مقالة منهجية

نهج منظم لنزع الأنابيب في الفئران ذات التهوية الميكانيكية

762 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/68510

⸱

يوليو 18, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

في هذه المقالة

ملخص

تقترح هذه الدراسة نهجا منظما لنزع الأنبوب مصمم خصيصا لنماذج الفئران للتهوية الميكانيكية (MV). يسهل هذا النهج الانتقال السلس من التنفس المتوسط إلى التنفس التلقائي مع تقليل المضاعفات المرتبطة بنزع الأنبوب. يعزز توحيد الفطام وإدارة مجرى الهواء ورعاية ما بعد نزع الأنبوب موثوقية الدراسات التجريبية وقابليتها للتكرار.

الملخص

تستخدم التهوية الميكانيكية (MV) على نطاق واسع في الرعاية الحرجة ولكنها ترتبط بمضاعفات مختلفة تؤثر على النتائج قصيرة وطويلة المدى ، بما في ذلك إصابة الرئة الناجمة عن جهاز التنفس الصناعي ، والخلل الوظيفي في الحجاب الحاجز الناجم عن جهاز التنفس الصناعي ، وإصابات الدماغ المرتبطة بجهاز التنفس الصناعي. هذه هي المكونات الرئيسية لمتلازمة ما بعد وحدة العناية المركزة (PICS). تعتبر نماذج القوارض حيوية للتحقيق في التأثيرات المطولة والآليات الكامنة وراء MV ، ومع ذلك تظل نماذج ما بعد نزع الأنبوب الموحدة محدودة. نزع الأنبوب هو خطوة انتقالية حاسمة غالبا ما يتم إجراؤها بشكل غير متسق في نماذج الفئران الحالية ، مما يؤدي إلى الفشل والمضاعفات. تقدم هذه الدراسة نهجا منظما لنزع الأنبوب المنظم المكون من أربع خطوات لنماذج الفئران Sprague-Dawley من MV ، المصممة لتحسين الانتقال من MV إلى التنفس التلقائي مع تقليل المضاعفات المرتبطة بنزع الأنبوب. تضمن النهج: (1) بدء الفطام عن طريق تقليل تخدير البروبوفول إلى 50٪ وتقييم الاستعداد عن طريق معدل التنفس وإزاحة الصدر وغازات الدم الشرياني وردود الفعل. (2) التحضير لنزع الأنبوب من خلال إزالة مجرى الهواء والحفاظ على الأكسجين ؛ (3) تنفيذ نزع الأنبوب مع التخدير المستمر وإزالة الأنبوب المتحكم فيه ؛ و (4) توفير رعاية ما بعد نزع الأنبوب التي تتضمن المراقبة المستمرة ودعم الأكسجين. تم التحقق من صحة هذا النموذج من خلال 20 عملية سحب ناجحة بعد الإخفاقات الأولية ، ويوفر منصة قيمة لدراسة الآثار طويلة المدى للموثق المتوسط ، لا سيما في سياق PICS. تم تحسين هذا النهج لمدة 6 ساعات من الجهد المتوسط ويفترض أنه قابل للتمديد ليشمل سلالات أخرى وفترات تهوية أطول ، على الرغم من أن مثل هذه التكيفات تتطلب التحقق والمراقبة الدقيقة لضمان الموثوقية ورفاهية.

المقدمة

تظل التهوية الميكانيكية (MV) حجر الزاوية في الرعاية الحرجة ، حيث توفر الدعم التنفسي الأساسي لفشل الجهاز التنفسي الحاد وتعمل كعامل مساعد حيوي أثناء التخدير للإجراءاتالجراحية 1. ومع ذلك ، يرتبط MV بمجموعة من المضاعفات ، مثل إصابة الرئة الناجمة عن جهاز التنفس الصناعي2 ، والحجاب الحاجز الناجم عن التهوية وخلل عضلات الزفير3،4،5،6 ، وإصابة الدماغ المرتبطة بجهاز التنفس الصناعي7،8. تساهم هذه المضاعفات في فشل نزع الأنبوب والإقامة الطويلة في وحدات العناية المركزة والمستشفيات وزيادة معدل الوفيات9. مع تحسن معدلات البقاء على قيد الحياة في وحدة العناية المركزة ، تحول الاهتمام بشكل متزايد نحو العواقب طويلة المدى ل MV ، مع ظهور متلازمة ما بعد وحدة العناية المركزة (PICS) كمصدر قلق بالغ10. لا تزال الآليات الفيزيولوجية المرضية الكامنة وراء PICS غير واضحة ، ويرجع ذلك جزئيا إلى عدم وجود نماذج حيوانية موثوقة لالتقاط الفروق الدقيقة في التعافي بعد نزع الأنبوب والعواقب طويلة المدى ل MV11.

كانت نماذج الفئران محورية في تعزيز فهم الإصابات التي يسببها MV ، مما يوفر قابلية التوسع والاستنساخ والرؤى الميكانيكية. ومع ذلك ، تركز معظم النماذج الحالية على التأثيرات الحادة للموفرة المتوسطة، مع كون فغر القصبة الهوائية هو الطريقة السائدة للنفط المتوسط في الإعداداتالتجريبية 12،13،14. بينما يسهل فغر القصبة الهوائية MV والفطام بعده ، فإنه يتجاوز مجرى الهواء العلوي ، وهو حاجز تشريحي ووظيفي حرج. هذا يزيد من القابلية للإصابة بمضاعفات رئوية مثل الالتهاب الرئوي المرتبط بجهاز التنفس الصناعي15،16. بالإضافة إلى ذلك ، فإن غياب تدفق الهواء الأنفي في نماذج فغر القصبة الهوائية يعطل مزامنة شبكة الدماغ. هذا يعقد التحقيقات في النتائج المعرفية والعصبية17،18. في المقابل ، تحتفظ نماذج التنبيب / نزع الأنبوب الرغامي بسلامة مجرى الهواء العلوي. إنها تتجنب العيوب المتأصلة في فغر القصبة الهوائية وتشبه إلى حد كبير المسار السريري للفطام من MV.

ومع ذلك ، غالبا ما تفتقر نماذج نزع الأنبوب الحالية إلى التوحيد القياسي ، مما يؤدي إلى تباين كبير في الانتقال من MV إلى التنفس التلقائي19،20. يؤدي هذا النقص في البنية إلى مخاطر حدوث مضاعفات مرتبطة بنزع الأنبوب ، بما في ذلك انسداد مجرى الهواء ، وضيق التنفس ، والشفط ، مما قد يؤدي إلى نفوق. مثل هذه الإخفاقات لا تضر بالقدرة على التحقيق في النتائج طويلة الأجل فحسب ، بل تجعل أيضا نموذج MV الأولي غير فعال ، مما يضيع الوقت الثمين والموارد والاستثمار المالي. تؤكد هذه القضايا على الحاجة الماسة إلى نهج منظم لنزع الأنبوب لضمان نجاح البقاء على قيد الحياة بعد نزع الأنبوب ودراسات قوية طويلة الأجل.

لمواجهة هذه التحديات ، تم تطوير نهج نزع الأنبوب المنظم لنماذج الفئران Sprague-Dawley (SD) التي تتوافق بشكل وثيق مع الممارسات السريرية للفطام من MV. يشمل هذا النهج أربع مراحل رئيسية: الاقتراب من الفطام ، والاستعداد لنزع الأنبوب ، وتنفيذ نزع الأنبوب ، ورعاية ما بعد نزع الأنبوب. تشمل التوصيات الإجرائية الرئيسية الحفاظ على التخدير الخفيف إلى المعتدل أثناء الفطام ، على وجه التحديد ، تقليل تسريب البروبوفول إلى 50٪ من الجرعة المستخدمة أثناء MV الكامل - للسماح بالتنفس التلقائي مع منع التحريض. يجب تقييم جاهزية نزع الأنبوب بناء على معدل تنفس مستقر يتراوح بين 60 و 70 نفسا في الدقيقة وأحجام المد والجزر التلقائية الكافية ، والتي يمكن تقريبها باستخدام مقياس بسيط معاير محلي الصنع. التعافي الكامل للوعي غير مطلوب قبل نزع الأنبوب. يجب إيقاف تسريب البروبوفول في وقت نزع الأنبوب لتقليل مخاطر التحريض الناجم عن التنبيب. من خلال توحيد عملية نزع الأنبوب ، قلل هذا النهج من التباين ، وتجنب المضاعفات المرتبطة بنزع الأنبوب ، وعزز معدلات البقاء على قيد الحياة. تم تحسين هذا النموذج لفترات MV تصل إلى 6 ساعات. قد يتطلب تمديد MV إلى ما بعد هذه الفترة بروتوكولات تخدير معدلة ، واستراتيجيات فطام تدريجية ، ومراقبة فسيولوجية دقيقة لضمان البقاء على قيد الحياة والنتائج الموثوقة. على الرغم من التحقق من صحته في فئران SD ، يمكن تكييف البروتوكول مع السلالات الأخرى عن طريق ضبط إعدادات التهوية لمراعاة ميكانيكا الجهاز التنفسي الخاصة بالإجهاد والقابليات المتغيرة لإصابة الرئة. مع التعديلات المناسبة ، قد يدعم النهج المنظم أيضا دراسات التهوية طويلة الأجل ، مما يعزز كلا من قابلية التكرار والأهمية الانتقالية عبر النماذج التجريبية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ركزت الدراسة على الاختبارات السلوكية بعد نزع الأنبوب وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة التجارب على ورعاية التجريبية بجامعة العاصمة الطبية (رقم 10). AEEI-2024-391). تم تأقلم جميع الفئران التي تتراوح أعمارها بين 8 أسابيع (SD ، ذكور ، 200-250 جم) في منشأة في جامعة العاصمة الطبية لمدة 3 أيام قبل التجربة. تم إيواء الجرذ في بيئة خاضعة للرقابة ، بما في ذلك دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة تبدأ في الساعة 8:00 صباحا ، ودرجة حرارة 25 درجة مئوية ± 1 درجة مئوية ، والحفاظ على الرطوبة عند 50٪ ± 10٪. تم توفير الغذاء والماء بشكل خاص. تم تنفيذ جميع الإجراءات التي تنطوي على التخدير والشفط والتعامل مع الدم بتدابير السلامة المناسبة ، بما في ذلك استخدام معدات الحماية الشخصية والتقنيات المعقمة والالتزام ببروتوكولات السلامة البيولوجية المؤسسية. تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا لإرشادات ARRIVE. يتم عرض جميع المعدات المستخدمة في الدراسة الحالية في الشكل 1. وترد قائمة الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. التنبيب الفموي بمساعدة تنظير الحنجرة بالفيديو

  1. تحضير جهاز التنبيب.
    1. استخدم جهاز تنبيب معدل حسب الطلب ، مقتبس من جهاز إزالة شمع الأذن (قطر المغرفة 5.5 مم ، منحني في خافض اللسان). تم تجهيز هذا الجهاز بمصدر ضوء وكاميرا ، مرتبطة بتقنية Bluetooth بهاتف ذكي للتصور في الوقت الفعلي (الشكل 2 أ).
  2. حدد أنبوب القصبة الهوائية.
    1. اختر أنبوبا قصغاميا 16 جم بناء على وزن الفئران.
  3. تحفيز التخدير (باتباع البروتوكولات المعتمدة من المؤسسة).
    1. حقن البروبوفول (2 ملغ/100 جم) عن طريق الوريد الذيلي. تأكد من التخدير عن طريق التحقق من عدم وجود استجابات بصرية وقرصة أصابع القدم. راقب لون الجلد البعيد كمؤشر على حالة الأكسجين.
  4. ضع الفئران.
    1. قم بتأمين الجرذ المخدر على طاولة صغيرة. قم بإصلاح الأطراف والقواطع ، وحافظ على درجة حرارة الجسم عند 37-38 درجة مئوية باستخدام بطانية تسخين الصغيرة.
  5. إجراء التنبيب.
    1. اسحب اللسان برفق إلى الزاوية اليمنى للفم. أدخل جهاز التنبيب في قاعدة اللسان ودفعه نحو لسان المزمار.
    2. ارفع طرف الجهاز لكشف المزمار. أدخل الأنبوب الرغامي أثناء الاستنشاق (الشكل 2-C). بمجرد التنبيب ، سيتم توصيل الجرذ بجهاز التنفس الصناعي.

2. التهوية الميكانيكية

  1. قم بتوصيل مكثف الأكسجين.
    1. اضبط تركيز الأكسجين المناسب وقم بتوصيله بجهاز التنفس الصناعي (عادة 80٪).
  2. تعيين معلمات جهاز التنفس الصناعي.
    1. قم بتهوية الفئران لمدة 6 ساعات باستخدام جهاز التنفس الصناعي الصغير للحيوانات مع إعدادات واقية للرئة: حجم المد والجزر: 4-6 مل / كجم ، PEEP: 0 سم H2O.
  3. الحفاظ على التخدير: نقع البروبوفول (4 ملغ/كغ/ساعة) عن طريق مضخة حقنة.
  4. مراقبة غازات الدم.
    1. اختبر غازات الدم الشرياني كل 3 ساعات باستخدام محلل غازات الدم. راقب باستمرار لون الجلد البعيد بين تحليلات غازات الدم كمؤشر على حالة الأوكسجين.

3. إجراء نزع الأنبوب للتحكم في نقطة نهاية ضغط مجرى الهواء (APEC)

ملاحظة: بعد اكتمال المدة المخطط لها للتهوية الميكانيكية ، تابع بروتوكول نزع الأنبوب المكون من أربع خطوات: (1) الاقتراب من الفطام ، (2) تحضير نزع الأنبوب ، (3) تنفيذ نزع الأنبوب ، و (3) العناية بعد نزع الأنبوب (الشكل 3). يضمن هذا النهج المنهجي انتقالا سلسا إلى التنفس التلقائي مع تقليل المضاعفات المرتبطة بنزع الأنبوب والحفاظ على سلامة النموذج التجريبي.

  1. الاقتراب من الفطام
    1. تقليل ضخ البروبوفول: قلل من معدل تسريب البروبوفول بنسبة 50٪ للسماح بإعادة تنشيط الحجاب الحاجز مع تقليل حركات الأطراف والرأس.
    2. تقييم الاستعداد للفطام: تحقق من المعلمات التالية قبل فصل جهاز التنفس الصناعي - معدل التنفس: 60-70 نفسا / دقيقة ؛ إزاحة الصدر: ≥1 مم (قياس باستخدام إبرة فولاذية موضوعة على عملية الخنجري) ؛ PaCO2: 35-45 مم زئبق ؛ الرقم الهيدروجيني: 7.35-7.45 ؛ وجود ردود أفعال الشعيرات واللسان (اختياري).
      ملاحظة: تم تعريف ردود الفعل الشعيرات واللسان على أنها مؤشرات ثنائية (غائبة أو موجودة). يشير منعكس الشعيرات إلى الحركة اللاإرادية أو ارتعاش الاهتزاز استجابة للتحفيز اللمسي الخفيف. تميز رد فعل اللسان بانسحاب اللسان أو الحركة عند التحفيز اللطيف.
    3. افصل جهاز التنفس الصناعي: افصل جهاز التنفس الصناعي بمجرد استيفاء جميع المعايير ، واستمر في تحضير الجرذ لنزع الأنبوب.
  2. التحضير لنزع الأنبوب
    1. ضمان الأكسجين: استخدم قناع وجه عصامي الصنع للحفاظ على كمية كافية من الأكسجين (عادة 80٪) ، واستخدم لون البشرة كمؤشر على حالة الأكسجين.
    2. إفرازات مجرى الهواء الصافية: استخدم جهاز شفط عصامي الصنع (قسطرة فوق الجافية القصيرة [~5.5 سم] متصلة بحقنة سعة 10 مل). تحكم في سرعة الشفط عند ~ 2 مل / ثانية لمدة 3-4 ثوان لكل جلسة.
    3. بعد التحضير الكافي وإزالة مجرى الهواء ، ينتقل الإجراء إلى تنفيذ نزع الأنبوب.
      ملاحظة: حجم الإفراز النموذجي هو <0.5 مل لكل شفط. يتم إجراء الشفط كل 30 دقيقة أثناء الجهد المتوسط لتقليل التراكم. في وقت نزع الأنبوب ، كان تردد الشفط عادة من 5 إلى 8 مرات ، مع كمية تقدر ب 2-4 مل في المجموع.
  3. تنفيذ نزع الأنبوب
    1. الحفاظ على التخدير: احتفظ بالبروبوفول بنصف جرعة لمنع التحريض أثناء نزع الأنبوب.
    2. إزالة أنبوب القصبة الهوائية: استخدم تقنية اليدين وقم بتثبيت رأس الجرذ بإصبع السبابة اليسرى والإبهام. قم بإزالة الأنبوب برفق بإصبع السبابة الأيمن والإبهام.
    3. إيقاف البروبوفول: إيقاف تسريب البروبوفول مباشرة بعد نزع الأنبوب.
      ملاحظة: يجب ألا يؤدي نزع الأنبوب الناجح إلى نقص الأكسجة في الدم أو فرط الكبسة. وبعد نزع الأنبوب بنجاح ، فإن الرعاية الدؤوبة بعد نزع الأنبوب ضرورية.
  4. رعاية ما بعد نزع الأنبوب
    1. مراقبة العلامات الحيوية: مراقبة معدل التنفس وسعة الشهيق ولون الجلد البعيد.
    2. توفير الأكسجين: استخدم قناع وجه عصامي لضمان إمدادات كافية من الأكسجين (عادة ~ 80٪).
    3. الاستعداد لإعادة التنبيب: احتفظ بجميع أجهزة التنبيب (الشكل 1) في متناول اليد وجاهزة للاستخدام الفوري إذا لزم الأمر.
      ملاحظة: متوسط وقت المراقبة حتى استعادة المنعكس الصحيح هو 48.5 دقيقة ± 10.4 دقيقة. تم إجراء تحليل غازات الدم الشرياني في متوسط 20 دقيقة ، مع PaO2 من 73.2 ملم زئبق ± 4.6 ملم زئبق و PaCO2 من 48.3 ملم زئبق ± 3.6 ملم زئبق.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم تطوير نهج نزع الأنبوب المنظم هذا في أربعة عمليات نزع فاشلة و 20 عملية نزع عنبوبية ناجحة لاحقة. في المحاولات الأربع الأولى ، تم إجراء نزع الأنبوب بناء على التجربة أو الحكم الفردي. تضمنت أسباب فشل فشل الفئران الأربعة في نزع الأنبوب التحريض أثناء نزع الأنبوب (ن = 2) ، وقصور الجهاز التنفسي بعد نزع الأنبوب (ن = 1) ، وانسداد مجرى الهواء عن طريق الإفرازات (ن = 1). سلطت هذه الإخفاقات الضوء على أن التخدير الأمثل ، ومجرى الهواء الواضح ، والأكسجين الكافي هي عناصر أساسية لنزع الأنبوب الناجح (

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في هذه الدراسة ، تم إنشاء نهج منظم لنزع الأنبوب APEC لنموذج الفئران MV ، مستوحى من عمليات نزع الأنابيب الأربعة الأولى الفاشلة والأسباب الكامنة. نجحت جميع الفئران ال 20 التي تم إخراجها باستخدام هذا النهج وأكملت الاختبارات السلوكية اللاحقة خلال الأيام الثلاثة التالية. تم تصميم النهج ، الذي يتكون من أربع خطوات رئيسية - الاقتراب من الفطام ، وإعداد نزع الأنبوب ، وتنفيذ نزع الأنبوب ، ورعاية ما بعد نزع الأنبوب - لضمان الانتقال السلس من التنفس الميكانيكي إلى التنفس التلقائي مع تقليل المضاعفات ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لا يعلن المؤلفون عن أي تضارب في المصالح ، مالية أو غير ذلك.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
16G أنبوب القصبة الهوائيةNJKEWBIONAأنبوب القصبة الهوائية
محلل غازات الدمEpocal Incقارئ EPOCمراقبة غازات الدم
القسطرة الوريديةسلامة Introcanهاتف: 4254074 بيسكن في الشرايين والأوردة
مضخة حقنة صغيرةSLGO للتكنولوجيا الطبيةسي بي -1000ضخ الأدوية
مكثف الأكسجين للحيوانات الأليفةبكين zhongshidichuang تطوير العلوم والتكنولوجيا المحدودةZS-MVتوريد الأكسجين
بطانية تدفئة الصغيرةبكين zhongshidichuang تطوير العلوم والتكنولوجيا المحدودةZS-Tالحفاظ على درجة الحرارة
جهاز التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرةNJKEWBIO[كوو-100]توفير التنفس

المراجع

  1. Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation. Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).
  2. Slutsky, A. S. History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).
  3. Reynolds, S. C., et al. Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation. Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).
  4. Shi, Z. H., et al. Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles. Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).
  5. Shi, Z. H., et al. Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding. Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).
  6. Van Den Berg, M., et al. Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients. Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).
  7. González-López, A., et al. Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways. Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).
  8. Pun, B. T., Ely, E. W. The importance of diagnosing and managing ICU delirium. Chest. 132 (2), 624-636 (2007).
  9. Trudzinski, F. C., et al. Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review. Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).
  10. Voiriot, G., et al. Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges. Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).
  11. Brück, E., et al. Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors. Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).
  12. Bruells, C. S., et al. Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model. BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).
  13. Gayan-Ramirez, G., et al. Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects. Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).
  14. Thomas, D., et al. Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats. J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).
  15. Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd Tracheotomy and the intensive care unit patient. Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).
  16. Hsu, C. L., et al. Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study. Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).
  17. Gretenkord, S., et al. Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice. PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).
  18. Salimi, M., et al. Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model. Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).
  19. Bruells, C. S., et al. Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model. PLoS One. 9 (1), e87460(2014).
  20. Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation. Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).
  21. De Souza, A. B. F., et al. Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation. Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).
  22. Almeida, M. R., et al. The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation. Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).
  23. Cândido, L. D. S., et al. Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation. Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).
  24. Da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة