مقالة منهجية

منهجية التصوير الطيفي البصري المترابط وقياس الطيف الكتلي لتصور توزيع الدواء في قسم الأنسجة الرخوة

DOI:

10.3791/67383

⸱

يونيو 20, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Chemical & Biological Sciences Department, National Physical Laboratory, 2Department of Life Sciences, University of Bath, 3Haleon CH SARL, 4School of Chemistry & Chemical Engineering, University of Surrey

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقدم هذه الدراسة طريقة للتصوير المترابط للأدوية في الأنسجة الرخوة باستخدام التحليل الطيفي البصري غير الخطي وتصوير قياس الطيف الكتلي. يوفر الجمع بين تصوير الجلد عالي الدقة والكشف عن الأدوية الحساسة نهجا قيما لدراسة توزيع الأدوية في الجلد ، وهو أمر بالغ الأهمية لتطوير منتجات موضعية فائقة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تطوير منهجية تصوير مترابطة جديدة تجمع بين الدقة المكانية دون الميكرون والكشف عن الأدوية الحساسة عن طريق التحليل الطيفي البصري والتصوير الطيفي الكتلي لتصور التوزيع الكيميائي عند تطبيق الدواء في الأنسجة الرخوة. في هذا المثال ، تم اختبار الطريقة على أنسجة الجلد المستقطعة بعد التطبيق الموضعي في المختبر لمنتج دواء تجاري غير ستيرويدي مضاد للالتهابات لمدة 16 ساعة. تم استخدام طرق التحليل الطيفي البصري غير المدمرة ، بما في ذلك تشتت رامان المحفز ، والجيل التوافقي الثاني ، والنسخ المجهرية الفلورية ثنائية الفوتون ، لأول مرة لرسم خريطة لبنية الجلد ومورفولوجيته. بعد ذلك ، تم تحليل نفس عينات أنسجة الجلد عن طريق قياس الطيف الكتلي الأيوني الثانوي في وقت الرحلة (ToF-SIMS) ، مما مكن من تحسين الحساسية للكشف عن الديكلوفيناك عبر طبقات الجلد الخارجية - البشرة والأدمة. تم ابتكار طرق تسجيل الصور لدمج البيانات الطيفية البصرية والكتلية. يجمع هذا النهج بين التصور عالي الدقة الخالي من الملصقات لبنية الأنسجة والكشف الكيميائي الحساس ، ويمثل أداة قيمة للتحقيق في توزيع الأدوية في الجلد وربما في الأنسجة البيولوجية الرخوة الأخرى.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد فهم معدل ومدى ودوافع توزيع المكونات الصيدلانية النشطة داخل الأنسجة البيولوجية الرخوة بعد تطبيقها الموضعي أو الجهازي أمرا بالغ الأهمية لتوضيح الآليات الكامنة وراء امتصاص الأدوية الخاصة بالأنسجة والتمثيل الغذائي والتخليص (أي فهم أعمق للحركية الدوائية للأدوية). هنا ، نقدم طريقة تصوير مترابطة جديدة تدمج التحليل الطيفي البصري غير الخطي والتصوير الطيفي الكتلي للتصور الخالي من الملصقات لبنية الأنسجة وتوزيع الأدوية الموضعية داخل نفس عينة الأنسجة1.

ظهر التحليل الطيفي رامان (RS) كأداة قيمة لرسم خرائط لتوزيع الأدوية داخل الخلايا والأنسجة ذات الدقة المكانية العالية والخصوصية الجزيئية2. يعتمد RS على التشتت غير المرن للضوء3 بواسطة عينة ذات أهمية تسمح بتوصيف كيميائي مفصل عبر الأنماط الاهتزازية المميزة للجزيئات الموجودة فيها ، دون الحاجة إلى ملصقات خارجية. ومع ذلك ، فإن أوقات الاستحواذ الطويلة لإنتاج صور عالية الدقة يمكن أن تضر بسلامة العينات البيولوجية الحساسة. بالإضافة إلى ذلك ، عند فحص طبقات الأنسجة العميقة ، يمكن أن يؤدي تشتت الضوء وامتصاصه بواسطة الأنسجة إلى تخفيف إشارة رامان ، مما يحد من حساسيتها. يمثل الفحص المجهري لتشتت رامان المحفز (SRS) تقدما كبيرا على RS التقليدي ، حيث يستفيد من إثارة الليزر النبضي والكشف عن إشارة رامان المحفزة4. يسمح الفحص المجهري SRS بالحصول على الصور السريعة ثنائية الأبعاد وثلاثية الأبعاد بدقة مكانية عالية - وعند إجراؤها جنبا إلى جنب مع الجيل التوافقي الثاني (SHG) واثنين من النسخ المجهرية المضان المتحمس للفوتون (TPEF) - يمكن أن يوفر صورة شاملة للأنسجة الضامة والكولاجين والإيلاستين1،5،6،7،8،9. الفحص المجهري SHG هو تقنية بصرية غير خطية تعتمد على تفاعل الضوء مع الهياكل غير المتماثلة المركزية في العينة ، مما يولد إشارة بنصف الطول الموجي للضوء الساقط. إنه مفيد بشكل خاص لتصوير الهياكل المرتبة مثل الكولاجين في الأنسجة البيولوجية. TPEF هي تقنية مجهرية غير خطية أخرى حيث يثير فوتونان منخفض الطاقة الفلوروفور في وقت واحد ، مما يتسبب في انبعاثه من الفلور. يسمح TPEF بتصوير الأنسجة العميقة مع تقليل التلف الضوئي ، حيث يكون ضوء الإثارة في نطاق الأشعة تحت الحمراء القريبة ، والذي يخترق أعمق في العينات البيولوجية.

التصوير بقياس الطيف الكتلي (MSI) هو تقنية تحليلية قوية تجمع بين قدرات قياس الطيف الكتلي والمعلومات المكانية ، مما يسمح بتحديد مجموعة واسعة من الجزيئات10،11،12 بدون ملصقات. يعمل مطياف الكتلة الأيونية الثانوية في وقت الرحلة (ToF-SIMS) عن طريق قصف سطح العينة بأيونات أولية عالية الطاقة ، مما يتسبب في طرد أيونات ثانوية من السطح. ثم يتم تسريع هذه الأيونات الثانوية نحو محلل وقت الرحلة ، حيث يتم تحديد نسب الكتلة إلى الشحنة. يسمح هذا التحليل بتحديد الشظايا الجزيئية والاختلافات النظيرية ذات الحساسية والدقة العالية. تم إثبات التطبيقات القيمة ل ToF-SIMS في البحوث البيولوجية والصيدلانية لدراسة المواد الكيميائية والجزيئات الحيوية في الخلايا13 والأنسجة14،15 والأعضاء15.

تم استخدام كل من SRS و ToF-SIMS بشكل مستقل لدراسة توزيع الأدوية في نماذج الجلد المختلفة. ومع ذلك ، فمن الأهمية بمكان استخدام هذه التقنيات مجتمعة للاستفادة من تكاملها. في هذه الدراسة ، نصف سير عمل للجمع بين الفحص المجهري البصري (SRS و TPEF و SHG) مع ToF-SIMS للحصول على صور لتشكل الجلد بدقة مكانية دون ميكرون (توفرها الطرق البصرية) متراكبة مع إشارة الدواء المكتشفة بحساسية فائقة (مقدمة من ToF-SIMS). تم استخدام هذا النهج لمعالجة المثال الصعب المتمثل في تصور توزيع الديكلوفيناك في أنسجة الجلد المستعصصة المعالجة بتركيبة موضعية تجارية (جل فولتارين). تضمنت معايير النجاح حساسية كيميائية عالية للكشف عن الديكلوفيناك بتركيزه العلاجي ، والدقة المكانية الكافية لحل بنية الجلد. على الرغم من أنه يمكن قياس محتوى الديكلوفيناك في طبقات الجلد المختلفة بعد العلاج الموضعي من خلال طرق شاقة ومتطلبة تقنيا مثل تجريد الشريط متبوعا بالقياسالكمي 16 ، أو عن طريق التروية الدقيقة للتدفقالمفتوح 17 ، إلا أن هذه الأساليب لا يمكن أن توضح تقسيم الديكلوفيناك المعتمد على السواغ ، والاختراق ، والاحتفاظ ، وتوزيع العمق في طبقات الجلد الفردية ، وهي عوامل أساسية تساعد في مرحلة تطوير المنتج.

قبل منهجية القياس الموضحة أدناه ، تم تطبيق جل فولتارين فورتي (الذي يحتوي على 2.32٪ ديكلوفيناك ثنائي إيثيل أمونيوم) أو جل وهمي مقابل (مقدم من Haleon CH SARL) على سطح الجلد لفترات مختلفة (4 أو 12 أو 16 أو 24 ساعة). بعد إزالة أي تركيبة متبقية ، تم إجراء قياسات SRS و ToF-SIMS على نفس عينات الجلد ؛ التفاصيل الكاملة للمنهجية موصوفة في المخطوطةالأصلية 1.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

البيان الأخلاقي: تم الحصول على عينات من جلد الإنسان من شركة Tissue Solutions Ltd ، غلاسكو ، المملكة المتحدة ، بواسطة مختبرات تشارلز ريفر (CRL) في إدنبرة ، المملكة المتحدة. تم الحصول على جميع العينات مجهولة المصدر وفقا للمعايير القانونية والأخلاقية لبلد الجمع، بموافقة أخلاقية وموافقة مستنيرة من المتبرعين أو أقرب أقاربهم.

1. تقسيم الجلد

تم استخدام ناظم البرد لإنتاج أقسام من أنسجة الجلد.

  1. انقل أقراص الجلد المعالجة من الفريزر -20 درجة مئوية وقم بقص قطعة صغيرة (~ 1.0 سم × 1.0 سم) من مركز القرص.
  2. قم بتركيب العينة على ظرف الظرف في ناظم البرد فوق قطرة ماء مجمدة. لا تستخدم مركب درجة حرارة القطع المثلى (OCT) أو وسائط التضمين الأخرى.
  3. اضبط درجة حرارة الشفرة والعينة على - 20 درجة مئوية و - 16 درجة مئوية ، على التوالي.
  4. قسم بسمك 30 ميكرومتر على غطاء زجاجي (# 1.5 ، فيشر العلمي).
  5. قم بإجراء SRS و ToF-SIMS على الفور أو بدلا من ذلك ، قد تكون العينة معبأة بالفراغ للتخزين عند -80 درجة مئوية.
  6. جفف لمدة 20 دقيقة قبل الاستخدام.

2. تصوير SRS

تم إجراء الفحص المجهري SRS و SHG و TPEF باستخدام مجهر رامان متماسك. تم إنشاء نبضتين ليزريتين بيكو ثانية بواسطة شعاع ستوكس 1031.2 نانومتر ، متداخلة مكانيا وزمانيا مع شعاع مضخة قابل للضبط. ويسر شعاع ستوكس، الذي تم تعديله عند MHz 20، الكشف عن إشارات فقدان رامان المحفزة عن طريق الإرسال. تم استخدام كاشف قائم على السيليكون ، إلى جانب مكبر للصوت ، للكشف عن الإشارة. تم استخدام قناة أخرى لجمع إشارات التألق التوافقية الثانية والانبعاث ، باستخدام أنبوب مضاعف ضوئي للكشف.

  1. قم بتثبيت عدسات موضوعية ومكثفات مناسبة لتصوير الأنسجة متعددة الفوتون ، في هذه الحالة عدسة تكبير بالغمر في الماء 40x (1.1 NA) جنبا إلى جنب مع عدسة مكثف هواء قصيرة المدى (0.9 NA).
  2. ضع قسم الأنسجة المركبة على مرحلة عينة مجهر SRS بحيث يكون النسيج على نفس وجه شريحة المجهر مثل عدسة المكثف. ركز العدسة الموضوعية على قسم الأنسجة، ثم قم بتحسين ارتفاع المكثف.
  3. اضبط طاقة الليزر على القيم المناسبة للحصول على نسبة إشارة إلى ضوضاء جيدة دون الإضرار بالأنسجة. في هذا المثال، تم تطبيق ما يقرب من 10 ميغاواط لحزمة المضخة و30 ميغاواط لحزمة ستوكس في العينة. راجع Tsikritsis et al للحصول على اعتبارات عملية لقياسات SRS4.
  4. احصل على صورة فسيفساء للقسم بأكمله بدقة 512 × 512 بكسل تتوافق مع 290 ميكرومتر × 290 ميكرومتر عند تكبير X1 بسرعة تصوير تبلغ 400 هرتز ومتوسط الخط 1 عند 2850 سم -1 المقابل لتمدد CH2 .
  5. ضمن صورة الفسيفساء للقسم بأكمله ، اختر منطقة الاهتمام (ROI) مع الاعتبارات التالية: (أنا) يتم وضعها في المركز ، وتجنب أقصى 20٪ من محيط العينة حيث يمكن أن يكون هناك جلد غير مغطى تم تثبيته في جهاز خلية فرانز ؛ (2) أنها مسطحة بما يكفي لفحصها ضمن نفس مستوى العمق البصري؛ (ثالثا) لها سمات هيكلية مميزة من شأنها أن تساعد في التعرف البصري عليها عند نقل العينة إلى ToF-SIMS.
  6. تطبيق إعدادات كسب متسقة عبر الدراسة لكاشفات SRS و SHG / التألق ، والحصول على صور في (i) منطقة تمدد C-H (عند 2945 سم -1 و 2850 سم -1 و 2650 سم -1 المقابلة ل CH3 و CH2 والتحكم خارج الرنين ، على التوالي) ؛ (ثانيا) منطقة بصمات الأصابع (عند 1666 سم -1 و 1723 سم -1 المقابلة ل Amide I والتحكم خارج الرنين ، على التوالي) ؛ (3) الرقم الموجي المقابل للرنين المتكرر وغير المرتبط بالدواء المطبق ؛ في هذا المثال ، عند 1586 سم -1 و 1530 سم -1 المقابلة ل C = C والرنين البعيد ، على التوالي.

بعد تصوير SRS، انقل العينة على الفور إلى إعداد ToF-SIMS للتحليل.

3. تصوير ToF-SIMS

تم إجراء تصوير مطياف الكتلة الأيونية الثانوية في وقت الرحلة باستخدام شعاع أيوني أولي 30 كيلو فولت Bi3+ بتيار 0.2 باسكال

  1. اختر إعدادات الاستحواذ المناسبة ؛ في هذا المثال ، تم استخدام قطبية الأيونات السالبة ، مع وقت دورة عمل 100 مللي ثانية ، ونطاق كتلة من m / z 0-900 ، وقطر شعاع 5 ميكرومتر. تم استخدام مسدس فيضان إلكتروني 20 فولت عند 5 ميكرو أمبير لتعويض الشحنة.
  2. احصل على صورة شاملة من خلال وضع البيانات النقطية الكلية للمرحلة لتعيين قسم الأنسجة بالكامل بمجال رؤية اعتمادا على أبعاد الأنسجة (في حالتنا استخدمنا 2.5 إلى 3.0 مم × 8.5 إلى 9.0 مم). تتكون هذه الصورة الإجمالية من فسيفساء من الصور الأصغر. في هذا المثال، كان لكل منها مجال رؤية 0.5 مم × 0.5 مم (256 × 256 بكسل) مع لقطة شعاع أيوني واحدة لكل بكسل، مما ينتج عنه جرعة أيونية تبلغ 8.18 × 108 أيونات/سم2.
  3. استخدم نفس الطريقة لالتقاط صور لعائد الاستثمار عن طريق تحديد مجال رؤية مناسب ؛ في هذه الحالة ، كان 1.0 مم × 0.5 مم ، مع 4 لقطات لكل بكسل لكل إطار و 10 إطارات لكل رقعة ، وهو ما يتوافق مع جرعة أيونية تبلغ 1.31 × 1011 أيون / سم2.
  4. لضمان مراقبة الجودة ، قم بتحليل عينات الأنسجة المتجانسة مباشرة قبل وبعد فحص كل قسم من أقسام الجلد. استخدم مجال رؤية 0.5 مم × 0.5 مم (256 × 256 بكسل) مع لقطة واحدة لكل بكسل وإطار واحد لكل مسح ضوئي، مع إجراء ما مجموعه 15 عملية مسح. يتوافق هذا الإعداد مع كثافة جرعة أيونية تبلغ 3.27 × 1010 أيون/ سم 2.
  5. بعد الاستحواذ ، يمكن معايرة أطياف الكتلة الناتجة باستخدام أيونات H− و C− و C2− و C3−.
  6. تم الحصول على البيانات واستخراجها باستخدام برنامج Surface Lab 7.1.

4. تسجيل الصور وتحليل البيانات باستخدام MATLAB

  1. قلل صور SIMS و SRS إلى 3 أبعاد كل منها باستخدام تحليل المصفوفة غير السلبي ليتم تصورها كقنوات ألوان حمراء وخضراء وزرقاء.
  2. اختر ميزات المطابقة بين هاتين الصورتين غير المصفوفيتين عن طريق تحديد أداة تحديد نقطة التحكم Matlab "cpselect" (Matlab و Mathworks و 2019b و Image Processing Toolbox).
  3. استخدم وظائف "cp2tform" و "imtransform" لإجراء التسجيل ، وتطبيق تحويل affine مع بيانات SIMS كصور ثابتة وبيانات التحليل الطيفي البصري كصور متحركة.
  4. عندما يتم اكتشاف قمم متعددة في بيانات ToF-SIMS للدواء المعني ، اجمع شدة هذه القمم معا لإنشاء كثافة أيون دواء مشتركة.
  5. استخرج متوسط عدد الأيونات الكلي لمجموعتي البيانات المتجانستين (قبل وبعد) لكل عينة من أنسجة الجلد المقابلة. باستخدام هذه القيمة المقابلة ، قم بتطبيع الشدة في بيانات ToF-SIMS لأيون الدواء في كل صورة جلدية.
  6. بعد التسجيل ، قم بإنشاء تراكب للتحليل الطيفي البصري وبيانات SIMS عن طريق تعيين الصور المعنية لقنوات RGB: الأحمر (صورة SRS ل CH2) ، والأخضر (صورة SHG للكولاجين) ، والأزرق (صورة SIMS ل diclofenac ، بما في ذلك الإشارات من أيونات مختلفة عند m / z 214.04 و 250.02 و 252.02 و 294.01 و 296.01).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعرض الشكل 1 نتائج تسجيل الصور المستندة إلى الميزات ، ويعرض صور التراكب المسجلة ل SRS و SHG و SIMS لعينتين جلديتين - إحداهما عولجت بدواء وهمي (الشكل 1 أ) والبعض الآخر بهلام فولتارين لمدة 4 ساعات (الشكل 1 ب) و 16 ساعة (الشكل 1 ج). في هذه الصورة ، يتم تصوير إشارة شدة الدواء المجمعة (من قياسات ToF-SIMS) في هياكل الأنسجة الزرقاء الغنية بالدهون ، وخاصة الطبقة القرنية (التي تم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تسمح هذه الطريقة بالتصوير المترابط مع التحليل الطيفي البصري غير الخطي والتصوير الطيفي الكتلي للكشف عن توزيع الدواء في الأنسجة الرخوة بدقة مكانية دون ميكرون وحساسية عالية. الأهم من ذلك ، يتم تحقيق التصوير دون استخدام ملصقات يحتمل أن تتداخل والتي قد تكون مطلوبة للفحص المجهري القائم على التألق. تضمن التحقق الإضافي من سير العمل تلطيخ الهيماتوكسيلين والأيوزين التقليدي (H & E) لقسم الأنسجة لتوضيح بنية الجلد والسماح بتسجيل صور SRS و SIMS الناتجة1. تم تمييز مورفولوجيا الج...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MBB هو موظف في Haleon CH SARL ، المؤسسة الممولة للدراسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذه الدراسة من قبل Haleon CH SARL. تم دعم مساهمات NAB و RHG جزئيا من قبل إدارة الغذاء والدواء (FDA) التابعة لوزارة الصحة والخدمات الإنسانية الأمريكية (HHS) من خلال جائزة المساعدة المالية (1-U01-FD006533). تم تمويل هذا العمل من قبل وزارة الأعمال والطاقة والاستراتيجية الصناعية في المملكة المتحدة من خلال مشروعي NMS / ID74 و NMS / ST18 لنظام القياس الوطني في المملكة المتحدة. محتويات هذه المقالة هي محتويات المؤلفين ولا تمثل بالضرورة وجهات النظر الرسمية لإدارة الغذاء والدواء / HHS أو حكومة الولايات المتحدة أو تأييدها. يعرب NAB عن امتنانه للدعم المقدم من مجتمع علوم القياس التحليلي لجائزة زمالة CAMS لعام 2020 الممولة من الصندوق الاستئماني للكيمياء التحليلية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مجهر رامان متماسك لايكا مايكروسيستمزhttps://www.leica-microsystems.com/products/confocal-microscopes/p/leica-tcs-sp8-cars/
عينات جلد الإنسان  Tissue Solutions Ltd, Glasgow
Leica CM 1850 Cryost Leica Biosystemshttps://www.leicabiosystems.com/en-fr/histology-equipment/cryostats/leica-cm1850/توقف
نظام الليزر PicoEmerald-SAPE Berlinhttps://www.ape-berlin.de/en/cars-srs/
ToF SIMS 5IONToF GmbHhttps://spectral.se/products/tof-sims-5

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Belsey, N. A., et al. Visualisation of drug distribution in skin using correlative optical spectroscopy and mass spectrometry imaging. J Control Release. 364, 79-89 (2023).
  2. Pudlas, M., et al. Raman spectroscopy: A noninvasive analysis tool for the discrimination of human skin cells. Tissue Eng Part C Methods. 17 (10), 1027-1040 (2011).
  3. Raman, C. V., Krishnan, K. S. A new type of secondary radiation. Nature. 121 (3048), 501-502 (1928).
  4. Tsikritsis, D., Legge, E. J., Belsey, N. A. Practical considerations for quantitative and reproducible measurements with stimulated Raman scattering microscopy. Analyst. 147 (21), 4642-4656 (2022).
  5. Sarri, B., et al. Stimulated Raman histology: One to one comparison with standard hematoxylin and eosin staining. Biomed Opt Express. 10 (10), 5378-5384 (2019).
  6. Lee, M., et al. Recent advances in the use of stimulated Raman scattering in histopathology. Analyst. 146 (3), 789-802 (2021).
  7. Mansfield, J., Moger, J., Green, E., Moger, C., Winlove, C. P. Chemically specific imaging and in-situ chemical analysis of articular cartilage with stimulated Raman scattering. J Biophotonics. 6 (10), 803-814 (2013).
  8. Shi, L., Fung, A. A., Zhou, A. Advances in stimulated Raman scattering imaging for tissues and animals. Quant Imaging Med Surg. 11 (3), 1078-1101 (2021).
  9. Brzozowski, K., et al. Stimulated Raman scattering microscopy in chemistry and life science - development, innovation, perspectives. Biotechnol Adv. 60, 108003(2022).
  10. Buchberger, A. R., Delaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: A review of emerging advancements and future insights. Anal Chem. 90 (1), 240-265 (2018).
  11. Seeley, E. H., Caprioli, R. M. Molecular imaging of proteins in tissues by mass spectrometry. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (47), 18126-18131 (2008).
  12. Vanbellingen, Q. P., et al. Time-of-flight secondary ion mass spectrometry imaging of biological samples with delayed extraction for high mass and high spatial resolutions. Rapid Commun Mass Spectrom. 29 (13), 1187-1195 (2015).
  13. Singh, A. V., et al. ToF-SIMS 3D imaging unveils important insights on the cellular microenvironment during biomineralization of gold nanostructures. Sci Rep. 10 (1), 261(2020).
  14. Yoon, S., Lee, T. G. Biological tissue sample preparation for time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS) imaging. Nano Converg. 5 (1), 24(2018).
  15. Shi, X., et al. A ToF-SIMS methodology for analyzing inter-tissue lipid distribution variations and intra-tissue multilevel mass spectrometry imaging within a single rat. Microchem J. 200, 110235(2024).
  16. Louw, E. -V., et al. Comparative study on the topical and transdermal delivery of diclofenac incorporated in nano-emulsions, nano-emulgels, and a colloidal suspension. Drug Deliv Transl Res. 13 (5), 1372-1389 (2023).
  17. Hummer, J., et al. Optimization of topical formulations using a combination of in vitro methods to quantify the transdermal passive diffusion of drugs. Int J Pharm. 620, 121737(2022).
  18. Sjövall, P., et al. Imaging the distribution of skin lipids and topically applied compounds in human skin using mass spectrometry. Sci Rep. 8 (1), 16683(2018).
  19. Delvaux, X., Noël, C., Poumay, Y., Houssiau, L. Probing the human epidermis by combining tof-sims and multivariate analysis. Biointerphases. 18 (1), 011002(2023).
  20. Kolenc, O. I., Quinn, K. P. Evaluating cell metabolism through autofluorescence imaging of nad (p) h and fad. Antioxid Redox Signal. 30 (6), 875-889 (2019).
  21. Hanson, K. M., Clegg, R. M. Observation and quantification of ultraviolet-induced reactive oxygen species in ex vivo human skin. Photochem Photobiol. 76 (1), 57-63 (2002).
  22. Wang, J., et al. Non-invasive skin imaging assessment of human stress during head-down bed rest using a portable handheld two-photon microscope. Front Physiol. 13, 899830(2022).
  23. Brunetti, A., et al. Correlative morphologic and functional imaging for diagnosis, staging and follow up in aids: An overview. Q J Nucl Med. 39 (3), 201-211 (1995).
  24. Van Zyl, T., Van Rensburg, L. J., Naidoo, K., Merven, M., Opperman, J. F. Correlative imaging and histopathology of a complicated sinonasal teratocarcinosarcoma. SA J Radiol. 27 (1), 2548(2023).
  25. Huber, K., et al. Novel approach of MALDI drug imaging, immunohistochemistry, and digital image analysis for drug distribution studies in tissues. Anal Chem. 86 (21), 10568-10575 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة