى أطلس الماوسالتجسيمي 17. يعد استخدام نظرية فيثاغورس لحساب زاوية وعمق إدخال المسبار - خاصة عندما يكون هناك القليل من المعلومات في الأدبيات - نقطة انطلاق معقولة (الشكل 1) 18.
ملاحظة: في النهاية ، سيتم تعديل الإحداثيات عن طريق التجربة والخطأ. لاستهداف vlPAG ، تم استخدام الإحداثيات التالية في الفئران البالغة: الأمامي الخلفي (AP) -3.6 مم ، الوسيط الوحشي (ML) +0.5 مم ، الظهري البطني (DV) -4 مم. تم إدخال المسبار بزاوية 20 درجة (AP). - تحفيز التخدير العام عن طريق وضع الفأر في غرفة الحث (1.5٪ -3٪ إيزوفلوران في الأكسجين). بمجرد التخدير ، ضع الماوس في الإطار التجسيمي ، ووضع أنف في مخروط الأنف وتثبيت الرأس بقضبان الرأس.
- ضع مرهم العين على العينين لمنع تلف القرنية. استخدم نظام التحكم في درجة الحرارة للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية.
- ضعي كريم إزالة الشعر أو حلق الفراء على فروة الرأس ، ثم عقميه باليود بوفيدون و 70٪ كحول. استخدم تقنية التعقيم "النصائح فقط" للحفاظ على مجال جراحي معقم.
- قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
- تطبيق تسكين الألم: كاربروفين 2.5 ملغ/كغ، يعطى تحت الجلد في الظهر.
- قم بعمل شق 5 مم في فروة الرأس لإزالة بقعة دائرية من الجلد فوق العظام الجداري والقذالي. قم بإزالة السحايا برفق عن طريق كشطها بشفرة المشرط.
- استخدم شفرة المشرط لقطع مرفقات العضلات وفضح العظام الجدارية والقذالية19. ضع بيروكسيد الهيدروجين حسب الحاجة للسيطرة على النزيف وتجفيف سطح الجمجمة. من الأهمية بمكان وضع أسمنت الأسنان والراتنج على الجمجمة الجافة لتحقيق رابطة قوية.
- أولا ، حدد معالم بريجما ولاجدا على الجمجمة20. بعد ذلك ، اضبط موضع مخروط الأنف لتسوية الوضع الأمامي الخلفي للجمجمة ، مع التأكد من عدم وجود فرق ارتفاع يزيد عن 100 ميكرومتر بين المعلمين.
- لتسوية الوضع الإنسي الجانبي للجمجمة ، اختر نقطتين متقابلتين بين بريجما ولاجدا ، كل واحدة 1 مم من الخيط السهمي وتحقق من مستواها. إذا كان هناك فرق ارتفاع بينهما يزيد عن 100 ميكرومتر ، فاضبط الموضع الجانبي الإنسي للجمجمة عن طريق معالجة قضبان الرأس.
- قم بقياس المسافة بين بريجما ولاجدا ومقارنتها بالمسافة المبلغ عنها في أطلس فرانكلين باكسينوس التجسيمي (عادة 4.2 مم)17. استخدم الفرق بين المسافات المقاسة والمبلغ عنها لقياس إحداثيات نقطة الوصول بشكل متناسب. مارك ينسق حج القحف على الجمجمة بقلم رصاص معقم.
ملاحظة: إذا كانت مسافة بريجما-لامدا المقاسة تختلف عن 4.2 مم ، فيجب قياس الإحداثيات بشكل متناسب. وتتوافق جميع إحداثيات نقطة الوصول المبلغ عنها في أطلس تجسيمي مع مسافة بريجما - لامدا المعيارية. نظرا لأن حجم جمجمة الماوس متغير ، فمن المهم ضبط إحداثياتك وفقا لذلك. - باستخدام أداة معالجة دقيقة تجسيمية ، ضع الصفيحة الأمامية مباشرة فوق خياطة لامدا ، وثبتها على الجمجمة عن طريق وضع الأسمنت السني على الصفيحة الأمامية وحولها (الشكل 3 أ ، ب). اترك 10 دقائق على الأقل حتى يجف الأسمنت.
- حفر ثقوب لدغ (قطرها 0.5 مم) لقطبين قشريين (القشرة الأمامية والجدارية ) ولقطب كهربائي يعمل كقطب مرجعي (المخيخ). ضع الأطراف المجردة (0.5 مم) من أقطاب الأسلاك الفضية المطلية داخل فتحات الأزيز وقم بتثبيتها باستخدام الراتنج المنشط بالأشعة فوق البنفسجية.
- قم بتغطية الأسلاك المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ المطلية بالكامل بالأسمنت للأسنان حتى لا ينكشف أي سلك. قم بتغطية الجانب السفلي والجوانب من سماعة الرأس بأسمنت الأسنان بحيث يكون ثابتا في مكانه. تأكد من بقاء خيوط بريجما ولاجدا مرئية بمجرد تثبيت سماعة الرأس في مكانها (الشكل 2 ب).
- دع الفأر يتعافى لمدة لا تقل عن 7 أيام ، وافحص موقع والجراحة يوميا بحثا عن أي مخالفات. تطبيق المسكنات (كاربروفين 2.5 ملغ/كغ، SC) حسب الحاجة.
2. وضع مسبار السيليكون وتسجيله
- اعتاد الماوس على جهاز التسجيل وتثبيت الرأس (1.5 ساعة على الأقل في يومين منفصلين) (الشكل 2 د).
- في يوم التسجيل ، ضع الفأر في غرفة التخدير (إيزوفلوران 1.5٪ -3٪ في الأكسجين).
- ضع الماوس في إطار تجسيمي ، واضبط مخروط الأنف وأشرطة الرأس كما هو موضح في 1.3. الحفاظ على التخدير (الأيزوفلوران 1.5٪ -3٪ في الأكسجين) طوال الجراحة التجسيمية. قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
- ضع مرهم العين على العينين وحافظ على درجة حرارة الجسم المناسبة.
- حدد بريجما ولاجدا ، مع التأكد من عدم وجود فرق ارتفاع يزيد عن 100 ميكرومتر بين المعلم التشريحي.
- ابحث عن الإحداثيات المحسوبة على الجمجمة وقم بتمييزها بقلم رصاص معقم ، ثم قم بإنشاء مخطط تفصيلي لنافذة حج القحف 2 مم × 2 مم حول الإحداثيات.
- قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم للتحقق من عمق التخدير.
- استخدم مثقابا عالي السرعة لإنشاء نافذة حجم قحف مقاس 2 مم × 2 مم. ضع 0.5-1 مل من المحلول الملحي العادي لمنع سطح الدماغ من الجفاف. قم بإزالة الجافية باستخدام إبرة حقنة وملقط دقيق.
ملاحظة: راقب الأوعية الرئيسية (الجيوب السهمية العلوية ، الجيوب الأنفية المستعرضة) لتجنب النزيف المفرط (الشكل 3). - استخدم مثقابا عالي السرعة لإنشاء فتحة نتوءات منفصلة للقطب المرجعي لمسبار السيليكون ، بشكل عام ~ 1-2 مم من نافذة الجمجمة.
- ضع لاصق سيليكون منخفض السمية سعة 0.2 مل على الجمجمة لإغلاق حج القحف تماما باستخدام أداة التطبيق المرفقة.
- دع الماوس يتعافى لمدة 1 ساعة تقريبا.
- قم بتثبيت رأس الماوس على جهاز تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية باستخدام الصفيحة الأمامية والبراغي (الشكل 2 د).
- قم بتغطية ساق مسبار السيليكون بصبغة الفلورسنت DiI (1: 4 DiI: Ethanol) بحيث يمكن إعادة بناء مسار المسبار بعد التجربة.
- قم بتركيب المسبار على المناور واضبط الزاوية المطلوبة. لاستهداف vlPAG ، تم تطبيق زاوية AP من 15-20 درجة.
- اخفض مسبار التسجيل إلى سطح الدماغ داخل منتصف نافذة الجمجمة. أولا ، أدخل المسبار يدويا على عمق ~ 300 ميكرومتر. بمجرد إدخاله إلى هذا العمق ، قم بخفض المسبار ببطء تلقائيا (على سبيل المثال ، 200 ميكرومتر / دقيقة) إلى العمق المستهدف لتقليل تلف الأنسجة21 (الشكل 2 ج).
ملاحظة: يوصى في البداية بالإدخال اليدوي للمسبار. يضمن إدخال المسبار اليدوي القدرة على إيقاف المسبار وسحبه في حالة انحنيه عند الإدخال الأولي. بمجرد أن يخترق المسبار الأنسجة بالكامل ، يكون من الآمن عموما الاستمرار في نزول المسبار في الوضع التلقائي. - ضع الزيت المعدني على سطح الدماغ داخل نافذة حج القحف لمنع الجفاف.
- دع مسبار التسجيل يستقر لمدة 10 دقائق بعد الإدخال.
- سجل البيانات من مسبار السيليكون و ECoG بسرعة 30 كيلو هرتز باستخدام وحدة التحكم في التسجيل Intan.
- بعد 1-2 ساعة من التسجيل ، استخدم تقنية التروية عبر القلب لإصلاح الدماغ في 4٪ بارافورمالدهيد22.
ملاحظة: بسبب الأسمنت ، قد يكون من الصعب إزالة الجزء المنقاري من الجمجمة. لهذا السبب يفضل استئصال الدماغ عن طريق إزالة الأجزاء الظهرية من الجمجمة. - اقطع رأس الفأر ، وقطع الجلد بعد خط الوسط على الجانب الظهري ، من الرقبة إلى الفك السفلي. قم بإزالة العضلات والأنسجة المرتبطة بالجمجمة ، وقطع الفك السفلي لتسهيل الوصول إلى الدماغ.
- إذا تم التروية بشكل صحيح ، يجب أن يتقلص الدماغ قليلا ، مما يترك مساحة كافية لإدخال مقص ناعم في الجزء الظهري من الثقبة العظمية. قم بعمل قطع وسطي واحد ، وواحد جانبي وواحد مقابل ، بحجم حوالي 1 مم ، في العظم القذالي.
- قم بإزالة الجزء الظهري من الجمجمة بعناية باستخدام ملقط العين. ابدأ من العظم القذالي ، وقم بإزالة جميع شظايا الجمجمة حتى ينكشف الجزء الظهري بالكامل من الدماغ.
- حرك ملعقة صغيرة أسفل الدماغ ، بدءا من البصيلات الشمية لإخراج الدماغ.
- بمجرد نقعه وإزالته ، يمكن تخزين الدماغ في 4٪ بارافورمالدهيد عند 4 درجات مئوية لمدة 24-48 ساعة.
3. علم الأنسجة لإعادة بناء مسار المسبار
- قسم الدماغ إلى أقسام إكليلية 70 ميكرومتر باستخدام اهتزاز.
- قم بتركيب الأقسام على الشرائح باستخدام وسيط تركيب DAPI الذي يلطخ نوى الخلايا. قم بتغطية الشرائح وإغلاقها بطلاء أظافر شفاف.
- صور الشرائح على المجهر الفلوري. اضبط التباين / السطوع بحيث تكون مسارات المسبار مرئية بوضوح. تأكد من أن أحجام ملفات صورة tiff الناتجة أقل من 10 ميجابايت، بحيث تعمل أكواد MATLAB بسلاسة. أعد بناء مسارات المسبار باستخدام كود MATLAB23.
4. تحليل البيانات الفيزيولوجية الكهربية
- تحليل الإشارات العصبية المسجلة من مسبار السيليكون باستخدام برنامج الكشف والفرز التلقائي خارج الاتصال (Kilosort) 24.
- تصنيف المجموعات المكتشفة يدويا باستخدام Phy على أنها وحدات متعددة أومفردة 25. صنف العناقيد على أنها وحدات مفردة عندما يكون لها شكل موجة سبايك فسيولوجي ، وتظهر فترة مقاومة للحرارة في الرسم القياسي المتقاطع ، والتوزيع الطبيعي لعرض السعة.
- استيراد بيانات وحدة واحدة إلى MATLAB وتحليل23.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
تم زرع خمسة ذكور C57BL / 6J بسماعة رأس ECoG وغطاء رأس (الشكل 4 أ). بعد الشفاء ، اعتادت الفئران على تثبيت الرأس وجهاز تسجيل الفيزيولوجيا الكهربية خلال جلستين لمدة 1.5 ساعة في أيام منفصلة (الشكل 4 ب). بعد ذلك ، تم إنشاء نافذة حج القحف مقاس 2 مم × 2 مم (الشكل 4C) وتم إدخال مسبار من السيليكون مع استيقاظ الماوس وتثبيته على الرأس (الشكل 4 د). تم استخدام نوعين من مجسات السيليكون UCLA: (1) 64 م: مسبار واحد ، 64...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
تتوسط نوى جذع الدماغ الوظائف الأساسية مثل التنفس والوعي والنوم26،27،28. يمثل موقع جذع الدماغ (العميق والخلفي) تحديا في دراسة نشاطه العصبي في الجسم الحي باستخدام التقنيات القياسية. هنا يتم تقديم نهج أمامي بزاوية للسماح بتسجيل وحدة واحدة قابلة للتكرار في الفئران الثابتة بالرأس.
يعد الإدخال الدقيق لمسبار السيليكون متعدد الأقطاب الكهربائية أمرا بالغ الأهمية لضمان...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
وليس لدى أصحاب البلاغ مصالح مالية متنافسة أو أي تضارب في المصالح بمقتضى هذا العمل.
شكر وتقدير
تم إنشاء الشكل 1 والشكل 3 والشكل 4 والشكل 8 والشكل 9 باستخدام BioRender.com. نود أن نشكر سكوت كيليانسكي على المساعدة في كود MATLAB ومشاركة نصوصه. نشكر آنا جريس كارنز على المساعدة في إعادة بناء مسار المسبار.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 1024 قناة RHD Recording | Controller Intan Technologies ، لوس أنجلوس ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | C3008 | تسجيل مسبار السيليكون ؛ تسجيل الأجهزة والبرامج |
| 24 مم × 50 مم رقم 1.5 VWR coverslip | VWR ، رادنور ، بنسلفانيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | 48393-081 | علم الأنسجة |
| 4٪ PFA في PBS | ThermoFisher Scientific ، والثام ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية | J61899. AK | Histology; محلول التروية |
| C & مسحوق B metabond | Patterson Dental ، ريتشموند ، فيرجينيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | : 5533559 ، قاعدة سريعة: 5533492 ، محفز: 55335007 | غطاء رأس و زرع سماعة |
| الرأس C57 / 6J الفئران 4-6 أسابيع ، الذكور | مختبر جاكسون ، بار هاربور ، مين ، الولايات المتحدة الأمريكية | 000664 | |
| Capnomac Ultima | Datex ، هلسنكي ، فنلندا ؛ | ULT-SVi-27-07 | ؛ توقف ؛ يمكن شراء محلل الغاز البديل من Bionet America & nbsp ؛ |
| CM-DiI | ThermoFisher Scientific ، والثام ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية | V22888 | صبغة فلورية حمراء لطلاء مسبار السيليكون |
| رأس موصل | DigiKey ، Thief River Falls ، مينيسوتا ، الولايات المتحدة الأمريكية | 1212-1788-ND | سماعة ECoG |
| DAPI Fluoromount-G | SouthernBiotech ، برمنغهام ، ألاباما ، الولايات المتحدة الأمريكية | 0100-20 | علم الأنسجة |
| iBOND Universal | Patterson Dental ، ريتشموند ، فيرجينيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | 044-1113 | غطاء رأس & زرع سماعة الرأس. ل تأمين أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ للجمجمة |
| السيليكون منخفض السمية | أدوات الدقة العالمية ، ساراسوتا ، فلوريدا ، الولايات المتحدة الأمريكية | KWIK-Sil | نظام |
| مناور الصفيح | الجديد تقنيات المقياس الجديد ، فيكتور ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية | مناور متعدد المجسات: XYZ تجميع المرحلة: 06464-0000 ، مجموعة نظام MPM: 06267-3-0001 ، MPM-Platform-360 ، حلقة MPM للأذرع اليدوية MPM ، MPM_Ring-72 درجة: 06262-3-0000 | تسجيل مسبار السيليكون ؛ إدخال المسبار في الدماغ |
| Microprobes | جامعة كاليفورنيا في لوس أنجلوس ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | 256 ANS ، 64M | توقف ؛ يمكن شراء مجسات السيليكون البديلة من Neuropixels |
| Mineral Oil | Sigma Aldrich ، Saint Luis ، ميسوري ، الولايات المتحدة الأمريكية | M8410-100ML | تسجيل مسبار السيليكون ؛ منع الأنسجة من الجفاف أثناء التسجيل |
| Normal Saline | ThermoFisher Scientific ، Waltham ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية | Z1376 | غطاء رأس & زرع سماعة الرأس. منع الدماغ من الجفاف أثناء الجراحة |
| سلك الفولاذ المقاوم للصدأ المطلي ب PFA - قطر 0.008 بوصة مطلي بنهايات مخططة | أنظمة AM ، Sequim ، واشنطن ، الولايات المتحدة الأمريكية | 791400 | سماعة رأس ECoG وقطب كهربائي مرجعي ل ECoG & nbsp ؛ |
| سلك بلاتيني 24AWG | الآلات الدقيقة العالمية ، ساراسوتا ، فلوريدا ، الولايات المتحدة الأمريكية | PTP201 | القطب المرجعي لتسجيل مسبار السيليكون |
| مجهر شاندون كولور فروست بلس | ThermoFisher Scientific ، والثام ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكية | 99-910-01 | الأنسجة |
| الفولاذ المقاوم للصدأ صفيحة الرأس | Star Rapid ، الصين | جزء مخصص | من غطاء الرأس & زرع سماعة الرأس. التصميم متاح عند الطلب |
| جهاز تجسيمي | KOPF ، Tujunga ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية | نموذج 940 أداة تجسيمية للحيوانات الصغيرة مع لوحة أمامية لوحدة التحكم | و زرع سماعة الرأس |
المراجع
- Wu, F., et al. Monolithically integrated µLEDs on silicon neural probes for high-resolution optogenetic studies in behaving animals. Neuron. 88 (6), 1136-1148 (2015).
- Hong, G., Lieber, C. M. Novel electrode technologies for neural recordings. Nat Rev Neurosci. 20 (6), 330-345 (2019).
- Li, N., Daie, K., Svoboda, K., Druckmann, S. Robust neuronal dynamics in premotor cortex during motor planning. Nature. 532 (7600), 459-464 (2016).
- Kipke, D. R., et al. Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: New horizons and clinical opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
- Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Curr Opinion Neurobiol. 50, 92-100 (2018).
- Nunez-Elizalde, A. O., et al. Neural correlates of blood flow measured by ultrasound. Neuron. 110 (10), 1631-1640.e4 (2022).
- Yang, L., Lee, K., Villagracia, J., Masmanidis, S. C. Open source silicon microprobes for high throughput neural recording. J Neural Eng. 17 (1), 016036(2020).
- Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
- Augustinaite, S., Kuhn, B. Chronic cranial window for imaging cortical activity in head-fixed mice. STAR Protoc. 1 (3), 100194(2020).
- Dias, M., et al. Transection of the superior sagittal sinus enables bilateral access to the rodent midline brain structures. eNeuro. 8 (4), (2021).
- Gao, Z. R., et al. Tac1-expressing neurons in the periaqueductal gray facilitate the itch-scratching cycle via descending regulation. Neuron. 101 (1), 45-59.e9 (2019).
- Atluri, N., et al. Anatomical substrates of rapid eye movement sleep rebound in a rodent model of post-sevoflurane sleep disruption. Anesthesiology. 140 (4), 729-741 (2023).
- Weber, F., Dan, Y. Circuit-based interrogation of sleep control. Nature. 538 (7623), 51-59 (2016).
- Frontera, J., et al. Bidirectional control of fear memories by cerebellar neurons projecting to the ventrolateral periaqueductal grey. Nat Commun. 11 (1234567890), (2020).
- Weber, F., et al. Regulation of REM and Non-REM sleep by periaqueductal GABAergic neurons. Nat Commun. 9 (1), 354(2018).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , Elsevier, AP. Amsterdam. (2008).
- Pythagorean theorem. , Available from: https://en.wikipedia.org/w/index.php?title=Pythagorean_theorem&oldid=1222259845 (2024).
- The Anatomy of the Laboratory Mouse. , Available from: https://www.informatics.jax.org/cookbook/chapters/skeleton.shtml (2024).
- Cecyn, M. N., Abrahao, K. P. Where do you measure the Bregma for rodent stereotaxic surgery. IBRO Neurosci Rep. 15, 143-148 (2023).
- Fiáth, R., et al. Slow insertion of silicon probes improves the quality of acute neuronal recordings. Sci Rep. 9, 111(2019).
- Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. Bio-protocol. 11 (5), e3988(2021).
- Peters, A. petersaj/AP_histology. , https://github.com/petersaj/AP_histology (2024).
- Pachitariu, M., Sridhar, S., Stringer, C. Solving the spike sorting problem with Kilosort. , (2023).
- Akam, T., Walton, M. E. pyPhotometry: Open source Python based hardware and software for fiber photometry data acquisition. Sci Rep. 9 (1), 3521(2019).
- Leiras, R., Cregg, J. M., Kiehn, O. Brainstem circuits for locomotion. Ann Rev Neurosci. 45 (2022), 63-85 (2022).
- Benarroch, E. E. Brainstem integration of arousal, sleep, cardiovascular, and respiratory control. Neurology. 91 (21), 958-966 (2018).
- Guyenet, P. G., Bayliss, D. A. Neural control of breathing and CO2 homeostasis. Neuron. 87 (5), 946-961 (2015).
- Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. J Neural Eng. 9 (4), 046020(2012).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
