يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

توصيل الخلايا الجذعية الموجهة بالموجات فوق الصوتية الدقيقة لإصلاح الأوعية الدموية في أمراض الأبهر

1.1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/68433

⸱

يونيو 20, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Pathophysiology, School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 2Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 3Core Facilities Centre, Capital Medical University, 4Department of Radiology, The Second Medical Center & National Clinical Research Center for Geriatric Diseases, Chinese PLA General Hospital, 5Department of Cardiology, The First Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 6School of Basic Medical Sciences, Capital Medical University, 7College of Basic Medicine, Inner Mongolia Medical University, 8State Key Laboratory of Neurology and Oncology Drug Development, 9Chinese Institute for Brain Research

في هذه المقالة

ملخص

تقدم هذه الورقة بروتوكولا للتوصيل الدقيق الموجه بالموجات فوق الصوتية للخلايا الجذعية الوعائية إلى جدار الأوعية الدموية الأبهري. تستهدف هذه التقنية بشكل فعال جدار الأوعية الدموية وتعزز إصلاح الأوعية الدموية في تمدد الأوعية الدموية الأبهري والتسلخ.

الملخص

تمدد الأوعية الدموية الأبهري وتمزق التسلخ هي حالات طوارئ قلبية وعائية تهدد الحياة. الوقاية المبكرة والسيطرة على تطور المرض ضروريان لتحسين نتائج المرضى. تلعب الخلايا الجذعية الوعائية دورا مهما في إصلاح إصابات الأوعية الدموية عبر أمراض الأوعية الدموية المختلفة. ومع ذلك ، تواجه علاجات حقن الخلايا الجذعية داخل الأوعية الدموية تحديات في ضمان النقش الفعال للخلايا الجذعية الخارجية داخل جدار الأوعية الدموية.

لاستكشاف نهج أكثر فعالية والحد الأدنى من التوغل لتوصيل الخلايا الجذعية في أمراض الأبهر ، قمنا بتطوير تقنية توصيل الخلايا الجذعية الموجهة بدقة بالموجات فوق الصوتية. على وجه التحديد ، استخدمت هذه التقنية نظام تصوير بالموجات فوق الصوتية بلون صغيرة فائقة الدقة لتحديد موقع جدار الأوعية الدموية للشريان الأورطي الصاعد بدقة في نماذج الفئران المرضية الأبهري. بعد ذلك ، تم حقن 1 × 106 ملي خلايا جذعية وعائية تحمل علامة الكرز مختلطة في 25 ميكرولتر من ماتريجل باستخدام إبرة 29 جرام. تمت مراقبة تطور المرض عن طريق الموجات فوق الصوتية للحيوانات الصغيرة. أخيرا ، تم حصاد الشريان الأورطي وتحليله باستخدام التصوير ثلاثي الأبعاد باستخدام مجهر ورقي ضوئي لتتبع الخلايا الجذعية الوعائية المحقونة.

توضح النتائج المذكورة أعلاه أن الخلايا الجذعية الوعائية المحقونة تم تسليمها بدقة إلى جدار الأوعية الدموية للشريان الأورطي الصاعد بأقل قدر من التوغل ، مما يعزز بشكل فعال إصلاح الأوعية الدموية في تمدد الأوعية الدموية الأبهري والتسلخ. توفر تقنية توصيل الخلايا الجذعية الموجهة بالموجات فوق الصوتية طريقة واعدة طفيفة التوغل لزرع الخلايا الجذعية ، مما قد يتحكم في تطور تمدد الأوعية الدموية الأبهري والتسلخ وأمراض القلب والأوعية الدموية الأخرى ذات الصلة في العيادات في المستقبل.

المقدمة

تمدد الأوعية الدموية الأبهري وتسلخها (AAD) هي أمراض القلب والأوعية الدموية الشائعة والمميتة للغاية ، وتتميز عادة بالظهور الخبيث والتقدم السريع. يتراوح معدل الإصابة بمرض AAD من 1.3٪ إلى 8٪ ، مع ما يقدر بنحو 150,000 إلى 200,000 حالة وفاة على مستوى العالم كل عام1،2. بسبب الظهور الحاد والأعراض السريرية الدقيقة ، يكون العديد من المرضى في حالة حرجة بحلول وقت التشخيص ، ويفقدون النافذة المثلى للعلاج. على الرغم من أن العلاجات الدوائية ، مثل حاصرات β الأدرينالية وحاصرات مستقبلات الأنجيوتنسين ، يمكن أن تبطئ توسع تمدد الأوعية الدموية إلى حد ما ، إلا أن هذه العلاجات توفر في المقام الأول راحة الأعراض ولم يثبت أنها تمنع بشكل فعال ظهور أو تطور AAD3.

حاليا ، تعتمد الإدارة السريرية بشكل أساسي على التدخلات الجراحية ، بما في ذلك إعادة بناء جذر الأبهر ، واستبدال الأبهر الصاعد ، وجراحة بنتال ، وإصلاح الأوعية الدموية لتمدد الأوعية الدموية الأبهري4،5. ومع ذلك ، بالنسبة للمرضى الذين يعانون من اضطراب العين الوراثي ، وخاصة أولئك الذين لم يصلوا بعد إلى المؤشرات الجراحية ، فإن العلاجات المسببة الفعالة غير موجودة ، وتكافح الأساليب الدوائية للسيطرة على تطور المرض على المدى الطويل. في المرضى الذين يعانون من متلازمة مارفان (MFS) ، على الرغم من أن العلاج الطبي يمكن أن يؤخر تمدد الأبهر ، تشير الدراسات إلى أن بعض الأفراد يعانون من معدل أسرع من تمدد الأبهر ويواجهون خطرا أكبر للإصابة بتسلخ الأبهر5. لذلك ، فإن توفير تدخلات فعالة لهؤلاء المرضى ، الذين لا يستوفون المعايير الجراحية بعد ، لا يزال يمثل تحديا سريريا كبيرا. أصبح تطوير استراتيجيات علاجية أكثر استهدافا قضية رئيسية يجب معالجتها في علاج أمراض الأبهر.

ينطوي التسبب في مرض AAD في المقام الأول على موت الخلايا المبرمج الواسع لخلايا العضلات الملساء (SMCs) وترقق الوسائط ، مما يؤدي إلى الهشاشة الهيكلية لجدار الأبهر. على وجه التحديد ، يعد الفقدان التدريجي ل SMCs الأبهري سمة مميزة ل AAD ، ويتجلى ذلك في موت الخلايا المبرمج SMCs ، وتدهور المصفوفة خارج الخلية (ECM) ، وتسلل الخلايا المناعية ، وزيادة الإجهاد التأكسدي2. الخلايا الجذعية الوعائية هي نوع من الخلايا الجذعية البالغة الموجودة في جدار الوعاء الدموي ، وقادرة على التمايز إلى الخلايا الجذعية الجذعية أو الخلايا البطانية. في ظل الظروف الفسيولوجية الطبيعية ، تظل الخلايا الجذعية هادئة ، ولكن في ظل الظروف المرضية ، يتم تنشيطها ، وتخضع للتجديد الذاتي والتمايز للمساهمة في إصلاحالأنسجة 6. أكدت الدراسات الحديثة على الدور الحاسم للخلايا الجذعية لجدار الأوعية الدموية في إصابة الأوعية الدموية ، لا سيما في إعادة تشكيل ترقيع الأوردة ، وتصلب الشرايين ، وتضيق التوتر ، وارتفاع ضغط الدم ، وفي الأمراض أو الحالات المرضية مثل AAD7،8،9،10،11،12،13.

في حين أن التقنيات الحالية لتوصيل الخلايا الجذعية - مثل الحقن الموضعي الخاص بالأنسجة والتسريب الوريدي الجهازي - متقدمة نسبيا ، فإن توصيل الخلايا الجذعية إلى جدار الأبهر يمثل تحديات كبيرة14،15. إن تدفق الدم السريع في الشريان الأورطي ، إلى جانب الانقباض الديناميكي واسترخاء جدار الأوعية الدموية ، يجعل من الصعب تحقيق توصيل الخلايا بكفاءة وضمان بقاء الخلايا المزروعة في أنسجة الأوعية الدموية على المدى الطويل.

في هذه الدراسة ، نصف تقنية جديدة مغلقة لحقن غشاء epi لجدار الأوعية الدموية والتي تتيح توصيل الخلايا الجذعية لجدار الأوعية الدموية بأقل قدر من التوغل والمستهدف بدقة تحت توجيه الموجات فوق الصوتية. يوفر هذا النهج ميزة سهولة الأداء ، دون الحاجة إلى بضع الصدر أو بضع البطن ، ويتجنب المضاعفات المرتبطة بها. كما أنه يسمح بمرونة أكبر أثناء عملية الحقن ، مما يتيح التركيز المستهدف للخلايا الجذعية في المنطقة المرغوبة مع تقليل الاستجابات المناعية والآثار الجانبية الأخرى. علاوة على ذلك ، تسمح التطورات في تقنية التنظيف البصري للأنسجة الآن بالتصوير ذو الدقة تحت الخلوية لجسم الفئران بالكامل ، مما يوفر تطبيقات واسعة في إعادة بناء هياكل الأنسجة عالية الدقة وثلاثية الأبعاد ، والتحقيق في الآليات المرضية ، ونمذجة الأمراض ، وفحص الأدوية. عند دمجها مع الفحص المجهري للورقة الضوئية ، توفر هذه التقنية تصويرا ثلاثي الأبعاد بدقة مكانية عالية16. باستخدام هذا النهج ، يمكننا تتبع الخلايا الجذعية الوعائية المحقونة ومراقبة قدرتها على الهجرة. وبالتالي ، فإن توصيل الخلايا الجذعية الموجهة بالموجات فوق الصوتية يمثل طريقة واعدة طفيفة التوغل لزرع الخلايا الجذعية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يتم إجراء جميع الإجراءات التجريبية وفقا للوائح لجنة أبحاث بجامعة كابيتال الطبية وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة رعاية وأخلاقيات جامعة العاصمة الطبية.

1. تحضير الخلايا الجذعية الوعائية المحقونة

ملاحظة: للتحقق من حالة ما بعد الحقن وتأثيرات الخلايا الجذعية الوعائية ، يتم عزل خلايا Sca1 + باستخدام اختيار الخرزة المغناطيسية المناعية كما هو موضح سابقا17،18،19 ، ويتم نقلها بفيروس عدسي يحمل مراسل mCherry للمراقبة اللاحقة لموقع الخلية وتوزيعها ، ثم زراعتها. يتم استخدام الخلايا من الممرات 5 أو الإصدارات السابقة ذات ظروف نمو جيدة وتعبير Sca1 + المسمى mCherry للتجارب اللاحقة20.

  1. احصد الشريان الأورطي من الفئران C57BL / 6J التي يبلغ عمرها 6-8 أسابيع ، وافصل الأنسجة العرضية تحت المجهر ، وافرمها إلى حوالي 0.5 مم. ضع 0.04٪ جيلاتين على قاع قارورة الثقافة عند 37 درجة مئوية في حاضنةCO2 بنسبة 5٪ لتعزيز ارتباط الخلايا وتكاثرها. بعد 20 دقيقة ، قم بشفط الجيلاتين وضع الأنسجة المفرومة في قاع قارورة الثقافة17،21 ، بحيث يكون الجزء السفلي متجها لأعلى لمدة 2-3 ساعات. بعد أن يتم ربط الأنسجة بإحكام بقاع قارورة الثقافة ، ضع الجزء السفلي من قارورة المزرعة لأسفل ، وأضف وسط الثقافة إلى القارورة ، واحتضن عند 37 درجة مئوية في حاضنة ثاني أكسيد الكربونبنسبة 5 ٪.
  2. بعد 3 ساعات ، قم بإزالة قارورة المزرعة ، وأضف وسط DMEM الذي يحتوي على 20٪ مصل بقري للجنين ، 10 نانوغرام / مل LIF ، 100 وحدة / مل بنسلين / ستربتومايسين.
  3. بعد 3 أيام ، بمجرد أن تهاجر الخلايا من الأنسجة وتصل إلى 80٪ -90٪ من التقاء ، أضف 0.05٪ من التربسين وزراعتها بنسبة 1: 3.
  4. بالنسبة للمرور 3 ، استبدل الوسط ب DMEM الذي يحتوي على 15٪ مصل بقري جنيني. بالنسبة للمرور 5 ، استبدل الوسط ب DMEM الذي يحتوي على 10٪ مصل بقري للجنين (تظل المكونات الأخرى دون تغيير).
  5. هضم خلايا الأوعية الدموية العرضية واحتضانها على الجليد باستخدام الميكروبيدات المضادة ل Sca1 + . أضف تعليق الخلية إلى عمود مجهز بنظام فرز الخلايا المغناطيسية واجمعها18. استخدم الخلايا ذات ظروف النمو الجيدة من الممرات 5 أو أقدم للتجارب اللاحقة.
    ملاحظة: لضمان حيوية الخلية ، يوصى بأن تتمتع خلايا الحقن في الجسم الحي بصلاحية ≥90٪ ، على النحو الذي يحدده تلطيخ Trypan الأزرق.
  6. قبل ساعة واحدة من الحقن ، أضف 0.05٪ تريبسين إلى الخلايا ، وعدها باستخدام مقياس كثافة الدم ، وقم بإزالة المادة الطافية عن طريق الطرد المركزي في درجة حرارة الغرفة عند 200 × جم لمدة 5 دقائق.
  7. أعد تعليق الخلايا في Matrigel (مذابة مسبقا عند 4 درجات مئوية) بتركيز 4 × 107 خلايا / مل كناقل لزرع الخلايا الجذعية ، لتقليد بيئة النمو في الجسم الحي. قم بدوامة الخليط برفق واتركه على الثلج حتى يصبح جاهزا للحقن.

2. تحضير الفئران قبل الجراحة

  1. أخضع الفئران للصيام قبل 12 ساعة من الحقن دون تقييد الماء.
  2. امسح غرفة تحريض التخدير ومنصة الموجات فوق الصوتية جيدا باستخدام 75٪ من الإيثانول.
  3. ضع مرهم العين ، وضع الماوس في غرفة تحريض التخدير ، مع ضبط تدفق الأكسجين على 1 لتر / دقيقة وضبط تركيز الأيزوفلوران إلى 2-3٪. انتظر حتى يختفي منعكس الألم ، مما يشير إلى التخدير الناجح ، ثم قم بإزالة الماوس بعناية من الغرفة.
  4. ضع أنف الفأر وفمه تحت قناع التخدير ، واضبط تركيز الأيزوفلوران على 1.5-2٪. ضع الماوس ظهريا على منصة 37 درجة مئوية لزيادة التعرض للبطن.
  5. ضع الجل الموصل على الأقطاب الكهربائية الأربعة على المنصة ، واستخدم شريطا طبيا لتثبيت أقدام الماوس الأربعة على الأقطاب الكهربائية لمراقبة الحالة الفسيولوجية.
    ملاحظة: يرتدي المشغل قفازات معقمة وقناعا وقبعة جراحية وثوب جراحي معقم.
  6. استخدمي قطعة قطن معقمة لوضع كريم مزيل الشعر على موقع الحقن ، واتركيه لمدة 1 دقيقة ، ثم امسحيه برفق بمسحة جديدة. تطهير موقع الحقن باستخدام صبغة اليود 3x.
  7. ثنى موقع الجراحة ، وقم بإعداد حقنة معقمة بشكل معقم ، والحفاظ على المجال المعقم.

3. الحقن الموجه بالموجات فوق الصوتية لخلايا جدار الأوعية الدموية

ملاحظة: يتم تنفيذ جميع إجراءات الموجات فوق الصوتية باستخدام نظام وبرنامج التصوير بالموجات فوق الصوتية (راجع جدول المواد). استخدم مجسات بتردد مركزي يبلغ 40 ميجاهرتز و 29 جيجا إبر يتم استخدامها.

  1. اضبط منصة الموجات فوق الصوتية على زاوية حوالي 30 درجة بالنسبة للأرضية. اجعل المشغل يواجه الجانب الأيمن للحيوان ، مع توجيه رأس إلى اليسار. ضع جل الموجات فوق الصوتية على المنطقة منزوعة الشعر والمعقمة.
  2. ضع المسبار على الجانب الأيمن من القص لعرض المحور الطويل للقوس الأبهري.
  3. قم بتحميل 25 ميكرولتر من تعليق 1 × 106 خلايا جذعية لجدار الأوعية الدموية في Matrigel في إبرة 29 G. امسح طرف الإبرة بالكحول المعقم قبل الحقن لتقليل الانغراس خارج الرحم للخلايا الجذعية.
  4. قم بتأمين المحقنة التي تحتوي على تعليق الخلية بجهاز الحقن الموجه بالموجات فوق الصوتية ، مما يضمن محاذاة اتجاه الإبرة مع المسبار وبزاوية 45 درجة بالنسبة لجدار الصدر.
  5. قم بتوجيه إبرة الحقن ببطء إلى مجال رؤية الموجات فوق الصوتية ، واضبطها على المستوى البؤري ، وقم بمحاذاة خط الوسم لمسار الحقن.
  6. عندما تقترب الإبرة من حافة الجلد ، استخدم ملقطا غير حاد للإمساك بالجلد وجدار البطن ، ودفع الإبرة بسرعة عبر جدار الصدر.
  7. تحت توجيه الموجات فوق الصوتية ، قم بتوجيه الإبرة إلى المنطقة العرضية بين الشريان غير المسمى والقوس الأبهري. قم بإزالة المحقنة برفق لأعلى ولأسفل لتأكيد موضع الإبرة.
  8. اضغط على المحقنة لحقن معلق الخلية في المنطقة المستهدفة.
  9. اسحب إبرة الحقن ببطء ، وقم بتطهير موقع البزل وفقا للإجراءات القياسية.
    ملاحظة: بعد العمليات الجراحية ، يجب وضع الفئران على وسادة تسخين 37 درجة مئوية حتى تصبح واعية تماما وقادرة على الحفاظ على الاستلقاء القصي ، ويجب مراقبتها باستمرار أثناء وجودها على وسادة التدفئة. بعد ذلك ، انقل إلى أقفاص نظيفة بفراش جديد. يجب إجراء المراقبة المستمرة كل ساعة لمدة 24 ساعة لتقييم المضاعفات المحتملة بعد الجراحة ، بما في ذلك الوضعية المنحنية وانخفاض النشاط.

4. توضيح أنسجة الأوعية الدموية

  1. حقن الخلايا الجذعية Sca1 + المسمى mCherry في المنطقة العرضية عند تقاطع الشريان غير المسمى والقوس الأبهري. بعد 4 أسابيع ، قم بالقتل الرحيم للفئران باستخدام ثاني أكسيد الكربون2 ، ثم اجمع أنسجة الأبهر بعد التروية.
  2. ثبت الأنسجة الأبهرية في 4٪ بارافورمالدهيد لمدة 4 ساعات في درجة حرارة الغرفة ، متبوعا بغسل PBS لمدة 3 × 1 ساعة. انقل الأنسجة إلى محلول تنظيف الأنسجة واحتضانها على منصة اهتزاز عند 37 درجة مئوية لمدة يومين لتحقيق الشفافية.
    ملاحظة: محلول إزالة الأنسجة المشار إليه عبارة عن خليط من 10٪ N-butyldiethanolamine و 10٪ Triton-X-100 المذاب في ddH2O11.
  3. اغسل المنديل لمدة 3 × 2 ساعة باستخدام PBS في درجة حرارة الغرفة. انقل الأنسجة إلى PBS التي تحتوي على الجسم المضاد الأولي CD31 (1: 100) واحتضانها عند 4 درجات مئوية لمدة 24 ساعة.
  4. بعد الغسيل لمدة 3 × 1 ساعة باستخدام PBS ، احتضان الأنسجة بالحمار المضاد للماعز (1: 800) في درجة حرارة الغرفة لمدة 3-4 ساعات ، متبوعا بغسل PBS لمدة 3 × 1 ساعة.
  5. انقل الأنسجة إلى محلول مطابقة معامل الانكسار واحتضانها لمدة يومين آخرين على الأقل لاستمرار الشفافية.
    ملاحظة: محلول مطابقة معامل الانكسار المشار إليه عبارة عن خليط من 45٪ مضاد للبيرين ، و 30٪ نيكوتيناميد ، و 0.5٪ N-butyldiethanolamine مذاب في ddH2O11.
  6. قم بإعداد جل الاغاروز بنسبة 2٪ ، وقم بتسخينه وإذابه ، وقم بتضمين الأنسجة الشفافة في هلام الاغاروز ، واتركه يبرد للحفاظ على شكله كأسطوانة بقطر 5 مم. قم بإصلاحه على مسرح مجهر الورقة الضوئية ، وقم بمسحه ضوئيا ثلاثي الأبعاد. تحت المواصفات التالية: هدف الإضاءة: وحدتان من عدسات غمس الماء 10x 0.3 الفتحة العددية (NA) ؛ هدف الكشف: وحدة واحدة من عدسة متعددة الغمر 10x 0.5 NA ؛ مغير التكبير: 1x / 0.75x ، تم إجراء التصوير.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

توصيل الخلايا الجذعية الوعائية الموجه بالموجات فوق الصوتية
في هذه الدراسة ، تم إجراء الحقن الموجه بالموجات فوق الصوتية باستخدام نظام التصوير بالموجات فوق الصوتية دوبلر الملون للحيوانات الصغيرة (الشكل 1 أ ، ب). أثناء الإجراء ، تم تثبيت الفئران على منصة الموجات فوق الصوتية الساخنة ، مع إجراء تعديلات على المنصة ومسبار الموجات فوق الصوتية حسب الحاجة (الشكل 1 ج).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تصنف AADs الناتجة عن الطفرات الجينية على أنها AAD موروثة ، من بينها MFS هو الأكثر انتشارا. يمثل AAD أكثر المضاعفات التي تهدد الحياة في MFS22. للتحقيق في هذه الحالة ، استخدمنا نموذجا راسخا للفأر من MFS (فئران Fbn1C1041G / +) ، والذي يطور تلقائيا تمدد الأوعية الدموية الأبهري ، مما يجعله مثاليا لدراسات التدخل المبكر. يتحايل هذا النموذج أيضا على تلف الأنسجة الإضافي والتباين التجريبي المرتبط بأساليب النمذجة الأخرى. في هذه الدراسة ، تم تسليم الخلايا ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل بمنحة من المشروع الوطني الرئيسي للعلوم والتكنولوجيا (2023ZD0503304) ، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (32271231) ، والبرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2023YFC3606500). نشكر الدكتور تشاو تشنغ على الدعم الفني في التصوير ثلاثي الأبعاد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
محلول الجيلاتين 0.1٪OriCell     جي إل تي -11301
1.5 مل الأنابيب الدقيقةأكسيجنMCT-150-C
10 μ أطراف الماصة Lمختبرتي -001-10
1000 μ أطراف الماصة Lمختبرتي -001-1000
أنبوب طرد مركزي 15 ملمختبرCT-002-15A
200 μ أطراف الماصة Lمختبرتي 001-200
أنبوب الطرد المركزي الصغير سعة 5 ملبيوشاربBS-50-م
أنبوب الطرد المركزي 50 ملمختبرCT-002-50A
أنتيبيرينماكلينA800873
طقم MicroBead المضاد ل Sca-1   ؛  ميلتيني بيوتيك   ؛    130-123-124
نظام Bruker Luxendo MuVi -SPIM
سي دي 31آر آند Dأف3628نسبة التخفيف 1:100
مكعب - Lمحلول تنظيف الأنسجة
مكعب RAمعامل الانكسار - حل مطابقة
دي إم إيه إمATCC30-2002
الأجسام المضادة الثانوية المضادة للماعز ، أليكسا فلور 488إنفيتروجينأ 11055نسبة التخفيف 1: 800
FBSكورنينج35-076-السيرة الذاتية
HBLV-mcherry-PURO     هانبيو
أنابيب الخالطمختبرHGT-003-200
جهاز حقن الإبرة الموجه بالصور  البصريات
حقنة الأنسوليندينار بحريني328421
إيزوفلورانأميكسينلات-YFW
مجاهر الصفائح الضوئيةBruker Luxendo       موفي - SPIM
ماتريجلكورنينج356234
محول طاقة Microscan MS400   ؛      البصريات
منصة معالجة الماوس والمراقبة الفسيولوجيةالبصريات
N-Butyldiethanolamine       ماكلين   ؛    N802391
نيكوتيناميدماكلينN814605
برنامج تلفزيونيبيوشاربBL302A
مرهم Puralube للعيونإيكول1703321138
تريتون X-100   ؛سيجما ألدريتشتي 9284
محلول البقع الأزرق من تريبانسولاربيوق0040
التربسين-EDTAجيبكو25200-072
نظام اللمجة Vevo 2100ييسويلسونيكس
نظام السكك الحديدية المتكامل Vevo IIييسويلسانيكس

المراجع

  1. Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
  2. Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
  3. Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
  4. Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
  5. Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
  6. De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
  7. Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
  8. Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
  9. Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
  10. Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
  11. Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
  12. Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
  13. Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
  14. Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
  15. Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
  16. Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
  17. Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
  18. Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
  19. Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
  20. Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
  21. Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
  22. Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
  23. Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
  24. Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الحقن الموجه بالموجات فوق الصوتيةالخلايا الجذعية الوعائيةتمدد الأوعية الدموية الأورطيتسلخ الأبهرالتصوير بالموجات فوق الصوتية للحيوانات الصغيرةمجهر الورقة الضوئيةتقنية التدخل المحدودالوسم ببروتين mCherry
توصيل الخلايا الجذعية الموجهة بالموجات فوق الصوتية الدقيقة لإصلاح الأوعية الدموية في أمراض الأبهر
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.