Method Article

إنشاء وتقييم نموذج متقدم قائم على الإنسان في المختبر للتليف الرئوي

DOI:

10.3791/67845

⸱

July 22nd, 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Disease, The First Affiliated Hospital, Guangzhou Medical University, 2Guangzhou National Laboratory

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تطوير طريقة تصوير لتقييم تنشيط الخلايا الليفية في شرائح الرئة البشرية المقطوعة بدقة بناء على بروتين تنشيط الخلايا الليفية (FAP). تؤسس هذه المنهجية منصة قوية وقابلة للتكرار لوضع مراحل التقدم الليفي ، وتطوير النماذج الانتقالية في المختبر للتطوير العلاجي مع الحفاظ على دقة البيئة الدقيقة للأنسجة البشرية.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتميز التليف الرئوي بتدمير لا رجعة فيه للبنية السنخية والترسب المفرط للمصفوفة خارج الخلية. على الرغم من أن النماذج الحيوانية قد استخدمت على نطاق واسع في أبحاث التليف الرئوي ، إلا أن أيا من النماذج المتاحة حاليا يلخص تماما الطبيعة التقدمية ل IPF أو ميزته النسيجية المميزة ، مثل بؤر الخلايا الليفية. غالبا ما تعتبر النماذج المتقدمة في المختبر ، بما في ذلك شرائح الرئة المقطوعة بدقة (PCLS) ، أكثر أنظمة الاختبار الرئوي ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية وقد تم استخدامها بنجاح لفحص الأدوية. ومع ذلك ، فإن عدم القدرة على التمييز بين درجة التليف في رئة IPF قد أدى إلى العمى وعدم اليقين في PCLS التي تم الحصول عليها. أظهرت الأبحاث السابقة أن بروتين تنشيط الخلايا الليفية (FAP) يمكن أن يقيم النشاط المؤيد للتليف ل ILD ، مما قد يساهم في التشخيص المبكر واختيار النوافذ العلاجية المناسبة. في هذه الدراسة ، سيتم الحصول على 600 ميكرومتر PCLS من المتبرعين الأصحاء ومرضى IPF باستخدام قطاعة الصدمات وتقييمها باستخدام المجسات الجزيئية التي تستهدف FAP لتحديد درجة نشاط الخلايا الليفية بناء على شدة إشارة الفلورسنت. يوفر هذا النهج نموذجا متقدما في المختبر وتقنية تقييم لأبحاث التليف الرئوي ، مما يعزز القدرة على دراسة آليات المرض وتقييم التدخلات العلاجية.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التليف الرئوي (PF) هو شكل شائع له مسببات غير معروفة وتشخيص ضعيف بشكل خاص ، مع متوسط معدل بقاء لمدة خمس سنوات يبلغ 25٪ فقط 1. يعد نموذج إدارة البليومايسين داخل القصبة الهوائية حاليا النموذج الحيواني الأكثر استخداما للدراسات قبل السريرية2. ومع ذلك ، فإن التليف الناجم عن البليومايسين عابر ويزول بمرور الوقت ، وهو ما يتناقض بشكل حاد مع الطبيعة التي لا رجعة فيها ل IPF3. علاوة على ذلك ، يمثل نموذج البليومايسين داخل القصبة الهوائية تحديات كبيرة بسبب شدة التليف غير المتجانسة الناتجة عن إعطاء القصبة الهوائية ، سواء كانت جراحية أو غير جراحية. تساهم هذه القيود في النماذج الحيوانية الحالية في ارتفاع معدل فشل التجارب السريرية التي تستهدف IPF4.

تم استخدام شرائح الرئة المقطوعة بدقة (PCLS) في مجموعة متنوعة من الأمراض لأنها تحافظ بأمانة على شبكات الحديث المتبادل الخلوية الخاصة بالأمراض والبيئة المكروية5،6،7. في التليف الرئوي ، يحتفظ PCLS من رئتي IPF ببنية الأنسجة الأصلية وعدم التجانس الخلوي ، مما يتيح مراقبة أنواع الخلايا المختلفة وتفاعلات المصفوفة الخلوية خارجالخلية 8،9 ، مما يؤسسها كنموذج تمثيلي خارج الجسم الحي للتحقيق في الفيزيولوجيا المرضية الرئوية. ومع ذلك ، نظرا لأن التليف الرئوي يتميز بآفات ليفية غير متجانسة في الرئتين ، فإن أخذ عينات PCLS أعمى بطبيعته. لا يمكن التمييز بصريا بين ما إذا كانت الأقسام التي تم الحصول عليها تمثل المناطق الليفية في المرحلة الهادئة أو المرحلة النشطة أو أنسجة الرئة الطبيعية. يؤكد هذا القيد على ضرورة أدوات التقييم والفرز البصري. وجدت الأبحاث السابقة أن بروتين تنشيط الخلايا الليفية (FAP) تم التعبير عنه بشكل كبير ومحددا في أنسجة الرئة لمرضى IPF ، مما يشير إلى أن FAP يمكن أن يقيم النشاط المؤيد للتليف ل ILD10.

في هذه الدراسة ، تم تصنيف جسم مضاد أحادي السلسلة ضد FAP باللون الأخضر الإندوسيانين (ICG) لتطوير مسبار تصوير جزيئي مستهدف مع اختراق معزز للأنسجة. تم تصوير 600 ميكرومتر PCLS التي تم الحصول عليها من متبرعين أصحاء ومرضى IPF باستخدام هذا المسبار ، وتم تقييم نشاط الخلايا الليفية بناء على شدة إشارة الفلورسنت. تتفوق طريقة التصوير هذه على تقنيات تقييم التليف التقليدية (النشاف الغربي ، qPCR ، تلطيخ ماسون ثلاثي الألوان ، أو التألق المناعي) من خلال بساطة التشغيل ، والحفاظ على السلامة المعمارية الخلوية وقابليتها للبقاء مع تمكين التتبع الطولي لتطور الأمراض المسببة للأمراض. والأهم من ذلك ، أنه سهل التشغيل ويتطلب 90 دقيقة فقط. يوفر هذا أداة فحص متقدمة لنموذج PCLS في المختبر ، مما يسهل أبحاث تليف الرئة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على الدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات في المستشفى الأول بجامعة قوانغتشو الطبية (2021G-29). تم تشخيص IPF بناء على الفحص البدني ونتائج التصوير المقطعي المحوسب عالي الدقة للصدر ، وفقا لمعايير التشخيص التي وضعتها ATS / ERS / JRS / ALAT (2022). تم الحصول على جميع عينات مرضى IPF من زراعة الرئة أو خزعة الرئة. تم الحصول على عينات من أنسجة الرئة السليمة من متبرعين بالأعضاء تم تشخيص إصابتهم بموت الدماغ10. تم الحصول على موافقة خطية لجمع الأنسجة من كل مريض أو من عائلة المريض قبل جمعها. للحصول على تفاصيل حول جميع المواد والحلول والأدوات المستخدمة في هذا البروتوكول ، راجع جدول المواد.

1. تحضير PCLS البشري

ملاحظة: يتم فحص المرضى بشكل روتيني بحثا عن فيروسات مثل فيروس نقص المناعة البشرية أو فيروس التهاب الكبد C أو مرض الزهري قبل زرع الرئة أو الخزعة ، ويجب أن تكون نتيجة الاختبار سلبية قبل الشروع في التجارب اللاحقة لضمان السلامة المهنية لموظفي المختبر.

  1. إعداد الحلول
    1. قم بإعداد محلول مخزن للفوسفات (1× PBS) ، وتبريده مسبقا عند 4 درجات مئوية.
    2. تحضير محلول الاغاروز 2٪. يزن 2 غرام من agarose وينقل إلى قارورة Erlenmeyer. يضاف 100 مل من PBS ، ويخلط جيدا ، ويسخن في الميكروويف حتى يصل الخليط إلى درجة غليان قوية (≥95 درجة مئوية) ، ليصبح صافيا تماما ومتجانسا وخاليا من الجزيئات أو الخطوط المرئية. قم بتدوير القارورة من حين لآخر أثناء التسخين لمنع الغليان المفرط. ضع المحلول في حمام مائي على حرارة 37 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  2. شرائح الرئة المقطوعة بدقة
    1. اغسل السطح الخارجي لأنسجة الرئة باستخدام PBS لإزالة الشوائب الزائدة والدم.
    2. استخدم حقنة سعة 20 مل (إبرة 1.2 مم) لشفط كمية مناسبة من الاغاروز وإدخالها في القصبة الهوائية. حقن الاغاروز في فصوص الرئة ببطء حتى تنتفخ بالكامل. توقف عن الحقن عند مواجهة مقاومة ملحوظة لمنع تسرب الاغاروز.
      ملاحظة: مطلوب ما يقرب من 10 مل من الاغاروز لكل 5 × 2 × 1 سم كتلة من الأنسجة ، وتجنب الفائض. بالنسبة لقطع المناديل الصغيرة ، استخدم حقنة سعة 5 مل وقوالب تضمين (على سبيل المثال ، قوالب السيليكون أو الصواني البلاستيكية أو أنابيب الطرد المركزي المقطوعة حسب الحجم) للمساعدة في التضمين. صب طبقة أساسية بسمك 1-2 مم من الاغاروز في القالب واتركها شبه متصلبة. ضع أنسجة الرئة برفق على الاغاروز شبه الصلب ، ثم اسكب ببطء agarose إضافيا لتغطية الأنسجة بالكامل ، وتجنب الفقاعات. دع الاغاروز يتصلب تماما.
    3. ضع الرئتين على الجليد لمدة 30 دقيقة تقريبا للسماح ببلمرة الاغاروز. تحقق من غشاء الجنب بحثا عن الصلابة والبرودة لتأكيد البلمرة ؛ استمر في التبريد إذا لزم الأمر.
    4. قطع أنسجة الرئة إلى ألواح 1-2 سم باستخدام شفرة حادة.
    5. ضع صينية الحمام الثلجي في المنتصف على مقعد التقطيع واملأها بمكعبات الثلج مسبقا للتبريد المسبق.
    6. قم بتشغيل مفتاح الطاقة واضغط مع الاستمرار على الزر UP لرفع مرحلة العينة إلى موضع مناسب.
    7. قم بتحميل الشفرة بحذر على حامل السكين.
      ملاحظة: تعامل مع الشفرة بحذر لتجنب الإصابة. تخلص من الشفرات المستخدمة في حاويات الأدوات الحادة المخصصة.
    8. قطع قطعة من الشريط بطول 3 سم وعرض 1 سم تقريبا. قم بتوصيل الجانب اللاصق بالدرج وقم بتغطية الجانب غير اللاصق بالتساوي بمادة لاصقة سيانواكريلات.
    9. التقط قطعة من أنسجة الرئة باستخدام الملقط. جفف السطح بورق ماص وضعه على الشريط المطلي بالغراء. اضغط برفق لضمان التصاق ثابت.
    10. بعد أن يتماسك الغراء ، قم بتحميل الدرج على صينية الحمام الثلجي. املأ ب PBS المبرد مسبقا حتى يتم غمر كتلة الأنسجة.
    11. اضبط تردد الاهتزاز على "10" وسرعة القطع على "2". اضغط على زر FWD لبدء التقطيع. بعد قطع الشريحة الأولى بالكامل ، اضغط على زر STP للتوقف ، ثم اضغط على زر RVE لسحب الشفرة. تخلص من الشريحة الأولى.
    12. قم بتدوير القرص الدوار يدويا 6 مرات لضبط سمك المقطع على 600 ميكرومتر. اضغط على زر FWD لاستئناف التقطيع ، واضغط على زر STP بعد قطع القسم. اضغط على RVE لسحب السكين واسترداد شريحة الرئة باستخدام الملقط. ضع الشريحة في PBS التي تحتوي على 1٪ بنسلين / ستربتومايسين (P / S) واحتفظ بها على الجليد.
    13. كرر خطوات التقطيع المذكورة أعلاه للحصول على PCLS إضافية ، يبلغ سمك كل منها حوالي 600 ميكرومتر.
    14. عندما يتم استنفاد كتلة الأنسجة الحالية تقريبا ، استبدلها بكتلة أنسجة جديدة وكرر الخطوات من 1.2.4 إلى 1.2.13.

2. تنقية الأجسام المضادة FAP

ملاحظة: قم بإنشاء الجسم المضاد أحادي المجال الخاص ب FAP الذي يحتوي على علامة C-terminal His كما هو موضح سابقا11،12.

  1. قم بإجراء عرض العاثيات لتمكين الاختيار عالي الإنتاجية لشظايا الأجسام المضادة الخاصة ب FAP (scFv) عن طريق تحريك المكتبات الاندماجية بشكل متكرر ضد الأهداف المجمدة أو في مرحلة الحل. استعادة العاثيات الملزمة من خلال الغسيل الصارم والشطف. تضخيم العاثيات عن طريق إعادة إصابة الإشريكية القولونية وإثراء المواد الرابطة المستهدفة على مدار 3-4 دورات. التحقق من صحة المستنسخة باستخدام العاثية ELISA وتسلسل الحمض النووي لتحديد الأجسام المضادة عالية التقارب12.
  2. استنساخ تسلسل الحمض النووي الذي يشفر الجزء المتغير أحادي السلسلة المضاد ل FAP في متجه pET-28a (+) المدمجة مع علامته للتعبير في بكتريا قولونية13.
  3. تحويل البلازميد المؤتلف إلى بكتريا قولونية BL21 (DE3) الخلايا. تحفيز التعبير عن البروتين باستخدام الأيزوبروبيل-β-D-1-ثيوغالاكتوبيرانوسيد (IPTG) في مزارع قارورة الاهتزاز المحتضنة طوال الليل عند 20 درجة مئوية14.
  4. قم بتنقية الجسم المضاد FAP من المادة الطافية باستخدام حبات حمض النيكل والنيتريلوترياتريك (Ni-NTA). إجراء تبادل المخزن المؤقت مع PBS لتطبيقات انتقال البيانات من الخادم.
  5. تقييم نقاء الأجسام المضادة عن طريق الرحلان الكهربائي لجل بولي أكريلاميد دوديسيل كبريتات الصوديوم (SDS-PAGE). يشير النطاق المهيمن الواحد عند الوزن الجزيئي المتوقع إلى نقاء عالي.

3. تقييم تقارب الأجسام المضادة FAP

  1. زراعة خلايا الكلى الجنينية البشرية 293T (HEK 293T) في وسط النسر المعدل (DMEM) من Dulbecco مكمل بمصل بقري جنيني 10٪ و 1٪ بنسلين ستربتومايسين.
  2. أضف بروتين تنشيط الخلايا الليفية البشرية (hFAP) إلى خلايا 293T عند التقاء 90٪. احتضن لمدة 96 ساعة لتوليد خط خلية مستقر 293T-hFAP.
  3. استيعم كل من خلايا 293T و 293T-hFAP مع 0.25٪ trypsin-EDTA وجمع الخلايا.
  4. اغسل الخلايا باستخدام PBS واحتضانها بجسم مضاد FAP متبوعا ب Alexa Fluor 488 المترافق المضاد ل His IgG.
  5. تحليل شدة التألق باستخدام مقياس التدفق الخلوي NovoCyte15،16.

4. وضع العلامات على مسبار جزيء scFv-FAP-ICG

  1. اضبط تركيز FAP-scFv إلى 2 مجم / مل باستخدام PBS.
  2. أضف إستر NHS الأخضر الإندوسيانين (ICG-NHS) لتحقيق نسبة مولية تبلغ 5: 1 (ICG-NHS: FAP-scFv).
  3. تخلط جيدا عن طريق الدوامة والرج.
  4. احتضان التفاعل في الظلام في درجة حرارة الغرفة لمدة ساعتين.
  5. قم بإزالة الصبغة غير المقيدة باستخدام عمود تحلية المياه. قم بتخزين المنتج المترافق النهائي عند 4 درجات مئوية في الظلام.

5. المسبار الجزيئي scFv-FAP-ICG لتقييم درجة نشاط الخلايا الليفية في PCLS

  1. بعد قطع PCLS ، ضع قسما واحدا لكل بئر في طبق مكون من 12 بئرا. اشطف كل بئر مرتين باستخدام 1 مل PBS لإزالة الدم المتبقي والحطام.
  2. اغمر PCLS في 1 مل DMEM بدون FBS. يضاف scFv-FAP-ICG بتركيز نهائي قدره 5 ميكروغرام/مل. احتضن على شاكر في درجة حرارة الغرفة لمدة 1 ساعة مع رج لطيف ، محمي من الضوء.
  3. اغسل العينات باستخدام PBS ثلاث مرات ، كل منها لمدة 5 دقائق.
  4. احصل على صور مضان ICG ل PCLS باستخدام نظام التصوير الحيواني في الجسم الحي بالإعدادات التالية: الطول الموجي للإثارة عند 785 نانومتر والطول الموجي للانبعاث عند 810 نانومتر.
  5. تقييم نشاط التليف ل PCLS بناء على شدة التألق. تحديد مناطق الاهتمام (ROI) باستخدام برنامج متوافق ، مع التعبير عن إشعاع التألق بالفوتونات / ثانية / سم2 / sr.
    1. انقر فوق الزر "تحديد عائد الاستثمار " للسماح للبرنامج بتحديد المنطقة ذات الألوان الزائفة تلقائيا. إذا كان موضع عائد الاستثمار غير دقيق، فاضبطه يدويا. انقر فوق حساب لتحديد قوة الإشارة داخل المنطقة. إذا تم تحديد مناطق فرعية متعددة، فقم بجمع القيم من جميع المناطق الفرعية.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تصوير إجراء تحضير PCLS لأنسجة الرئة البشرية في الشكل 1. تم غرس أنسجة الرئة البشرية في الاغاروز ثم تم قصها لاحقا إلى كتل أنسجة بحجم 1 سم3 تقريبا باستخدام شفرة حلاقة. تم لصق الأنسجة المشذبة والمسطحة على منصة للتقسيم بسمك 600 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم (الشكل 1 أ ، ب). تم تحضين PCLS في 12 لوحة بئر (الشكل 1 ج).

يظهر في الشكل 2 تحضير وتوصيف التقارب ل scFv-FAP ، وهو ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

من خلال طرق البحث المذكورة أعلاه ، تم إعداد PCLS من المتبرعين الأصحاء ومرضى IPF. في الوقت نفسه ، تم استخدام خلايا الثدييات للتعبير عن شظايا متغيرة أحادية السلسلة من FAP ، وتم التحقق من نقاوتها وخصوصيتها. تم استخدام مسبار جزيئي يستهدف FAP ويسمى ICG للكشف عن مستويات تعبير الخلايا الليفية ، مما يعكس درجة تنشيط الخلايا الليفية. يوفر هذا النهج طريقة تقييم متقدمة لعلاج التليف الرئوي.

يحافظ PCLS على التركيب الخلوي الطبيعي والتفاعلات بين الخلايا وعلاقات المصفوفة الخلو...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن ممتنون لأن هذا العمل قد تم دعمه بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82470061) ، وبرنامج العلماء الشباب في مختبر قوانغتشو (QNPG23-15) ، والمشروع المستقل للمختبر الرئيسي للدولة لأمراض الجهاز التنفسي (SKLRD-Z-202305).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0.25٪ تريبسين - إدتاجيبكو15050-057
2 & مرات ؛ اللون SYBR أخضر qPCR ماستر ميكس (ROX2)EZBioscienceA0012-R2
20 مل حقنةالفائزV532159
293T خليةBeyotimeC6008
502 الغراءZhuolideD-40
Agarose ، درجة حرارة التبلور المنخفضةSigma AldrichA9414-25G
الأجسام المضادة للكولاجين Iabcamab138492
الأجسام المضادة المضادة للفيبرونيكتينabcamab2413
المضادة لعلامته mAb-Alexa Fluor 488MBLD291-A48
BL21BeyotimeD1009S
BladeGillette7in83a7Q
مجموعة النسخ العكسي الملون (مع مزيل gDNA)EZBioscienceA0010CGQ
Coomassie Blue Super Fast محلول تلطيخBeyotimeP0017F
DMEMGibco12800017
قارورة ErlenmeyerSichuan ShunboGG-17
FAP Rabbit mAbCST66562
FBSGibco10099-141
ملقطRobozRS-5135
ICG-NHSRuixibioR-TE-157
IPTGMCE367-93-1
microbalanceSecuraSecura225D-1CN
ميكروويفMideoPM2002
متعدد الأوضاع في الجسم الحي نظام التصوير الحيوانيBioLightAniView600
Ni-NTAGenscriptL00250
مقياس التدفق الخلوي NovoCyteACEA  العلوم البيولوجيةنوفوسويت
PBSجيبكو10010023
البنسلين ستربتومايسينجيبكو15140122
SDS-PAGEBeyotimeP00528
تنقية الحمض النووي الريبي العالميEZBioscienceEZB-RN4
VibratomeDOSAKADTK-1000N
& beta - أكتين أرنب pAbYeasen30102ES
التمهيدي
بيتا ؛ -الأكتين التمهيدي FiGenebook BiotechCATGTACGTTGCTATCCAGGC
& beta ؛ -actin primer-RiGenebook BiotechCTCCTTAATGTCACGCGAT
FAP التمهيدي FiGenebook BiotechTTGAGTGGATGGGAGGGAT
FAP التمهيدي RiGenebook BiotechGCTGTGCTCGTGGATTTGT
كولاجين-I التمهيدي FiGenebook التكنولوجيا الحيويةGAGGGCCAAGACGAAGACATC
كولاجين-I التمهيدي-RiGenebook التكنولوجيا الحيويةCAGATCACGTCATCGCAAC
Fibronectin التمهيدي FiGenebook BiotechCGGTGGCTCAGTCAAAG
Fibronectin التمهيدي RiGenebook BiotechAAACCTCGGCTTCCTCCATAA

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Raghu, G., et al. An official ATS/ERS/JRS/ALAT statement: Idiopathic pulmonary fibrosis: Evidence-based guidelines for diagnosis and management. Am J Respir Crit Care Med. 183 (6), 788-824 (2011).
  2. Jenkins, R. G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  3. Moore, B. B., Hogaboam, C. M. Murine models of pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 294 (2), L152-L160 (2008).
  4. Spagnolo, P., Maher, T. M. Clinical trial research in focus: Why do so many clinical trials fail in IPF. Lancet Respir Med. 5, 372-374 (2017).
  5. Rosales Gerpe, M. C., et al. Use of precision-cut lung slices as an ex vivo tool for evaluating viruses and viral vectors for gene and oncolytic therapy. Mol Ther Methods Clin Dev. 10, 245-256 (2018).
  6. Ferren, M., et al. Hamster organotypic modeling of SARS-CoV-2 lung and brainstem infection. Nat Commun. 12, 5809(2021).
  7. Bai, Y., et al. Cryopreserved human precision-cut lung slices as a bioassay for live tissue banking: A viability study of bronchodilation with bitter-taste receptor agonists. Am J Respir Cell Mol Biol. 54 (5), 656-663 (2016).
  8. Price, A. R., Green, A. J., Brown, K. Precision-cut tissue slices: Applications in pharmacology and toxicology. Life Sci. 57 (21), 1887-1901 (1995).
  9. MacKenzie, B., et al. Pre-clinical proof-of-concept of anti-fibrotic activity of caveolin-1 scaffolding domain peptide LTI-03 in ex vivo precision cut lung slices from patients with idiopathic pulmonary fibrosis. bioRxiv. 28, (2024).
  10. Yu, P., et al. Comprehensive analysis of fibroblast activation protein expression in interstitial lung diseases. Am J Respir Crit Care Med. 207 (2), 160-172 (2023).
  11. Han, Y., et al. Efficient generation of recombinant anti-HER2 scFv with high yield and purity using a simple method. Biotechnol J. 19 (7), e2300745(2024).
  12. Seo, P., Song, E. W. Phage display screening of therapeutic peptide for cancer targeting and therapy. Protein Cell. 10 (11), 787-807 (2019).
  13. Neuhaus, V., et al. Precision-cut lung slices: An integrated ex vivo model for studying lung physiology, pharmacology, disease pathogenesis and drug discovery. Respir Res. 25, 231(2024).
  14. Huang, Z., et al. ImmunoPET imaging of human CD8+ T cells with novel 68Ga-labeled nanobody companion diagnostic agents. J Nanobiotechnol. 19 (1), 42(2021).
  15. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). Eur J Immunol. 49 (10), 1457-1973 (2019).
  16. Rosen, O., et al. A high-throughput inhibition assay to study MERS-CoV antibody interactions using image cytometry. J Virol Methods. 265, 77-83 (2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Pulmonary FibrosisIn Vitro ModelPrecision Cut Lung SlicesFibroblast Activation ProteinExtracellular MatrixFibroblastic FociDrug ScreeningMolecular ProbesFluorescent SignalFibroblast Activity
Video Coming Soon

Related Articles