يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقييم السمية العلاجية والكيميائية باستخدام قرنيات الخنازير المستزرعة بالأعضاء والتئام الجروح الظهارية

24.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67326

⸱

يناير 10, 2025

 ,  , 
1Departments of Ophthalmology and Anatomy and Cell Biology, Kresge Eye Institute, Wayne State University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

توفر زراعة أعضاء قرنية الخنازير خارج الجسم الحي والتئام الجروح الظهارية وسيلة اقتصادية وأخلاقية وقابلة للتكرار وكمية لاختبار سمية العين للمواد الكيميائية. كما أنها تساعد في توضيح الآليات الكامنة وراء تنظيم الظهارة وإصلاح الأنسجة ، وفي تقييم العلاجات لعلاج اعتلال القرنية السكري وتأخر التئام الجروح.

الملخص

نظرا لأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع العين البشرية ، تعمل عين الخنازير كنموذج قوي للأبحاث الطبية الحيوية وتقييم سمية العين. تم تطوير نظام زراعة القرنية الهوائية / السائلة باستخدام عيون الخنازير ، وتم استخدام التئام الجروح الظهارية خارج الجسم الحي كمعيار حاسم لهذه الدراسات. تمت معالجة قرنيات الخنازير الطازجة لزراعة الأعضاء ، مع أو بدون جرح ظهاري. تم استزراع القرنيات في حاضنة مرطب بنسبة 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 عند 37 درجة مئوية في MEM ، مع أو بدون عوامل اختبار. تم قياس نفاذية القرنية ومعدلات التئام الجروح ، ويمكن معالجة الخلايا الظهارية و / أو القرنيات الكاملة للكيمياء المناعية ، والنشاف الغربي ، و qPCR للتحليلات الجزيئية والخلوية. تصف هذه الدراسة بروتوكولا مفصلا وتقدم دراستين باستخدام نظام ex vivo هذا. تظهر البيانات أن زراعة أعضاء قرنية الخنازير ، جنبا إلى جنب مع التئام الجروح الظهارية ، هي نموذج مناسب خارج الجسم الحي لاختبار السمية الكيميائية ، ودراسة اعتلال القرنية السكري ، وتحديد العلاجات المحتملة.

المقدمة

في حين أن نماذج الخلايا تمتلك مجموعات نسيلة محدودة وتفشل في إعادة إنتاج بنية الكائن الحي في الجسم الحي ، فإن زراعة الأعضاء أو الزرع تقدم رؤى حول وظيفة الأعضاء وتطورها وآليات المرض والعلاجات المحتملة مع توفير مزايا أخلاقية وفسيولوجية مقارنة بالنماذج التجريبية الأخرى1،2. بالإضافة إلى تقليل عدد المطلوبة ، فإن زراعة النباتات تتحكم في الظروف المحيطة وتتعامل معها بشكل معقول ، وهو أمر مثالي لاستكشاف مفصل للعوامل التي تتحكم في تكاثر الخلايا ، والهجرة ، واستجابة الجرح ، والتمايز الخلوي في بيئة زراعة الأعضاء2،3. من بين الأنسجة / الأعضاء المختلفة ، تم استخدام مستخلصات القرنية ، بما في ذلك تلك الخاصة بالبشر4،5،6 ، على نطاق واسع لسمية العين ، وتقييمات التهيج7،8 ، لدراسة الآليات الجزيئية الكامنة وراء وظيفة الخلايا الجذعية9 والتئام الجروح10،11 ، والجلوكوما الأولية ذات الزاويةالمفتوحة 12.

تشترك قرنيات الخنازير في العديد من أوجه التشابه الهيكلية والفسيولوجية مع القرنيات البشرية ، مما يجعلها نموذجا ممتازا لدراسة بيولوجيا القرنية البشرية وأمراضها. من الناحية الهيكلية ، يحتوي كلاهما على طبقة بومان ، و 5-7 طبقات من الخلايا الظهارية ، وانحناء وقطر مماثلين. من الناحية الفسيولوجية ، فهي شفافة للغاية ، ولها تركيبة غشاء دموع متشابهة وترطيب القرنية ، وتظهر أنماطا ووظائف مماثلة لتعصيب القرنية ، وتتبع عمليات التئام الجروح المماثلة ، مما يجعلها نموذجا ممتازا لدراسة بيولوجيا القرنية البشرية وأمراضها13،14. في حين أن القرنيات البشرية والخنازير لديها اختلافات طفيفة في ترتيب ألياف الكولاجين ومحتوى الماء ، فإن إشاراتها واستجاباتها المناعية ليست متطابقة. تشكل هذه الاختلافات تحديات لزرع الأعضاء15. ومن ثم ، يجب مراعاة الاختلافات الخاصة بالأنواع أثناء تفسير البيانات التجريبية.

بالمقارنة مع القرنيات البشرية ، فإن عيون الخنازير متاحة بسهولة كمنتجات ثانوية لصناعة اللحوم ، مما يجعلها فعالة من حيث التكلفة ويمكن الوصول إليها بسهولة للبحث14. يساعد استخدام قرنيات الخنازير في تقليل الحاجة إلى قرنيات المتبرعين البشريين ويقلل من المخاوف الأخلاقية المرتبطة بالتجارب على. علاوة على ذلك ، فإن توافر العديد من قرنيات الخنازير في وقت واحد يسمح بإجراء تجارب متسقة وقابلة للتكرار ، وهو أمر بالغ الأهمية لنتائج البحث الموثوقة.

تم استخدام نظام زراعة أعضاء قرنية الخنازير في البداية لاستبدال الاختبارات على للمواد الكيميائية التجميلية وأدوية العين7. تم استخدام هذا النظام لدراسة التئام الجروح الظهارية للقرنية وتحديد العديد من مسارات الإشارة المهمة مثل تساقط المجال الخارجي HB-EGF ، وتحفيز حمض الليزوفوسفاتيديك الوسيط الدهني ، وتنشيط EGFR لالتئام جروح القرنية16،17. باستخدام ارتفاع الجلوكوز كعامل مرضي ، تم إنشاء نموذج خارج الجسم الحي لارتفاع السكر في الدم مع تأخر التئام الجروح الظهارية لتقليد اعتلال القرنية السكري البشري. باستخدام هذا النموذج ، تبين أن تعبيرات التوازن ل IL-1β مقابل IL-1Ra18 و TGFβ3 مقابل TGFβ119 هي عوامل مهمة للتئام الجروح بشكل صحيح في القرنيات ، ويمكن استخدام التلاعب بهذه الموازين لعلاج اعتلال القرنية السكري. ومن ثم ، فإن زراعة أعضاء الخنازير تمثل نظاما تجريبيا ذا صلة واقتصاديا ومعالجا مع تطبيقات مختلفة في اختبارات السمية الكيميائية ، والبحوث الطبية الحيوية ، واكتشاف الأدوية ، وتقييم تلف الأنسجة وإصلاحها استجابة لتعرض العين للأسلحة الكيميائية.

في هذه المقالة ، يتم وصف بروتوكول مفصل لزراعة أعضاء قرنية الخنازير ، وتطبيقاته لتقييم الآثار المحتملة لقطرات العين غير الستيروئيدية (NS) على صحة القرنية ولتحديد مسارات الإشارات والعمليات البيولوجية المشاركة في التسبب في اعتلال القرنية السكري.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

نظرا لأن قرنيات الخنازير الطازجة هي منتج ثانوي لصناعة الأغذية ، لم تكن اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها بحاجة إلى الموافقة على استخدامها في البحث. على عكس القرنيات البشرية المستخدمة في البحث ، لا توجد مخاوف من المخاطر البيولوجية ، ويمكن التخلص من الأجزاء غير المستخدمة من عيون الخنازير كقمامة عادية. الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. التحضير لثقافة الأعضاء

  1. أضف البنسلين والستربتومايسين إلى الحد الأدنى من الوسط الأساسي (MEM) كمكملات قبل الاستخدام.
  2. قم بإعداد وسائط زراعة عالية الجلوكوز عن طريق إضافة 3.6 جم من D-glucose إلى 1 لتر من MEM المكملة ، والتي تحتوي على 5 ملي مولار من الجلوكوز (أي ما يعادل 90 مجم / ديسيلتر) ، للوصول إلى تركيز الجلوكوز النهائي 25 ملي مولار (أي ما يعادل 450 مجم / ديسيلتر) ، مما يحاكي ارتفاع السكر في الدم لدى مرضى السكري.
  3. قم بإعداد 1٪ من الاغاروز في MEM المكمل ب 5 ملي مولار أو 25 ملي مولار من الجلوكوز عن طريق إضافة 0.2 جم من الاغاروز إلى 20 مل من MEM وتسخينه في الميكروويف حتى يذوب الاغاروز.
  4. انقل المحلول المحتوي على الاغاروز إلى حمام مائي يحفظ عند 48 درجة مئوية.
  5. قبل التجربة ، قم بالأوتوكلاف جميع الكواشف التجريبية ، مثل الماء المقطر ، و PBS ، والمعدات الجراحية: المرقئ ، والملقط ، ومقبض المشرط ، والمقص ، والتريفين ، بالإضافة إلى الأكواب والمناشف الورقية والمناديل الخالية من النسالة والقفازات وأطراف الماصة. انقع قالب السيليكون وشفرة الحلاقة وحامل الشفرة في كحول بنسبة 70٪ لمدة 30 دقيقة واغسلها باستخدام PBS معقم ثلاث مرات.

2. تحضير مقلة عين الخنازير لثقافة القرنية

  1. احصل على مقل العيون من مسلخ محلي وانقلها إلى المختبر على الجليد في غرفة رطبة.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام عيون البقر بطريقة مماثلة. ومع ذلك ، تختلف عيون الأبقار والقرنيات عن عيون الإنسان / القرنيات بشكل أكثر روعة. على سبيل المثال ، تحتوي القرنيات البشرية والخنازير على 5-7 طبقات من الخلايا الظهارية ، بينما تحتوي القرنيات البقرية على حوالي 20 طبقة13،14. علاوة على ذلك ، من المرجح أن تتلوث عيون الأبقار أثناء زراعة أعضاء القرنية. وبالتالي ، هناك حاجة إلى المزيد من عيون الأبقار للتحليل الإحصائي.
  2. ضع عيون الخنازير في دورق سعة 1 لتر يحتوي على PBS معقم.
    ملاحظة: يتم جمع مقل عيون الخنازير في غضون ساعة واحدة بعد الذبح ونقلها إلى المختبر في حوالي 2 ساعة. بشكل عام ، تم استخدام العيون في غضون 4 ساعات (الخطوة 2.3).
  3. امسك مقلة العين بالملاقط وقم بإزالة الأنسجة خارج العين بمقص في صفيحة بتري معقمة.
  4. اشطف مقل العيون بالماء المقطر مرة واحدة و PBS مرتين.
  5. اشطف بصيلات العين بمحلول مطهر بوفيدون يود لمدة 10 ثوان ، متبوعا بغسل PBS معقم ثلاث مرات.
  6. احتضان مقل العيون في PBS الذي يحتوي على 20 ميكروغرام / مل جنتاميسين لمدة 30 دقيقة واشطفها مرتين باستخدام PBS.

3. جرح الظهارة

  1. أمسك مقلة العين بمناديل معقمة خالية من النسالة وقم بتمييز منتصف القرنيات بتريفين 6 مم.
  2. اكشط الخلايا الظهارية برفق داخل الدائرة التي تحمل علامة التريفين بمشرط صغير أو شفرة حلاقة ناعمة ذات زاوية ، وقم بإزالة جميع بقايا الخلايا ولكن اترك الغشاء القاعدي سليما ، ونظف منطقة الجرح بمسحات قطنية.
    ملاحظة: يمكن نقل المشرط الذي يحتوي على خلايا ظهارية مجمعة إلى أنبوب طرد مركزي دقيق يوضع على الجليد. يمكن تحلل الخلايا على الفور أو تخزينها في فريزر -20 درجة مئوية لتكون بمثابة عناصر تحكم.

4. ثقافة أعضاء القرنية ونمذجة ارتفاع السكر في الدم خارج الجسم الحي

  1. قم بتشريح مقلة العين عن طريق قطع حواف القرنية الصلبة بمشرط ومقص واشطف القرنيات في دورق معقم سعة 1000 مل يحتوي على PBS (درجة الحموضة 7.4).
  2. ضع القرنيات المقطوعة رأسا على عقب في قالب معقم مصنوع من السيليكون السائل غير السام لصنع العفن.
    ملاحظة: صب سائل صنع قوالب السيليكون غير السام في فتحات رف أنبوب الاختبار / ثقافة الأنسجة سعة 50 مل ، باستخدام الجزء السفلي من أنبوب الطرد المركزي الفائق سعة 30 مل لعمل قالب نصف دائري.
  3. املأ تجويف القرنية البطاني ب MEM الذي يحتوي على 1٪ agarose يتم الاحتفاظ به عند 48 درجة مئوية واترك الخليط يتجل في درجة حرارة الغرفة.
  4. اقلب القرنيات وانقلها إلى طبق 35 مم ، وأضف 2 مل من MEM مع أو بدون عامل (عوامل) اختبار بالتنقيط إلى سطح القرنية المركزية لتغطية منطقة الملتحمة الحزوية ، تاركا الظهارة معرضة للهواء (الشكل 1).
  5. ضع أطباق الاستزراع في حاضنة مرطبة بنسبة 5٪ من ثاني أكسيد الكربونعند 37 درجة مئوية واستبدل الوسائط بوسائط MEM جديدة مع أو بدون عامل (عوامل) اختبار يوميا لمدة يومين.
  6. إنشاء نموذج لارتفاع السكر في الدم خارج الجسم الحي عن طريق إضافة L-glucose إلى MEM للوصول إلى إجمالي 25 ملي مولار من الجلوكوز ، والذي يستخدم لتحضير هلام الاغاروز بنسبة 1٪ وكوسائط استزراع.

5. تقييم وظيفة القرنية

  1. حدد معدل التئام الجروح الظهارية عن طريق تلطيخ القرنيات المصابة بتلطيخ ريتشاردسون 20 لتحديد منطقة الجرح المتبقية وتصويرها (الشكل 2 والشكل 3). تحديد حجم الجرح باستخدام برنامج Image-J أو Photoshop (الرسم البياني).
  2. قم بمعالجة القرنيات لتحليلات علم الأنسجة والكيمياء النسيجية والكيمياء المناعية (الشكل 2 والشكل 3) عن طريق تضمينها في قسم OCT و cryostat. قم بإصلاح الأقسام باستخدام الأسيتون المثلج ، أو البقعة بتلطيخ H & E ، أو الكتلة باستخدام 1٪ BSA لمدة ساعة واحدة لتلوين TUNEL أو الكيمياء المناعية للكشف عن البروتينات وجزيئات الإشارات (مثل Erk و ATK الفسفوري).
    ملاحظة: لم يتم اختبار معظم الأجسام المضادة المتاحة تجاريا بحثا عن مستضدات الخنازير. ومع ذلك ، إذا تعرف الجسم المضاد على كل من مستضدات الإنسان والفأر ، فيمكن استخدامه في الغالب للكشف عن مستضد الخنازير الغربي المقابل والكيمياء المناعية.
  3. اغسل القرنيات الملطخة باستخدام PBS واستخدم التريفين من نفس الحجم لتمييز الجرح الأصلي والتخلص من الخلايا الظهارية داخل دوائر العلامة.
    1. اجمع الخلايا الظهارية بمشرط صغير ، واغمر المشرط بالخلايا المجمعة أنبوب الطرد المركزي المبرد مسبقا على الجليد.
    2. قم بتخزين الخلايا المجمعة في ديب فريزر -80 درجة مئوية أو استخرجها على الفور وإجراء التحلل للنشاف الغربي و / أو ELISA أو في المخزن المؤقت لاستخراج الحمض النووي الريبي ل PCR (إذا لزم الأمر) 10،16،21.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تعد جراحة الساد واحدة من أكثر الإجراءات التي يتم إجراؤها بشكل متكرر على مستوى العالم ، وتلعب قطرات العين دورا مهما في رعاية ما بعد الجراحة. يساعد وضع قطرات العين بعد جراحة إعتام عدسة العين على منع المضاعفات مثل التهابات العين والالتهابات والوذمة البقعية. تستخدم قطرات العين NSAID (NS) ، بما في ذلك الكيتورولاك والبرومفيناك والنيبافيناك ، بشكل شائع لعلاج آلام وتورم العين قبل وأثناء وبعد جراحة إعتام عدسة العين. قد يكون للاستخدام طويل الأمد لقطرات العين هذه التي تحتوي على كميات مختلفة من المواد الحافظة ، مثل كلوريد البنزالكون...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تم استخدام قرنيات الأبقار المستنبتة ومعظمها من الخنازير لتقييم سمية المواد الكيميائية التجميلية وأدوية الجلوكوما والأدوية غير الستيرويدية المضادة للالتهابات21،26. كما تم استخدام قرنيات الخنازير كنموذج خارج الجسم الحي لاعتلال القرنية السكري البشري. على عكس عيون الأرانب ، تشبه عين الخنزير العين البشرية تشريحيا وفسيولوجيا وميكانيكياحيويا 27 ، وبالتالي ، يتم استخدامها لزرع الأجانب في...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

شكر وتقدير

نشكر الدكتورين كيبينغ شو (دكتوراه في الطب ودكتوراه) وجيا يين (دكتوراه في الطب ودكتوراه) على مساهماتهم في تطوير ثقافة أعضاء القرنية البقرية والخنازير وراي قوه وآندي وو من مدرسة تروي الثانوية على العمل الفني للشكل 1. تم تمويل أبحاث المختبر للدكتور يو من خلال منح المعاهد الوطنية للصحة (R01 EY010869 ، R01EY035785 ، P30 EY04068) ومن خلال أبحاث الوقاية من العمى في معهد Kresge للعيون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1.7 مل أنابيبAxygenAXYMCT175SP
Agarose  ثرمو ساینتيكR0491
برومفيناك (برولينسا) 0.09٪ 
الكاميراكانونPowerShot A620
صحن ثقافة الخليةCorning430165
D-glucose Sigma50-99-7
تشريح المجهر زايسستيمي 2000c
ملقطفيشر ساينتفيك10-316A
HemostatFisherScientific13-812-14
Ketorolac (Acular) 0.45٪Kresge Clinic
KimwipesKimtech34155
LL-37Tocris5213/1
الحد الأدنى من الوسط الأساسي (MEM)  ؛جيبكوA1048901
نيبافيناك (إيليفرو) 0.1٪ 
البنسلين - الستربتومايسين  Gibco15070063
فوسفات مخزن محلول ملحيSigmaP4417
عيون الخنازير شركة Bernthal Packing Inc.
نصائح PipetVWR76322-164
قرنيات لحم الخنزيرBernthal Packing ، Inc. Frankenmuth, MI & nbsp;
بوفيدون-اليود قطنية Betadine
Q-TipsQ-Tips
شفرة حلاقةعلوم المجهر الإلكتروني72002-01
حامل شفرة الحلاقة  مقبض مشرط Stotz
Scalpel Bard-Parker377112
Bard-Parker# 3
FisherScientific FisherScientific08-951-20
السيليكون
حاوية الأنسجةLabconco5100000
TrephineAcu.Punch3813775
حمام مائي VWR1235
مسحات قالب

المراجع

  1. Post, A., et al. Elucidating the role of graft compliance mismatch on intimal hyperplasia using an ex vivo organ culture model. Acta Biomater. 8, 84-94 (2019).
  2. Verma, A., Verma, M., Singh, A. Animal tissue culture principles and applications. Animal Biotechnol. , 269-293 (2020).
  3. Kunzmann, B. C., et al. Establishment of a porcine corneal endothelial organ culture model for research purposes. Cell Tissue Bank. 19 (3), 269-276 (2018).
  4. Ljubimov, A. V., et al. Human corneal epithelial basement membrane and integrin alterations in diabetes and diabetic retinopathy. J Histochem Cytochem. 46 (9), 1033-1041 (1998).
  5. Shah, R., et al. Reversal of dual epigenetic repression of non-canonical Wnt-5a normalizes diabetic corneal epithelial wound healing and stem cells. Diabetologia. 66 (10), 1943-1958 (2023).
  6. Poe, A. J., et al. Regulatory role of miR-146a in corneal epithelial wound healing via its inflammatory targets in human diabetic cornea. Ocul Surf. 25, 92-100 (2022).
  7. Xu, K. P., Li, X. F., Yu, F. S. Corneal organ culture model for assessing epithelial responses to surfactants. Toxicol Sci. 58 (2), 306-314 (2000).
  8. Wilson, S. L., Ahearne, M., Hopkinson, A. An overview of current techniques for ocular toxicity testing. Toxicology. 327, 32-46 (2015).
  9. Rose, J. S., et al. An experimental study to test the efficacy of mesenchymal stem cells in reducing corneal scarring in an ex-vivo organ culture model. Exp Eye Res. 190, 107891(2020).
  10. Xu, K. P., Li, Y., Ljubimov, A. V., Yu, F. S. High glucose suppresses epidermal growth factor receptor/phosphatidylinositol 3-kinase/Akt signaling pathway and attenuates corneal epithelial wound healing. Diabetes. 58 (5), 1077-1085 (2009).
  11. Seyed-Safi, A. G., Daniels, J. T. A validated porcine corneal organ culture model to study the limbal response to corneal epithelial injury. Exp Eye Res. 197, 108063(2020).
  12. Peng, M., et al. An ex vivo model of human corneal rim perfusion organ culture. Exp Eye Res. 214, 108891(2022).
  13. Elsheikh, A., Alhasso, D., Rama, P. Biomechanical properties of human and porcine corneas. Exp Eye Res. 86 (5), 783-790 (2008).
  14. Zeng, Y., Yang, J., Huang, K., Lee, Z., Lee, X. A comparison of biomechanical properties between human and porcine cornea. J Biomech. 34 (4), 533-537 (2001).
  15. Yoon, C. H., Choi, H. J., Kim, M. K. Corneal xenotransplantation: Where are we standing. Prog Retin Eye Res. 80, 100876(2021).
  16. Xu, K. P., Ding, Y., Ling, J., Dong, Z., Yu, F. S. Wound-induced HB-EGF ectodomain shedding and EGFR activation in corneal epithelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45 (3), 813-820 (2004).
  17. Xu, K. P., Yin, J., Yu, F. S. Lysophosphatidic acid promoting corneal epithelial wound healing by transactivation of epidermal growth factor receptor. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (2), 636-643 (2007).
  18. Yan, C., et al. Targeting Imbalance between IL-1beta and IL-1 receptor antagonist ameliorates delayed epithelium wound healing in diabetic mouse corneas. Am J Pathol. 186 (6), 1466-1480 (2016).
  19. Gao, N., Yu, F. S. Lack of elevated expression of TGFbeta3 contributes to the delay of epithelial wound healing in diabetic corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 65 (3), 35(2024).
  20. Richardson, K. C., Jarett, L., Finke, E. H. Embedding in epoxy resins for ultrathin sectioning in electron microscopy. Stain Technol. 35, 313-323 (1960).
  21. Xu, K., McDermott, M., Villanueva, L., Schiffman, R. M., Hollander, D. A. Ex vivo corneal epithelial wound healing following exposure to ophthalmic nonsteroidal anti-inflammatory drugs. Clinical Ophthalmol. 5, 269-274 (2011).
  22. Goldstein, M. H., Silva, F. Q., Blender, N., Tran, T., Vantipalli, S. Ocular benzalkonium chloride exposure: problems and solutions. Eye (Lond). 36 (2), 361-368 (2022).
  23. Xu, K., Yu, F. S. Impaired epithelial wound healing and EGFR signaling pathways in the corneas of diabetic rats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52, 3301-3308 (2011).
  24. Gao, N., Yin, J., Yoon, G. S., Mi, Q. S., Yu, F. S. Dendritic cell-epithelium interplay is a determinant factor for corneal epithelial wound repair. Am J Pathol. 179 (5), 2243-2253 (2011).
  25. Yin, J., Yu, F. S. LL-37 via EGFR transactivation to promote high glucose-attenuated epithelial wound healing in organ-cultured corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (4), 1891-1897 (2010).
  26. Xu, K. P., Li, X. F., Yu, F. S. Corneal organ culture model for assessing epithelial responses to surfactants. Toxicol Sci. 58 (2), 306-314 (2000).
  27. Abhari, S., et al. Anatomic studies of the miniature swine cornea. Anat Rec (Hoboken). 301 (11), 1955-1967 (2018).
  28. Araj, H., Tseng, H., Yeung, D. T. Supporting discovery and development of medical countermeasures for chemical injury to eye and skin. Exp Eye Res. 221, 109156(2022).
  29. Araj, H., Tumminia, S. J., Yeung, D. T. Ocular surface: Merging challenges and opportunities. Transl Vis Sci Technol. 9 (12), 3(2020).
  30. Lee, M., Hwang, J. H., Lim, K. M. Alternatives to in vivo draize rabbit eye and skin irritation tests with a focus on 3D reconstructed human cornea-like epithelium and epidermis models. Toxicol Res. 33 (3), 191-203 (2017).
  31. Xu, K., McDermott, M., Villanueva, L., Schiffman, R. M., Hollander, D. A. Ex vivo corneal epithelial wound healing following exposure to ophthalmic nonsteroidal anti-inflammatory drugs. Clin Ophthalmol. 5, 269-274 (2011).
  32. Bettahi, I., et al. Genome-wide transcriptional analysis of differentially expressed genes in diabetic, healing corneal epithelial cells: Hyperglycemia-suppressed TGFbeta3 expression contributes to the delay of epithelial wound healing in diabetic corneas. Diabetes. 63 (2), 715-727 (2014).
  33. Yeung, D. T., Araj, H., Harper, J. R., Platoff, G. E. Considerations in developing medical countermeasures against chemical ocular toxicity. Toxicol Lett. 334, 1-3 (2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

زراعة قرنية الخنزيراختبار السمية الكيميائيةاعتلال القرنية السكرينموذج خارج الجسمنفاذية القرنيةالكيمياء النسيجية المناعيةتحليل لطخة ويسترنموت الخلايا المبرمجالمناعة الفطرية للقرنية
تقييم السمية العلاجية والكيميائية باستخدام قرنيات الخنازير المستزرعة بالأعضاء والتئام الجروح الظهارية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.