يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تفريغ آلة نورموذرميك لكلى الفئران للزراعة

1.4K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

يناير 27, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول عملية تروية آلية طبيعية خارج الجسم لكلية الجرذ لزرع الجرذ لاحقا في فأر المتلقي.

الملخص

تقنية التروية الآلية الطبيعية للحرارة (NMP) هي تقنية واعدة لحفظ الأعضاء توفر منصة تقييم وتدخل الأعضاء خارج الجسم الحي . نظرا لتوفر الأعضاء السريرية المحدودة والتكلفة العالية لنماذج الكبيرة، يعتبر نموذج NMP للحيوانات الصغيرة بديلا واعدا للبحث. هنا، أنشأنا بروتوكول NMP موحد وزراعة كلى الفئران، موفرين دليلا خطوة بخطوة للحصول على الكلى، والحفاظ عليها، والزراعة. تم تسجيل تفاصيل ومعايير NMP. نجح جميع المتلقين في الجرذان من النجاة بهذه العملية الجراحية وتقنية NMP، وظلت وظيفة الطعم الكلوي طبيعية بعد الزراعة. أظهر معدل البقاء ونسيجة الطعم في NMP عدم وجود فرق ذي دلالة إحصائية عن معدل التخزين البارد الساكن (SCS) في اليوم السابع بعد العملية. قد تستفيد هذه الاستراتيجية الجديدة من NPM في نماذج الصغيرة الدراسات الأساسية المتعلقة بحفظ الأعضاء وتقييمها وتدخلها في المستقبل. علاوة على ذلك، يوفر هذا النموذج منصة فعالة من حيث التكلفة وقابلة للتوسع للاختبارات قبل السريرية للعلاجات، وتقنيات التصوير، والتدخلات المتعلقة بالتروية.

المقدمة

مرض الكلى في المرحلة النهائية (ESKD) هو عبء متزايد بسرعة على أنظمة الصحة والرعاية الصحية حول العالم 1,2,3. على الرغم من أن الغسيل الكلوي هو العلاج السائد لمرض ESKD في معظم الدول، إلا أن زراعة الكلى تظل العلاج القياسي الذهبي، حيث توفر جودة حياة أفضل وتحسن البقاء والتوقعات مقارنة بالغسيل الكلوي1،3،4،5. ومع ذلك، فإن نقص الكلى المتبرعة يحد من انتشار زراعة الكلى بشكل أكبر ويؤدي إلى زيادة استخدام الطعوم المتبرع بها بعد الموت الدوري (DCD) أو المسترجعة من متبرعين بمعايير موسعة (ECD)6,7,8.

التخزين البارد الثابت (SCS) هو الطريقة القياسية حاليا للحفاظ على الأعضاء، لكن نقص التروية الباردة المطول يزيد من خطر تأخر وظيفة الطعم (DGF) ويحفز الرفض الحاد والمزمن، خاصة في طعوم DCD أو ECD 9,10,11,12. لذلك، فإن البحث عن طريقة للحفاظ على الأعضاء لتقليل ضرر نقص التروى البارد وتعزيز توقعات الطعم أمر بالغ الأهمية. التروية الآلية النورموذرمية (NMP) هي تقنية ناشئة للحفاظ على الأعضاء يمكنها تقليد الظروف الفسيولوجية عن طريق تدوير البرفوسات الدافئ والأكسجين عبر العضو 12,13,14,15. يمكن أن يحافظ هذا أيضا على حالة أيضية شبه فسيولوجية، مما يتيح تقييم صلاحية الأعضاء، وتخفيف إصابات الإقفار الناتج عن البرد الداخلي، وحتى إصلاح تلف الأعضاء 16,17,18,19,20. مقارنة ب SCS، يؤدي NMP إلى انخفاض نسبة DGF وتوقعات أفضل للطعم في كل من طعوم DCD وECD 17,21,22.

تستخدم الكلى الخنزيرية والكلى السريرية المرفوضة من البشر حاليا في أبحاث NMP الأساسية 20,23,24. ومع ذلك، يجب ملاحظة أن نماذج الخنازير تواجه قيودا كبيرة، بما في ذلك ارتفاع تكاليف الربانية، ومتطلبات جرعات الأدوية الكبيرة، وندرة المواد الكيميائية الخاصة بالأنواع25. علاوة على ذلك، فإن استخدام الأعضاء البشرية المهملة ينطوي على توفر محدود وعمليات مراجعة أخلاقية معقدة. هذه القيود تحد مجتمعة من تطبيقها الواسع في البحث الأساسي. على النقيض من ذلك، فإن نماذج الصغيرة للقوارض (وخاصة نماذج الفئران)، رغم أنها ممثلة حاليا بشكل ناقص، تقدم تكاليف تشغيلية أقل بكثير وتوفر مواد تجارية وفيرة. تضعها هذه المزايا كمنصات واعدة لتطوير الدراسات الأساسية26،27،28. استنادا إلى هذا المنطق، طورنا وثبتنا نموذج NMP وزرع الزراعة المعتمد على الفئران في هذه المخطوطة.

تعرض هذه الورقة بروتوكولا مفصلا لتأسيس NMP والزرع في كلى الفئران. يشمل تحضير البرفوسيت ونظام التروية، ووصفا شاملا للإجراء الجراحي لكل من الكلى المتبرعة والمتلقية. يظهر هذا النموذج إمكانية أن يكون نموذجا مثاليا لدراسة زراعة الكلى، خاصة كمنصة لمعالجة ومراقبة فعالية الأدوية ذات الصلة 19,29,30,31.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على بروتوكولات من قبل لجنة رعاية واستخدام في مركز المختبرية بجامعة صن يات-سن (رقم SYSU-IACUC-2023-000717). جميع في هذه الدراسة كانت ذكور فئران سبراج-داولي التي تتراوح أعمارها بين 7–8 أسابيع (250–300 جم)، خالية من الممرضات النوعية (SPF)، وتستوفي المتطلبات القياسية لسلامة المخبرية (انظر قائمة استبعاد مسببات الأمراض في الجدول التكميلي S1). تم إطعامهم نظاما غذائيا قياسيا ووضعوا في غرفة خالية من الممرضات في مركز المختبرية بجامعة صن يات-سن.
قم بتعقيم جميع الأدوات الجراحية عن طريق التعقيم (121 درجة مئوية، 30 دقيقة) قبل التجارب. استخدم فقط المواد المعقمة للاستخدام لمرة واحدة طوال الإجراءات والتزم بدقة ببروتوكولات المعقمة خلال جميع العمليات.

1. تحضير البرفوسات الأساسي

  1. اجمع بين 2.5 جرام من ألبومين مصل البقر (BSA)، و50 مل من RPMI 1640، و2٪ بنسلين-ستريبتومايسين، و0.6 ملغ من الكرياتينين لتحضير البرفوسيت الأساسي (الجدول التكميلي S2).
  2. أضف محلول بيكربونات الصوديوم بنسبة 5٪ (0.5-1.2 مل) لضبط الرقم الهيدروجيني إلى ~7.3 وفائض القاعدة (BE، وهو مؤشر مهم لقياس توازن الحمض-القاعدة في نظام التروية) إلى ~0، محققا حجما إجماليا ~60 مل.
  3. قم بترشيح المحلول عبر فلتر بحجم 0.22 ميكرومتر لإزالة الجسيمات والبكتيريا.
    ملاحظة: يحتاج البرفوسيت الكامل إلى 50 مل من البرفوسات الأساسي و10 مل من دم المتبرع (انظر الخطوة 2.13).

2. شراء الكلى

ملاحظة: استخدم 8-0 غرز جراحية لجميع الربطات.

  1. تحفز التخدير باستخدام 3٪ إيزوفلوران في غرفة التخدير والحفاظ على التخدير العام باستخدام 1.5٪ من الإيزوفلوران طوال فترة العملية.
  2. التحضير قبل الجراحة.
    1. أضف 20 مل من المحلول الملحي المبرد مسبقا إلى طبق بتري للحفاظ على الكلى المحصودة في الخطوة 2.12.
    2. املأ حقنة بمحلول سترات أدينين عالي التوتر البارد (HCA) و1,250 وحدة وحدة من الهيبارين. وصل الحقنة بأنبوب تمديد للحقن وإبرة 24 جيلون داخلية.
  3. اختر وتخدير الفأر المتبرع بالإيزوفلوران. تأكيد عمق التخدير الكافي من خلال التحقق من غياب ردود فعل القدم الخلفية.2.3. بعد تحفيز التخدير، استخدم مقصا كهربائيا لحلاقة شعر البطن (النطاق: من عملية التشابك إلى التعثر العاني، من كلا الجانبين إلى خط منتصف الإبط).
  4. استخدم شريط الطب لتثبيت الجرذ على لوحة جراحة مع وسادة تدفئة. عقم جلد البطن بكرة قطنية مبللة باليود، تليها كرة قطنية مشبعة بالكحول لمزيد من التعقيم الزائد. انشر الشاش المعقم على جلد البطن المعقم.
  5. استخدم مشرط وملقط لعمل شق في منتصف المسار من عملية التسيف إلى المثانة (حوالي 8 سم طولا). افتح طبقات الجلد والعضلات البطن بشكل متتابع.
    ملاحظة: قم بتثبيت الأوعية الجدارية البطنية لمنع النزيف إذا لزم الأمر.
  6. اسحب جدار البطن باستخدام خطاف سحب لكشف المجال الجراحي.
  7. استخدم الملقط المجهر لتشريح النسيج الضام لعزل الكلية اليسرى والحالب.
  8. ضع رباط (رباط I) حول الحالب الأيسر. قم بتشريح الحالب الكلوي الأيسر على بعد 0.5-1.0 سم من الوصلة الكلوية وقم بقسطرة بأنبوب 26 جرام طوله ~0.5 سم، ثم شد الربط I (الشكل 1A,B).
  9. افصل الأوعية الكلوية اليسرى. ضع الأربطة على الشريان الكلوي (الرباط II) والوريد الكلوي (الرباط III) (الشكل 1A,B).
  10. شد الأربطة الثانية والثالثة بشكل متتابع. قم بتشريح الأوعية الدموية والحالب البعيد عن موقع الربط. قم بتشريح النسيج الضام حول الكلى وانقل الكلية إلى طبق بتري المعد التحضير.
  11. قم بتقلب الشريان الكلوي الأيسر باستخدام إبرة 24G المجمعة مسبقا. ثبت القنية بربط (الربط الوريدي) وقم بالتدفق بمعدل تدفق 100 مل/س حتى تصبح الكلى شاحبة (الشكل 1A).
    ملاحظة: املأ أنبوب التروية والإبرة المبعدة بالمحلول لتجنب فقاعات الهواء.
  12. ضع الكلية المثقبة داخل طبق بتري على الثلج حتى بدء NMP (انظر الخطوة 2.1.1).
    ملاحظة: بالنسبة لمجموعة SCS، تم حفظ الكلى المثقبة في أنبوب طرد مركزي بسعة 15 مل مع محلول HCA عند 4 درجات مئوية لمدة 3 ساعات، بينما خضعت الكلى الخاصة بمجموعة NMP بتدفق 3 ساعات.
  13. حقن 1,250 وحدة وحدة من الهيبارين من الشريان الأبهر البطني باستخدام إبرة سكن 24 جالون متصلة بحقنة 20 مل. ثم اجمع 10 مل من الدم الهيبارين باستخدام الإبرة الثابتة الموضحة أعلاه لتحضير البرفوسات الكامل لاحقا. قتل الفئران المتبرعة عن طريق التخلص من الدم تحت تخدير غازي مستمر.
    ملاحظة: يحافظ البرفوسيت الكامل على مستويات الهيماتوكريت (HCT) عند 6-8٪.

3. تحضير نظام NMP والتفريغ

  1. قم بتجميع نظام التروية (الشكل 2).
  2. اضبط حمام الماء للحفاظ على غرفة الأرغن عند 37 درجة مئوية. شغل تدفق غاز 90٪O2 لأكسجة جهاز أكسجين الغشاء الحيواني.
  3. اخلط 10 مل من دم المتبرع (الخطوة 2.13) مع البرفوسات الأساسي (الخطوة 1) في حجرة العضو بعد الترشيح عبر مصفاة خلوية للحصول على البرفوسات الكامل. اترك ~2 مل من عينة الخليط كعينة أساسية.
  4. شغل مضخة التفريغ وبدأ التروية (3 مل/دقيقة) واملأ أنبوب التفريغ بالخليط. ثبت خيطا دائريا معقما فوق الحجرة باستخدام مشابك.
  5. بعد أن يملأ الخليط الأنبوب ويتدفق للخارج، قم بتوصيل الكلية (الخطوة 2.12) بنظام التروية وابدأ التفريغ. استخدم مشبك لتأمين خط الأنابيب (الشكل 1A,C).
  6. اربط قناة الحالبين بأنبوب تمديد. جمع البول في أنبوب طرد مركزي دقيق أثناء التروية.
  7. أثناء التروية، حافظ على ضغط التروية عند ~80 ملم زئبق ودرجة حرارة الكلية عند ~37 درجة مئوية. مراقبة وتسجيل تدفق التروية، الضغط، ومقاومة الأوعية الدموية (المعرفة بأنها ضغط التروية مقسومة على تدفق التروية).
  8. أضف 1.0 مل من الماء المعقم وأكسجد لمدة 20 ثانية (3 لتر/دقيقة، 90٪ أوسيد2) كل 30 دقيقة، وجمع 1 مل من البرفوسيت والبول المنتجين كل ساعة لحفظ العينات، بالإضافة إلى قياس غازات الدم والكيمياء الحيوية للبيرفوسيت.
  9. في نهاية فترة التروية، يقيس الكيمياء الحيوية للبيرفوسات في الدم لحساب الإخراج الجزئي (FE) للصوديوم والبوتاسيوم. صيغ الحساب للمؤشرات المذكورة أعلاه هي كما يلي:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    حيث يمثل PNa تركيز الصوديوم في البرفوزات. يمثل UCr تركيز الكرياتينين في البول. يمثل UNa تركيز الصوديوم في البول. يمثل PCr تركيز الكرياتينين في البرفوزات. يمثل تركيز البوتاسيوم في البرفوزات. يمثلUK تركيز البوتاسيوم في البول.
    1. راقب الرقم الهيدروجيني أثناء التروية حسب نتيجة غازات الدم. تقليل التهوية في حالة فرط التنفس التنفسي.
    2. في حالة الحماض الأيضي، أضف كمية مناسبة من محلول بيكربونات الصوديوم إلى البرفوزات.
  10. بعد 3 ساعات من NMP، قم بإزالة أنبوب تمديد الحالب وجمع عينة البول.
  11. أزل الكلية من نظام التروية. وصل المبنى الداخلي بمضخة صغيرة. قم بحقن الكلية بمحلول HCA مبرد مسبقا (مخزن في ثلاجة عند 4 درجات مئوية واسحب الحجم المناسب فقط قبل الاستخدام) حتى تصبح الكلية شاحبة.
  12. أزل الكلية من الإبرة الداخلية. خزنها في محلول HCA عند 4 درجات مئوية قبل الزراعة.

4. زراعة الكلى من الفئران

ملاحظة: استخدم 8-0 غرز لجميع الروابط وخياطة 11-0 لإجراء تشريح الوعاء الكلوي والحالب. استخدم غرز 3-0 لإجراء تشريح الجلد والعضلات البطنية.

  1. قبل يوم واحد من الجراحة، حقن الميلوكسيكام (2 ملغ/كغ) في جميع الفئران المتلقية داخل الصفاق لتخفيف الألم. تحفز التخدير بنسبة 3٪ من إيزوفلوران في غرفة تخدير وحافظ على التخدير العام باستخدام 1.5٪ من الإيزوفلوران طوال فترة العملية. ضع بخاخ ليدوكائين بنسبة 2٪ موضعيا على موقع الشق البطني بعد العملية لتخفيف الألم الموضعي.
  2. اختر وتخدر الجرذ المستقبل في غرفة التخدير. تأكد من عمق التخدير الكافي من خلال التحقق من غياب ردود فعل القدم الخلفية.
  3. بعد تحفيز التخدير، استخدم ماكينة قص كهربائية لحلاقة شعر البطن (النطاق: من النتوء الزيفويدي إلى التعمد العاني، من الجانبين إلى خط منتصف الإبط).
  4. استخدم شريط الطب لتثبيت الجرذ على لوحة جراحة مع وسادة تدفئة. عقم جلد البطن بكرة قطنية مبللة باليود، تليها كرة قطنية مشبعة بالكحول لمزيد من التعقيم الزائد. كرر إجراء التعقيم أعلاه ليصبح المجموع ثلاث مرات. انشر الشاش المعقم على جلد البطن المعقم.
  5. استخدم مشرط وملقط لعمل شق في منتصف المسار من عملية التسيف إلى المثانة (حوالي 8 سم طولا). افتح طبقات الجلد والعضلات البطن بشكل متتابع. قم بتثبيت الأوعية الدموية في جدار البطن لمنع النزيف.
  6. اسحب جدار البطن باستخدام خطاف سحب لكشف المجال الجراحي. عزل وكشف الكلية اليمنى عن الأنسجة الضامة. قم بفصل وربطات الأوعية الكلوية اليمنى (رباط V) والحالب (رباط VI). قم بإزالة الكلية اليمنى عند الطرف البعيد من الرباط V والطرف القريب من الرباط السادس (الشكل 1A,D).
  7. عزل وكشف الأوعية الكلوية اليسرى. ثم قم بتثبيت الشريان الكلوي الأيسر والوريد بشكل متسلسل باستخدام مشبك وعائي. قم باستئصال الكلية اليسرى عن طريق قطع الأوعية الكلوية والحالب (الشكل 1A,E).
  8. كشف تماما عن اللومينا الوعائية لكل من الشريان والوريد. غسل الشريان الكلوي الأيسر والوريد لدى المتلقي بمحلول ملحي مملح هيباريني (الجدول التكميلي S2) حتى لا يبقى سائل التلومين.
  9. نقل كلية المتبرع اليسرى في الخطوة 3.12 إلى تجويف البطن الأيسر للمتلقي. بعد النقل، قم بغسل المحلول البارد المثلج على الكلى كل 3-5 دقائق للحفاظ على حالات نقص الأيض والتخفيف من الإصابة الإقفارية.
  10. إجراء تشريح شامل للطرف إلى الطرف للشريان الكلوي (التشريح الأول) والوريد (التشريح الثاني) باستخدام غرز 11-0. قم بري سطح الطعم بالمحلول الملحي البارد أثناء عملية الخياطة.
    1. قم بإغلاق متقطع لكل من القطب العلوي والسفلي للشريان الكلوي.
    2. قم بإغلاق مستمر للجانب البطني من الشريان الكلوي. كشف الجانب الظهري للشريان الكلوي. قم بإغلاق مستمر للجانب الظهري من الشريان الكلوي.
      ملاحظة: شد الغرز للتأكد من عدم وجود فجوات في جدار الوعاء. تأكد من التصاعد الكامل للجدار الوعائي مع كل وضع للغرزة مع تجنب الاختراق الجداري إلى الجانب المقابل.
    3. قم بإغلاق متقطع لكل من القطب العلوي والسفلي للوريد الكلوي.
    4. قم بإغلاق مستمر للجانب الظهري من الوريد الكلوي. ثبت الخيط الأنستوموتيكي المستمر قبل المضي قدما في الإغلاق التالي. قم بإغلاق مستمر للجانب البطني من الوريد الكلوي.
  11. حرر المشابك الوعائية وافتح الشريان الكلوي والوريد.
    ملاحظة: إذا كان هناك نزيف بسيط، استخدم كرة قطنية نظيفة للضغط وإيقاف النزيف.
  12. أدخل القنية الحالبية بوزن 26 جرام من حالب المتبرع في الحالب الخاص بالمتلقي. ثبت جذع الحالب على الجانبين الأيمن والأيسر (التشريح III).
  13. ثبت الطعم عن طريق خياطة النسيج الضام إلى نسيج دهني حول الكلية (الشكل 1A,F).
  14. انظر إلى مظهر الطعم قبل إغلاق البطن (الشكل 1A,G). بعد الإجراء، قم بخياطة طبقة عضلة البطن وطبقة الجلد بشكل متتالي، وأغلق تجويف البطن. ضع رذاذ الليدوكائين على التشريح. استخدم وسادة تسخين للحفاظ على درجة حرارة جسم الفأر أثناء التعافي وضع الفأر في قفص أيضي للمراقبة عند التحرك بجانبه.
    ملاحظة: قم بإغلاق جدار البطن بشكل طبقي مع تثبيت دقيق للنسيج وتثبيت الشد في كل وضع للغرزة. عند إغلاق الجلد، أضف جزءا من طبقة العضلات الأساسية لمنع تكون الفراغ الميت.

5. الإدارة المحيطة بالجراحة والكشف بعد العملية

  1. إدارة الأدوية أثناء العملية: تم إعطاء الأدوية التالية يوميا عن طريق الحقن داخل الصفاق: ميلوكسيكام بجرعة 2 ملغ/كغ لتخفيف الألم حول العملية، من يوم قبل الجراحة إلى ثلاثة أيام بعد الجراحة. ميثيل بريدنيزولون الصوديوم سوكسينات بجرعة 4 ملغ/كجم لمنع رفض الحلق المغناطيسي، من يوم الجراحة حتى اليوم السابع بعد العملية. مراقبة وتسجيل بقاء وخروج البول اليومي للفئران المتلقية بعد الجراحة.
  2. في اليوم السابع بعد العملية، قم بتخدير الفأر وجمع الدم من الشريان الأبهر البطني لإجراء قياسات كيميائية حيوية. احصد الطعم الكلوي. قتل الفئران عن طريق النزيف تحت تخدير غازي مستمر بعد جمع الأنسجة.
  3. تثبيت عينات الكلى في محلول بارافورمالديهايد (PFA) بنسبة 4٪، ثم معالجتها من خلال الجفاف القياسي، والتنظيف، ودمج البارافين (جدول المكملات S3). تقسم الكتل المدمجة في البارافين بسماكة 4 ميكرومتر. بعد ذلك، صبغ بالهيماتوكسيلين والإيوسين (H&E، جدول مكمل S4) والحمض-شيف الدوري (PAS، جدول مكمل S5)) للتقييم الأنسيجي.
    ملاحظة: تظهر إجراءات التلوين التفصيلية في الجدول التكميلي S3، والجدول التكميلي S4، والجدول التكميلي S5.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

بالطريقة الموصوفة، يمكن أن تبقى كلى الفئران المعزولة صالحة لتروية الجهاز الطبيعي-الحراري خارج الجسم لمدة لا تقل عن 3 ساعات. خلال NMP، تحافظ مقاومة الكلى على التروية (الشكل 3A، مجموعة البيانات الكاملة الأساسية في الشكل 3 والشكل 4 متاحة في الجدول التكميلي S6.) بشكل مستقر عند 5.958 ± 1.106 ملم زئبق/(مل/دقيقة)، مما يدل على استقرار نظام التروية القائم لدينا. أنتجت الكلى البول بش...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يمكن ل NMP تقليل مدة نقص التروية في الطعم وتمكين تقييم وعلاج جودة الطعم خارج الجسم 16، 17، 18، 19، 20، 32، 33. ومع ذلك، لا يوجد معيار موحد لنموذج الجرذ في NMP. في هذه الورقة، طورنا نموذجا حيوانيا ل NMP والزرع اللاحق في كلية الجرذان، والذي يمكن أن يك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا يوجد لدى المؤلفين تضارب مصالح للكشف عنها.

شكر وتقدير

وقد تم دعم هذا العمل بتمويل من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (البرنامج العام، المنحة رقم 82470778)؛ المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (مشروع مؤسسة الشباب، المنحة رقم 82201961)؛ مؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة قوانغدونغ (البرنامج العام، منحة رقم 2024A1515011447)؛ ومختبر قوانغدونغ الرئيسي لمناعة التبرع بالأعضاء وزراعة الأعضاء (منحة رقم 2023B1212060020)؛ مختبر تجديد وإعادة بناء الكلى بجامعة صن يات سين (منحة رقم) SYSU-50000-20240428-0001).

يرغب المؤلفون في شكر مركز المختبرية في جامعة صن يات-سن على توفير مختبرية ومباني وأجهزة أدوات. تم إعداد الشكل 1 والشكل 2 باستخدام FigDraw؛ قدمت Graphpad Prism خدمات رسم بياني بياني، بينما قامت شركة Biossci (هوبي) Biotechnologies المحدودة بإجراء تقسيمات البارافين والتلوين المرضي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الكحول (75٪)موسيانJJ-75-1
جهاز نقل الدمشركة فوشان يوزان للتكنولوجيا المحدودةYZDW-15-5
مصل البقر الألبومين (BSA)شركة علاء الدين العلمية.B265991-100 جرام
مصفاة الخلايا (70 ومو؛ m)شركة كورنينج لايف ساينس (ووجيانغ) المحدودة352350
أنبوب الطرد المركزي (1.5 مل)شركة كورنينج لايف ساينس (ووجيانغ) المحدودةMCT-150-C-1
أنبوب الطرد المركزي (15 مل)سيرة إكس سيلCS015-0001
كرة القطنمجموعة هينان بياوآن المحدودةالحجم الصغير
مسحة قطنيةشركة فوشان شوندي كانغتشنغ للمواد الصحية المحدودةKZ3-12
الكرياتينينشركة شنغهاي يواني للتكنولوجيا الحيوية المحدودةS20198-100g
غرزة نايلون إبرة دائرية مزدوجة (11-0)شركة نينغبو الطبية للإبرة المحدودةSYZ-11-0
السلم الإلكترونيسينسونEHA17
موزع السوائلتشيو ميديكالYZ-00-0231
الشاشزيتارC11001-001
وسادة التدفئةشركة قوانغتشو ديوي للتكنولوجيا البيولوجية المحدودةDK0032
حقن الصوديوم بالهيبارين (12500 وحدة حركة، 2 مل)شركة تشنغدو هيباتون للأدوية المحدودةH51021209
مقياس الحرارة بالأشعة تحت الحمراءديليDL333380
حقنة الحقن (1 مل)شركة وينر الطبية (البشرية) المحدودة.ZT-ZS 1ml
حقنة الحقن (10 مل) شركة وينر الطبية (البشرية) المحدودة.ZT-ZS 10 مل
حقنة الحقن (20 مل)شركة وينر الطبية (البشرية) المحدودة.ZT-ZS 20 مل
إيزوفلورانشركة RWD لايف ساينس المحدودةR510-22-10
i-STAT 1  جهاز تحليل الدمأبوت04P75-03 (الولايات المتحدة)
خرطوشة i-STAT CG4+أبوت03P85-25
خرطوشة i-STAT CHEM8+أبوت09P31-25
أنبوب التمديد السائلمجموعة معدات الطب في جيانغشي هونغدا المحدودةZJ983
ميكرو-1 رات أكسجيناتورشركة دونغقوان كيوي للأدوات الطبية المحدودةميكرو-مو
المضخة الصغيرةقائد التحريرSYS-3011
فلتر الإبرة (0.22 & mu; m)ميرك ميلبورSLGPR33RB
حل حفظ الأعضاءمجموعة نهر اليانغتسي للأدويةHCA II
أكسجيناتورأوغيلزOZ-3-02HWO
البنسلين-ستريبتوميسين (10,000 U/mL)شركة ثيرمو فيشر العلمية15140122
مضخة بريستاليةشركة كاموير للتكنولوجيا السائلة (شنغهاي) المحدودة.LLS Plus V2
أنبوب المضخة البريستالتيةشركة فوشان يوزان للتكنولوجيا المحدودةLG-1-14
طبق بتريBKMAMBKM001
حساس الضغطشركة إدواردز لايف ساينسزJIBPT-A-01-EDW
مستقبل مستشعر الضغطسينغولاريتي ميديكالCB-202309001
RPMI 1640 (1x، 500 مل)شركة كورنينج لايف ساينس (ووجيانغ) المحدودةR10-040-CV
المحلول الملحيصيدلية YXHA1001346
فئران SDمركز الحيوانات المختبرية في جامعة صن يات-سينNA
ماكينة الحلاقةبيوتايمFS600
غرزة نايلون بزاوية واحدة (3-0)شركة نينغبو الطبية للإبرة المحدودةDJZ-3-0
خياطة نايلون ذات إبرة دائرية واحدة (8-0)شركة نينغبو الطبية للإبرة المحدودةDYZ-8-0
آلة تخدير الحيوانات الصغيرةشركة RWD لايف ساينس المحدودةR500
آلة تفريغ متعددة الأعضاء للحيوانات الصغيرةالحياة  Perfusor  الطبPU-100تشمل طبقا معدنيا، حمام ماء، مضخة تدفئة، وحساس درجة الحرارة
مجموعة جراحة الحيوانات الصغيرةبيوتايمFS500
محلول بيكربونات الصوديوم (NaHCO<تحت >3، 5٪)شركة دونغقوان بوجي للتكنولوجيا الطبية المحدودةH20064480
ورقة جراحية معقمةتقنية هينغآوSKR-BY-DD0001
المياه المعقمةسيرة هايوانغH35021140
قسطرة وريدية ذات مقبض مستقيم (24 جم)شركة فوشان يوزان للتكنولوجيا المحدودة20230816-1
مجهر العمليات الجراحيةمرزيدرMSD203
شريطشركة مينيسوتا للتعدين والتصنيع. المحدودة1527C-0
موصل تيشركة فوشان يوزان للتكنولوجيا المحدودةWGST-10
إبرة قسطرة وريدي من النوع Y (24 G)جيانغشي فنغلينYZDW-7-5
إبرة قسطرة وريدي من النوع Y (26 G)جيانغشي فنغلينYZDW-7-6

المراجع

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

زراعة كلية الجرذحفظ الأعضاءالتروية خارج الجسماستئصال الكليةنموذج حيواني صغيرالتخزين البارد الساكنوظيفة الطعم الكلويالمفاغرة الوعائيةمعايير التروية
تفريغ آلة نورموذرميك لكلى الفئران للزراعة
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.