هذا هو الجزء الأول من بروتوكول أخذ عينات Xenopus الشامل. الأنسجة التي تم أخذ عينات منها هي بطين القلب ، والجذع الشرياني ، وفص الكبد الأيسر ، والمرارة ، والرئة ، والبنكرياس ، والطحال ، والحنجرة ، والمريء ، والمعدة ، والأمعاء ، والخصيتين ، والأجسام الدهنية ، وقناة البيض ، والكلى المزدوجة ، والضفيرة الوركي ، والجلد ، والغدة الصعترية ، والعين الكاملة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تقنيات فعالة لأخذ عينات شاملة من الأنسجة التي يمكن الوصول إليها في Xenopus البالغين
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
لطالما كان Xenopus كائنا نموذجيا محوريا للتحقيق في تطور الفقاريات وأمراضها ، مما يوفر رؤى عميقة حول العمليات الخلوية ووظيفة الجينات. على الرغم من ثروة المعلومات حول Xenopus الجنيني ، لا تزال هناك فجوة كبيرة في الطرق الموحدة لأخذ عينات الأنسجة البالغة ، خاصة بالنسبة للأساليب الحديثة مثل البروتينات الكمية. تقدم هذه الدراسة بروتوكولا شاملا لأخذ عينات سريعة ودقيقة وفعالة من أنسجة متعددة في Xenopus البالغين. يعالج البروتوكول التحديات المرتبطة بالاختلافات التشريحية الدقيقة مقارنة بالأنوران الأخرى ، مما يضمن قابلية التكاثر حتى بالنسبة لأولئك الذين لديهم خبرة محدودة في تشريح الضفادع. تم تحسين هذا البروتوكول للتحليلات الكيميائية الحيوية عالية الجودة من خلال إعطاء الأولوية لنضارة العينة. نحن نسهل الجمع السريع لما يصل إلى 18 نسيجا في غضون ساعة. بالإضافة إلى ذلك ، تنطبق الطرق على الظروف المنفوخة وغير المنفخة ، مما يوفر المرونة لمجموعة من الاحتياجات التجريبية. لا يملأ هذا العمل فجوة منهجية حرجة ل Xenopus laevis و tropicalis فحسب ، بل يعمل أيضا كمورد قيم للباحثين الذين يتكيفون مع التقنيات مع نماذج البرمائيات المماثلة ، وبالتالي تعزيز نطاق وموثوقية الدراسات البيولوجية والتطورية المقارنة.
المقدمة
يقدم Xenopus مزايا فريدة على الفئران وأسماك الزرد والكائنات الحية النموذجية الأخرى لدراسة الأمراض البشرية ، لا سيما في السياقات التنموية والتطورية. يتيح نموها الجنيني الخارجي والأجنة الكبيرة التي يمكن التلاعب بها بسهولة المراقبة في الوقت الفعلي والتدخلات التجريبية (على سبيل المثال ، تطعيم الأنسجة ، وتحرير الجينات) التي تمثل تحديا في الفئران ، والتي تتطور داخليا وتتطلب إجراءات جراحية. بالإضافة إلى ذلك ، توفر أطراف القلب ورباعية الأرجل المكونة من ثلاث غرف في Xenopus جسرا تطوريا مباشرا لدراسة العيوب الخلقية1 ، وتجديد الأطراف2 ، وتطور القلب3. على عكس الفئران ، يمكن للضفادع الصغيرة Xenopus تجديد الأطراف والأعضاء ، ونمذجة عمليات التجدد الغائبة في الثدييات ، بينما تسمح مرحلة حياتها المائية بدراسة غير جراحية للتأثيرات البيئية أو السمية. إلى جانب التكاثر الأسرع والتكاليف المنخفضة والقيود الأخلاقية الأقل ، يتفوق Xenopus على الدراسات الميكانيكية عالية الإنتاجية لتكوين الأعضاء واستجابات الإجهاد التي يصعب تكرارها في أنظمة الثدييات.
تهدف هذه الورقة إلى تقديم إرشادات واضحة لأخذ عينات دقيقة وقابلة للتكرار من الأعضاء لأنسجة Xenopus البالغة ، كما هو متاح ل Xenopus tadpies4. في حين يتوفر "تشريح رقمي"5 و "تصوير التصوير المضغوط الدقيق"6 ل Xenopus البالغ ، فإن تحقيق أخذ عينات متسقة من الأعضاء والأنسجة في Xenopus البالغ يظل صعبا بدون التعليمات التفصيلية المقدمة لنماذج البالغين الأخرى ، مثل الفئران7،8،9.
على الرغم من توفر دليل عينة لستة أنسجة مهمة10 ، إلا أنه لا يوجد دليل تشريح وأخذ عينات محدد وشامل ل Xenopus متاح حاليا. يوجد دليل تشريح شامل ل Rana sp.11 وتتوفر العديد من كتيبات تشريح الفصول الدراسية للأنورانالآخرين 12 ، ومع ذلك ، بالنسبة للأفراد الذين يفتقرون إلى الخبرة في تقنيات أخذ العينات أو تشريح البرمائيات ، فإن الاختلافات الدقيقة بين Xenopus والأنوران الأخرى تجعل الموارد الحالية غير كافية لأخذ عينات الأنسجة المتسقة والقابلة للتكرار.
تم تطوير هذا الدليل لإعطاء الأولوية لنضارة الأنسجة للبروتينات والكيمياء المناعية. لمستخدم متمرس, يمكن جمع جميع الأنسجة من فرد واحد في أقل من ساعة. يوصى بأنه إذا كان المستخدم يفتقر إلى الخبرة ، فإنهم يحاولون هذا البروتوكول على العينات التي تم قتلها رحيما لأسباب أخرى قبل التضحية بأي يصعب استبداله.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على جميع التجارب وإجراؤها وفقا لقواعد ولوائح كلية الطب بجامعة هارفارد IACUC (لجنة رعاية المؤسسية واستخدامها IS 00001365_3). إذا تم اتباع بروتوكول التروية13 قبل أخذ العينات، فانتقل إلى الخطوة 2.3.
1. التحضير (بدون نضح)
- تأكد من أن مؤسسة البحث قد وافقت على تقنية القتل الرحيم الموضحة في هذا البروتوكول.
- تحضير محلول 5 جم / لتر MS-222 (ثلاثيين ميثان سولفونات) و 5 جم / لتر بيكربونات الصوديوم (انظر جدول المواد). تحقق من الرقم الهيدروجيني للتأكد من أنه ≥7.
ملاحظة: يجب أن يكون الحجم أكبر من الحجم المطلوب لتغطية التي يتم قتلها الرحيم بالكامل. - قم بإجراء القتل الرحيم الأولي عن طريق وضع Xenopus في محلول MS-222 (من الخطوة 1.2) ، مع إبقاء مغمورا لمدة 1 ساعة14.
- ضع سطح التشريح (صينية أو لوح رغوة) على منحدر داخل حاوية ثانوية أو رتبها بطريقة أخرى لتسهيل تصريف الدم.
- بمجرد أن يكون الضفدع في المحلول لمدة 1 ساعة ، اكتمل القتل الرحيم الأولي. قم بإزالة الضفدع وتحقق من فقدان استجابة الألم عن طريق إجراء قرصة القدم.
- سجل العمر (إذا كان معروفا) والجنس والحالة الصحية للحيوان الذي يتم أخذ عينات منه ، وكذلك إذا كان قد تم نقره. قم بوزن Xenopus وقم بإجراء أي قياسات إضافية مطلوبة قبل أخذ العينات.
- ضع الضفدع على ظهره وقم بتثبيت الأطراف الأمامية القريبة من الجسم (الشكل 1 أ).
- باستخدام مقص التشريح ، قم بقطع الجلد ، وأعلى خط الوسط ، ثم بشكل جانبي ، وعمل سوحلين.
- حدد الخط ألبا (الشكل 1 ب). استخدم الملقط لإمساك الخط ألبا وسحبه بعيدا عن التجويف الغوطيني. استخدم المقص بعناية لقطع الرأس ، من خلال العضلات. اصنع لوحتين من جدار التجويف وقم بقص أو تثبيت جميع اللوحات بعيدا عن الطريق.
- حدد القلب الذي يجب أن يظل ينبض. إذا لم يكن الوصول إلى القلب سهلا ، فاستخدم مقص تشريح لتقليل عظام الغرابي (الشكل 1 ب).
ملاحظة: إذا توقف القلب عن النبض قبل أخذ العينة ، فقد تعرضت نضارة العينة للخطر. - إذا رغبت في ذلك ، أكمل بروتوكول التروية السريع9.
2. أخذ العينات
ملاحظة: إذا تم إدراج ، فانتقل إلى الخطوة 2.3. يجب أن تكون جميع الهوامش حوالي 25 مم. يجب مسح الملقط والمقص نظيفا أو استبداله بين العينات. يجب أخذ عينات من جميع الأنسجة في غضون ساعة واحدة من القتل الرحيم ، للحصول على أقصى قدر من النضارة.
- باستخدام ماصة النقل ، اشطف التجويف الغوفي باستخدام PBS المبرد أو 0.7x PBS15 لتنظيف الدم والحفاظ على الرؤية.
- حدد التامور الرقيق (الشكل 2 أ) واسحبه مشدودا باستخدام ملقط الأنسجة. باستخدام طرف مقص استئصال القزحية ، قم بثقبه برفق ، مع الحرص على عدم قطع الأنسجة الأساسية. قشر التامور بعيدا عن حجرات القلب الثلاث (الشكل 2 ب).
- قم بقص الأذنين عن طريق قصها حيث تلتقي بالبطين والجذع الشرياني.
- استخدم الملقط لإمساك البطين من القمة وقطعه أسفل المكان الذي يلتقي فيه بالجذع الشرياني ، تاركا هامشا (الشكل 2 ج).
- افحص البطين بصريا تحت التكبير للتأكد من عدم وجود أنسجة غير مرغوب فيها.
ملاحظة: قد يشمل مركز البطين أنسجة الصمام الحلزوني فاتح اللون. يمكن الاحتفاظ بهذا. في غير المصابة بالدموع ، قد تكون إزالة البطين مؤهلا للقتل الرحيم الثانوي (يسمى أيضا التخدير النهائي). - مباشرة بعد أخذ العينات ، اشطف عينات الأنسجة في PBS المبرد أو 0.7x PBS ، اعتمادا على الاحتياجات التجريبية15.
ملاحظة: في المصابة ، من المتوقع أن تشطف جميع الأنسجة باستثناء الكبد بشكل نظيف. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فيجب تدوين ملاحظة. في الأنسجة غير المنفخة ، ستكون جميع وسائط الشطف مشبعة بالدم. يجب اتباع الخطوات 2.5-2.6 بعد أخذ عينات من كل نسيج. - لاحظ أن الجذع الشرياني يتقسم إلى جذعين الأبهري (وتسمى أيضا الشريان الأورطي الجانبي) وأن كل منهما ينقسم إلى ثلاثة أقواس شريانية (الشكل 2 د). اسحب جذع الشريان مشدودا وقطع جذوع الأبهر مباشرة بعد انقسام هذه الأقواس.
- راقب الفصوص الثلاثة للكبد (الشكل 3 أ). أمسك شفة الفص الأيسر (على يمين المشاهد) وارفعها برفق حتى تكون القنوات الكبدية والكيسية مرئية. عينة الجزء السفلي 2/3 من الفص ، أسفل هذه المرفقات (الشكل 3 ب).
- تحديد المرارة ، والتي قد تختلف اختلافا كبيرا في اللون. أمسك المرارة ، واسحبها بعيدا عن الفص الأيمن للكبد ، واقطع ارتباطها (الشكل 3 ج). إذا لم تنفجر ، فقم بتمزيقها بمقص استئصال القزحية.
- أمسك قمة الرئة واسحبها مشدودة. لاحظ نسيج الحويصلات الهوائية ، وحدد أين ينتهي هذا الملمس وتبدأ القصبات الهوائية. قطع عند هذا الهامش (الشكل 3 د). إذا تم دمج الرئة مع الصفاق ، فقم بفصله بعناية.
- تحديد المبيض المغلف بطبقة من الصفاق الحشوي تسمى الظهارة الجرثومية قم بتحريك الفصوص برفق حتى تصبح على جانبيها لجعل منطقة التعلق مرئية (الشكل 4 أ) ؛ هذه المرفقات بطنية مباشرة للكلية المزدوجة. باستخدام المقص ، قم بإزالة المبايض بالقرب من الكلى قدر الإمكان ، دون إتلافها (الشكل 4 ب). خلال هذه العملية ، إذا تسربت البويضات ، فقم بأخذ عينات منها ثم اشطفها.
ملاحظة: إزالة المبيض مفيدة للوصول بشكل أفضل إلى أنسجة الضفدع الأنثوي. - افحص الفص الأمامي (المعروف أيضا باسم الفص المتوسط) للكبد ولاحظ كيف يتصل بالمعدة والاثني عشر من خلال المساريق (الشكل 3 أ والشكل 4 ج). قطع الرباط المساريق والأربطة الكبدية الاثني عشر باستخدام مقص استئصال القزحية. الكتلة اللحمية المتبقية هي البنكرياس والقناة الصفراوية المشتركة.
- قطع اتصال البنكرياس والقناة الصفراوية المشتركة بالفص الأمامي للكبد ، وترك هامش. أمسك المعدة بالملقط المسنن وأحد طرفي البنكرياس بملقط الأنسجة. تحت التكبير ، قم بإزالة البنكرياس برفق من المعدة (الشكل 4 د).
- إذا لم يخرج البنكرياس بشكل نظيف ، فقم بالتقاط أنسجة البنكرياس المتبقية. بدلا من ذلك ، افصل البنكرياس بشكل منهجي باستخدام مقص استئصال القزحية وملقط الأنسجة.
ملاحظة: بالإضافة إلى القناة الصفراوية المشتركة ، من المتوقع أن يتم تضمين بعض المساريق وقناة البنكرياس في هذه العينة.
- إذا لم يخرج البنكرياس بشكل نظيف ، فقم بالتقاط أنسجة البنكرياس المتبقية. بدلا من ذلك ، افصل البنكرياس بشكل منهجي باستخدام مقص استئصال القزحية وملقط الأنسجة.
- حدد الطحال وأخذ عينات منه عن طريق قطع ارتباطه بالصفاق (الشكل 4E).
- قم بإزالة أنسجة الكبد المتبقية والتخلص منها.
- قم بإزالة الرئة الأخرى والشعب الهوائية المتبقية حيث تلتصق بالحنجرة. أمسك الحنجرة من نهايتها السفلية ، وابدأ في رفعها من التجويف ، وقطع المرفقات الواضحة عندما تصبح واضحة.
- عندما يتم رفع الحنجرة ، سيصبح ارتباطها بالمريء ملحوظا. قشر بعناية وقطع أنسجة المريء بعيدا عن الحنجرة باستخدام مقص استئصال القزحية المنحني (الشكل 5 أ). ثم اسحب الحنجرة لأسفل وقم بقصها بعيدا عن تجويف الفم. قص أي مرفقات واضحة تصبح واضحة.
- لاحظ انحناء المعدة الذي يميزها عن المريء ، وكذلك تقييد البواب الذي يميز المعدة عن الأمعاء (الشكل 5 ب). قطع القناة الهضمية مباشرة أمام انحناء المعدة ، وفصلها عن المريء.
- افتح الفم وحدد الفتحة المشتركة لأنابيب استاكيوس على سطحه16. مع فتح الفم ، اسحب المريء لملاحظة ارتباطه (الشكل 5 ج). ارفع المريء من التجويف ، وقطع المرفقات الشفافة على طول الطريق. افصل المريء عن التجويف الشدقي أسفل فتحة استاكيوس مباشرة.
- أمسك المعدة واقطعها حيث تلتقي بالاثني عشر ، عند تقييد البواب (الشكل 5 أ ، ب).
- اسحب القولون مشدودا واقطعه بالقرب من العباءة قدر الإمكان (الشكل 5 د). اسحب الأمعاء للخارج ، وقطع أي مرفقات بريتونية واضحة.
- إذا كان الضفدع ذكرا ، فحدد الخصيتين وقم بإزالة أحدهما باستخدام مقص استئصال القزحية ، مع الحرص على عدم إتلاف الكلية الأساسية (الشكل 6 أ).
- ندف الأجسام الدهنية بحيث تكون على جانبيها ؛ ستكون المنطقة الموجودة فوق الكلى ، حيث يتصل الجسم الدهني بالصفاق ، مرئية. أمسك قاعدة أي من الجسم الدهني واستخدم المقص لقطعه بعيدا عن الصفاق ، مع ترك هامش (الشكل 6 ب).
- حدد المثانة البولية وقم بإزالتها ، وقطع أقرب ما يمكن من العباءة (الشكل 6 ج).
- إذا كان الضفدع أنثى أو له قناة بيض أثرية مميزة ، فأمسك الطرف السفلي لقناة البيض ، واسحبه بعيدا عن العباءة ، واقطعه بالقرب من العباءة قدر الإمكان (الشكل 6 د). اسحب قناة البيض من التجويف الغوفي ، وقطع أي مرفقات بريتونية عندما تصبح واضحة (الشكل 6 ه).
- قم بإزالة الأجسام الدهنية المتبقية والخصيتين أو قناة البيض والتخلص منها.
- استخدم الملقط لإمساك الكلى في قاعدتها السفلية ولاحظ أنها مغطاة بالصفاق الصافي (خلف الصفاق)17. اقطع الصفاق من قاعدة الكلية (الشكل 7 أ) ثم ارفع الكلى من التجويف الغوفي (الشكل 7 ب) ، باستخدام المقص لقطع الصفاق حسب الحاجة.
- تحت التكبير ، قم بقطع الصفاق الزائد وأي جسم دهني متبقي أو مبيض أو أنسجة الخصيتين.
- مراقبة حزمة الأعصاب الطرفية التي تربط نهاية العمود الفقري بكل ساق. هذه هي الضفيرة الوركي. أمسك حزمة الأعصاب بالملقط واقطعها عند خروجها من التجويف الغوفي (الشكل 7 ج). ارفع الحزمة من التجويف واقطعها حيث تغادر الأعصاب العمود الفقري (الشكل 7 د).
- قم بإزالة المسامير من ، واقلبها على فتحة الأنف ، وأعد تثبيت أطراف. حدد أيا من الأطراف الخلفية لأخذ عينات من قدم هذا الطرف وتثبيتها.
- قم بإزالة سديلة الجلد على شكل لوز من فوق المعدة / الظنبوب (الشكل 8 أ ، ب).
- أمسك جلد الظهر واقطعه بشكل جانبي بحيث يكون هناك قطع مستمر حول الجزء الأوسط من (الشكل 8 ج).
- قم بإزالة المسامير ، وتأمين الساقين بيد واحدة ، وامسك الجلد الظهري الأمامي بالملقط المسنن. جلد عن طريق سحب الجلد الظهري لأعلى فوق الرأس والذراعين باستخدام القوة (الشكل 8 د).
- حدد الكتلة الدهنية التي تغطي مفصل الفك ، وافصل الهامش الخلفي للكتلة من حيث يتم دمجها مع أنسجة العضلات الوردية ، ثم استخدم مقص استئصال القزحية لقطعها بعيدا عن العظم الأساسي (الشكل 9 أ). اعتمادا على عمر ونضجه ، ستظهر مجموعة من الميلانوفورات (الشكل 9 ب). تقليم الكتلة لأسفل بحيث لا يتم إرفاق أي مرفقات عضلية أو غضاريف.
- أعد وحدد عين. أدخل مقص استئصال قزحية العين المنحني في المدار حول انحناء العين (الشكل 9C). قطع برفق حول العين ، وقطع المرفقات العضلية.
- حرك المقص بشكل أعمق في المدار وافصل العصب البصري خلف العين. استخدم هذه المقصات لإخراج العين من المدار ثم تقليل أي مرفقات عضلية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
باتباع جميع خطوات هذا البروتوكول ، تم استئصال بطين القلب ، والجذع الشرياني ، وفص الكبد الأيسر ، والمرارة ، والرئة ، والبنكرياس ، والطحال ، والحنجرة ، والمريء ، والمعدة ، والأمعاء ، والخصيتين ، والأجسام الدهنية ، وقناة البيض ، والكلى المزدوجة ، والضفيرة الوركي ، والجلد ، والغدة الصعترية ، والعين بأكملها في غضون ساعة من القتل الرحيم (انظر الشكل 1 ، الشكل 2 ، الشكل 3 ، الشكل 4
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
تم تصميم البروتوكول المقدم هنا لتوفير المرونة للمستخدمين على مستويات الخبرة المختلفة مع ضمان جمع الأنسجة الأساسية في الوقت المناسب وبطريقة فعالة. ينصح المستخدمون الجدد باتباع كل خطوة في البروتوكول كما هو موضح لضمان الجمع المنهجي للأنسجة. ومع ذلك ، قد يختار المستخدمون الأكثر خبرة تخطي خطوات معينة وأخذ عينات فقط من الأنسجة التي يحتاجونها. على سبيل المثال ، يمكن الوصول إلى الطحال ، الموجود خلف المساريق ، دون أخذ عينات من البنكرياس ببساطة عن طريق تحريك المعدة. تسمح هذه القدرة على التكيف بتخص...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
وليس لدى أصحاب البلاغ مصالح متنافسة يعلنون عنها.
شكر وتقدير
تم دعم هذا العمل من خلال ODO31956 منحة OD R24 من المعاهد الوطنية للصحة. نود أيضا أن نشكر سامانثا جالبرت وجيل رالستون على مساعدتهما ودعمهما.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 1x PBS & nbsp ؛ | Corning | 21-040-CV | |
| 5x عدسة مكبرة مع ضوء LED وحامل | amazon.com | ينتج B08QJ6J8P1 ضوء الحرارة | |
| ماصات نقل يمكن التخلص | منها VWR | 414004-036 | |
| تشريح ملقط مدبب ناعم | فيشر ساينتفيك | 08-875 | |
| تشريح مقص حاد ، مستقيم 6.5 بوصة | VWR | 76457-374 | |
| تشريح | فيشر Scientific | 14-370-284 | صفائح الستايروفوم هي حاوية بديلة مقبولة |
| للقتل الرحيم | حاوية البلاستيك الأمريكي ؛ | العنصر 2860 | حاويات غير شفافة بديلة مقبولة |
| غطاء حاوية القتل الرحيم | Plastic ؛ | العنصر مقص قزحية القزحية 3047 | |
| 6 " | VWR | 470018-938 | مقص القزحية هو بديل مقبول |
| MS-222: سينكاين (tricaine سابقا) | ملقط أنسجة أسنان الفئران Pentair AES | TRS1 | |
| 5.5 بوصة ، الفولاذ المقاوم للصدأ | فيشر Scientific | S08100 | |
| بيكربونات الصوديوم ، مسحوق ، USP | Fisher Scientific | 18-606-333 | |
| ملقط العينة ، | VWR | 82027-442 | |
| لتشريح | Fisher Scinetific | S99385 |
المراجع
- Duncan, A. R., Khokha, M. K. Xenopus as a model organism for birth defects—Congenital heart disease and heterotaxy. Semin Cell Biol. 51, 73(2016).
- Kawasumi-Kita, A., et al. hoxc12/c13 as key regulators for rebooting the developmental program in Xenopus limb regeneration. Nat Commun. 15, 3340(2024).
- Hoppler, S., Conlon, F. L. Xenopus: experimental access to cardiovascular development, regeneration discovery, and cardiovascular heart-defect modeling. Cold Spring Harb Perspect Biol. 12 (6), a037200(2020).
- Patmann, M. D., Shewade, L. H., Schneider, K. A., Buchholz, D. R. Xenopus tadpole tissue harvest. Cold Spring Harb Protoc. 2017 (11), (2017).
- Porro, L. B., Richards, C. T. Digital dissection of the model organism Xenopus laevis using contrast-enhanced computed tomography. J Anat. 231 (2), 169-191 (2017).
- Laznovsky, J., et al. Unveiling vertebrate development dynamics in frog Xenopus laevis using micro-CT imaging. Gigascience. 13, giae037(2024).
- Ruehl-Fehlert, C., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 1. Exp Toxicol Pathol. 55 (2-3), 91-106 (2003).
- Kittel, B., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55 (6), 413-431 (2004).
- Morawietz, G., et al. Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice—Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups. Exp Toxicol Pathol. 55 (6), 433-449 (2004).
- Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. Techniques for rapidly sampling six crucial organs in adult Xenopus. J Vis Exp. (204), (2024).
- Lőw, P., Molnár, K., Kriska, G. Dissection of a frog (Rana sp.). Atlas of animal anatomy and histology. , Springer. Cham. 213-263 (2016).
- O'Rourke, D. P. Amphibians used in research and teaching. ILAR J. 48 (3), 183-187 (2007).
- Jonas-Closs, R. A., Peshkin, L. Effective rapid blood perfusion in Xenopus. J Vis Exp. (195), e65287(2023).
- AVMA guidelines for the euthanasia of animals. 37, 2020 edition, AVMA Veterinary Medical Association. https://www.avma.org/resources-tools/avma-policies/avma-guidelines-euthanasia-animals (2020).
- Balls, M., Worley, R. S. Amphibian cells in vitro. II. Effects of variations in medium osmolarity on a permanent cell line isolated from Xenopus. Exp Cell Res. 76 (2), 333-336 (1973).
- Mason, M., Wang, M., Narins, P. Structure and function of the middle ear apparatus of the aquatic frog, Xenopus laevis. Proc Inst Acoust. 31, 13-21 (2009).
- Holz, P. H., Raidal, S. R. Comparative renal anatomy of exotic species. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 9 (1), 1-11 (2006).
- Adamson, R. H. Permeability of frog mesenteric capillaries after partial pronase digestion of the endothelial glycocalyx. J Physiol. 428, 1-13 (1990).
- O'Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio Protoc. 6 (4), e1733(2016).
- Vitt, L. J., Caldwell, J. P. Anatomy of amphibians and reptiles. Herpetology: An Introductory Biology of Amphibians and Reptiles. , Academic Press. 35-81 (2009).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
