مقالة منهجية

استخدام التروية الدقيقة المفتوحة للدماغ لجمع السائل الخلالي طوليا في نموذج حيواني للورم الأرومي الدبقي

DOI:

10.3791/68748

⸱

ديسمبر 23, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurological Surgery, Feinberg School of Medicine, Northwestern University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في الحي، فإن الاتصالات بين الخلايا التي تدعم العديد من أمراض الجهاز العصبي المركزي، مثل الورم الأرومي الدبقي (GBM)، معروفة بصعوبة القياس والتوصيف. هنا، نصف إجراءات التدفق الدقيق الدماغي المفتوح (cOFM) التي يمكن استخدامها لأخذ عينات من مكونات السائل الخلالي في نموذج حيواني طولي ل GBM.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تظهر أمراض الجهاز العصبي المركزي (CNS) من خلال شبكة معقدة وديناميكية من التواصل بين الخلايا. الورم الأرومي الدبقي (GBM)، وهو الورم الأولي الأكثر شيوعا وشراسة، يمثل هذا التعقيد، حيث يقاس تقدمه السريع وتوقعه الكئيب، بالأشهر بدلا من السنوات. تعتمد بيولوجيا GBM على تبادلات جزيئات الإشارات المعقدة بين الخلايا الأورامية وخلايا البسكومات، مما يدعم تقدم المرض بشكل عدواني. هنا، نصف بروتوكول دقيق مفصل لتدفق الدماغ الميكروتروي (cOFM) في نماذج الفئران GBM، مما يتيح المراقبة الطولية الفورية لديناميكيات بيئة الأورام داخل السائل الخلالي (ISF). يصف نهجنا زرع حوامل رأس القنية الإرشادية المتينة، واستخدامها في زرع الورم الدبقي داخل الدماغ مباشرة من خلال الدليل، وجمع عينات cOFM عالية الدقة لتحليلات اللومة الدماغية والبروتيومية LC-MS. والأهم من ذلك، أن cOFM يتغلب على حدود حجم الجزيئات في الغسيل الدقيقي التقليدي. بعيدا عن GBM، تعد منهجية cOFM برؤية تحويلية حول طيف من اضطرابات الجهاز العصبي المركزي، بما في ذلك الحالات التنكسية العصبية والصرع والعصبية النفسية، من خلال قدرتها على توفير مؤشرات حيوية مسببة للعلاج وتستجيب للعلاج ضمن نماذج حيوانية خاصة بها.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد التحقيق في أمراض الجهاز العصبي المركزي (CNS) صعبا للغاية بسبب الإشارات بين الخلايا المعقدة والمتعددة الوسائط التي توسطها السائل الخلالي (ISF)1,2,3,4. يتضح هذا التعقيد بشكل خاص في أورام الدماغ، مثل الورم الأرومي الدبقي (GBM)، حيث تنتقل الإشارات بين الخلايا بين الخلايا الورمية والخلايا البنومية 5,6,7,8,9. في كثير من الحالات، يساهم التبادل الشاذ لجزيئات حيوية متنوعة، بما في ذلك المستقلبات والرسل البروتينية، في الأسباب الأساسية لأمراض الجهاز العصبي المركزي. يزداد هذا التحدي التجريبي، خاصة في GBM، بسبب حقيقة أن التركيب الجزيئي للصلبة الخلفية الديناميكية زمنيا ويتطور خلال تقدم المرض وكذلك استجابة للعلاجات التدخلية10،11.

تشمل طرق التحقيق التقليدية قبل السريرية في GBM الدراسات المختبرية ونماذج ذات النقطة النهائية الواحدة. طبيعة هذه الأساليب تحد من قابليتها السريرية الأوسع بسبب عدم قدرتها على التقاط خصائص البيئة الدقيقة للورم والتغيرات الزمنية الطولية. تغلبت التطورات التي تحققت في أوائل الثمانينيات على هذه القيود السياقية من خلال تطوير الغسيل الميكروي داخل الدماغ (cMD)12,13,14,15. منذ تأسيسه قبل 45 عاما، أصبح cMD نفسه الطريقة القياسية لأخذ عينات طولية من السوائل الخلالية (ISF) داخل الدماغ الحي16. يتم ذلك من خلال الانتشار الحراري والحمل الحراري للمذاب عالي التركيز من ISF عبر غشاء شبه نفاذ إلى بيرفوسات منخفض التركيز يتدفق باستمرار، عادة سائل دماغي شوكي صناعي (aCSF)17. تتكون هذه الأغشية شبه النفاذة من بوليمرات متوافقة حيويا مختلفة مع قطع حجم مسام جزيئية مشتركة تتراوح من 20 كيلو دالتون إلى 3MDa 18. تمكن هذه العملية طفيفة التوغل من جمع مجموعة متنوعة من المحللات طوليا في الموقع، بدءا من جزيئات صغيرة مثل المستقلبات أو الناقلات العصبية، وصولا إلى بروتينات كبيرة مثل الأجسام المضادة. ومع ذلك، فإن المسامية الهيكلية لأغشية cMD إلى جانب الطبيعة الممتصة لبوليمرات تركيبها يمكن أن تؤثر بشكل كبير على التعافي النسبي للمحللات ذات الخصائص الكيميائية الحيوية أو البعدية الخاصة، مثل الدهون أو الأجسام المضادة، على التوالي19,20.

بدأت التطورات لتجاوز هذا القيد في أغشية cMD في أوائل العقد 2010 مع تطوير نظام التروية الدماغية المفتوحة الدقيقة (cOFM)21. يعمل cOFM وفق مبادئ عامة مشابهة ل cMD، حيث يزيل القيود الكيميائية الحيوية التي تفرضها الأغشية شبه النفاذية من خلال استبدالها بمسبار بلاستيكي-شبكي بفتحات ماكروسكوبية منخفضة الامتصاص بحجم تقارب 100 ميكرومتر20. أظهرت العديد من التقارير تحسن فائدة cOFM مقارنة ب cMD من خلال جمع مكونات ISF القابلة للاكتشاف، بما في ذلك هرمونات الببتيد، والأجسام النانوية/الأجسام المضادة، والعلاجات الصغيرة المحبة للدهون، والليبوزومات PEGylated 19,22,23,24,25. تظهر التقارير السابقة التي فحصت رد فعل الأنسجة الفسيولوجية لزرع مسبار دليل cOFM أن سلامة الحاجز الدموي الدماغي تعاد تأسيس بعد 15 يوما من الزرع، وأنه لا تتكون ندبة دبقية حتى 30 يوما بعد26 يوما من الانغراس. بسبب استبدال أغشية الغسيل الميكروي بفتحات ماكروسكوبية، أظهر الباحثون أيضا القدرة المبتكرة لمجسات دليل cOFM على تسهيل حقن خلايا الورم الدبقي المجهولة إلى أدمغة الفئران ذات المناعة المحدودة، بحيث يحدث زرع ونمو الورم غير الرضحي مباشرة حول منطقة أخذ عيناتcOFM رقم 27.

يجب أن تعترف الاعتبارات في استخدام cOFM في دراسة أمراض الجهاز العصبي المركزي بحدودها المنهجية. نظرا لاعتماده على الانتشار السلبي والحمل الحراري لمحللات ISF إلى بيرفوسات متدفقة، تدور هذه القيود حول تركيز المحلل وحجم العينة18. سيتم تخفيف مكونات ISF المأخوذة عينات داخل بيرفوسات cOFM المجمعة مقارنة بالمستويات الداخلية، مما دفع العديد من الدراسات لمقارنة نسب التحليل النسبية بين الظروف التجريبية28. تتراوح معدلات التدفق النموذجية من 0.1 ميكرولتر/دقيقة إلى 1.0 ميكرولتر/دقيقة، وهي ما يعادل فقط 6 ميكرولتر/ساعة إلى 60 ميكرولتر/ساعة. عند احتساب أوقات خلوص الأنابيب في الفراغ الميت، يجب أيضا أخذ إجمالي مدة أخذ العينة في الاعتبار. وهذا مهم بشكل خاص عند إجراء جمع التبرعات الجماعية في المخدرة، حيث يجب معالجة مخاوف رفاهية بعناية. وصف أكثر تفصيلا لهذه الاعتبارات وغيرها متوفر في تقرير سابق عن الطرق من فريق تطوير cOFMرقم 29.

في هذا المخطوط، نقدم بروتوكولا محدثا لاستخدام أخذ عينات طولية من cOFM في دراسة الأمراض العصبية، مع التركيز على GBM. يتضمن البروتوكول خطوات لزرع القنية في دليل cOFM، وحقن خلايا الورم، والزرع من خلال دليل cOFM، بالإضافة إلى تكوينين لأخذ عينات cOFM في المستيقظة والحركة بحرية. نقدم بيانات تمثيلية تظهر تأثيرات العلاج على مكونات ISF الأيضية والبروتيومية المقاسة بواسطة cOFM، وتأثير تكوين العينة على تركيزات التحليلات، وفعالية زرع خلايا الورم الموجهة بواسطة cOFM.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جميع إجراءات ضمن هذا البروتوكول معتمدة من لجنة رعاية واستخدام المؤسسية (IACUC) في جامعة نورث وسترن (معرف البروتوكول: IS00021383) وتتبع إرشادات المعاهد الوطنية للصحة (NIH). تم تطوير هذا البروتوكول للاستخدام في فئران C57BL/6J، ذكور وإناث، مع عمر لا يقل عن 8-10 أسابيع. تم توفير خط خلايا الورم الدبقي في الفأر المستخدم في هذا البروتوكول، CT2A، من قبل مختبر سيفريد في جامعة بوسطن، وتم زراعته وتحضيره وفقا لظروف زراعة الأنسجة المعقمة.

1. التخطيط الجراحي والتحضير

  1. معلومات عن: في تجارب cOFM، استخدم فئران عمرها لا يقل عن 8-10 أسابيع للسماح بالنمو والتطور الكامل. قد تنفصل الزرعات القحفية الثابتة أو تعيق النمو الطبيعي في الجمجمة و/أو الدماغ التي لا تزال تتطور.
  2. اختيار الإحداثيات الجراحي: استخدم أطلس دماغ لتحديد الإحداثيات المتعامدة لمنطقة الاهتمام بالنسبة للبريغما. على سبيل المثال، عادة ما تجرى عمليات زرع خلايا الورم الدبقي في المخطط لمحاكاة بيئات الورم الدقيقة الأصلية وزيادة فعالية تطور الورم لاحقا. إحداثيات الزرع المستخدمة في هذا البروتوكول هي الإحداثيات المتوسطة الجانبية (ML) = 2.5 مم، الأمامي الخلفي (AP) = 0 مم، والظهري البطني (DV) = 3.5 مم.
    ملاحظة: يمكن أن تختلف إحداثيات الستيريوتاكتيك بين سلالات الفأر والأعمار. يرجى استخدام إحداثيات الأطلس الخاصة بالنوع والسلالة لضمان وضع دليل cOFM المطلوب.
  3. اختيار تكوينات مكونات cOFM المناسبة: طلب المكونات لتكوينات cOFM المناسبة بأطوال إجمالية محددة تتراوح من 2 مم إلى 22 مم، بأطوال سطحية مفتوحة من 1 مم إلى 2 مم.
    ملاحظة: يمكن للحيوانات أن تخلع حوامل رأس دليل cOFM المزروعة بشكل غير صحيح أثناء أداء سلوكيات العناية بالحيوان. لتقليل الرافعة الميكانيكية على التثبيت الرأسي أثناء هذا النشاط، نوصي باستخدام أدلة لا تزيد عن 2 إلى 3 مم أكثر من مسافة إحداثيات DV المقصودة.
  4. تخطيط الفترات الزمنية لإجراء العمليات الجراحية وأخذ العينات لتحقيق الأهداف التجريبية: اعتمادا على المرض المعني وخصائص النموذج، خطط بعناية لتوقيت وترتيب الإجراءات المتعلقة ب cOFM للتحقيق بأفضل شكل في علم الأحياء الأساسي المعني.
    1. عند التحقيق في الفروق التركيبية في ISF بين البيئات الدقيقة للدماغ السليم والأورام، قم بإجراء إجراءات أخذ عينات cOFM قبل وبعد زرع الورم في نفس.
    2. إذا كنت تبحث في تأثيرات التدخلات السريرية على أمراض الجهاز العصبي المركزي، يجب إجراء إجراءات أخذ عينات cOFM قبل وبعد الإعطاء في مجموعات حيوانية موازية تتلقى علاجا ضابطا أو تجريبيا.

2. جراحة وضع دليل cOFM

  1. قم بتجميع الأدوات الجراحية لجراحة وضع دليل cOFM ( جدول المواد) وتعقيمه باستخدام المعقم إذا دعت الحاجة.
  2. التحضير لمكان العمل الجراحي:
    1. تعقيم خزانة السلامة البيولوجية: قم بإجراء العمليات الجراحية داخل خزانة أمان حيوي معقمة بشكل صحيح. فعل تدفق الهواء في خزانة السلامة الحيوية ونظف الأسطح الداخلية باستخدام مطهر معتمد من المؤسسة وطريقة المسح. بطن السطح السفلي للخزانة بستائر معقمة.
    2. جهز الأدوات المجسمة: نظف إطار الستيريوتاكتيك بمطهر وضعه في خزانة السلامة البيولوجية. وبالمثل، نظف وتعقيم حامل الحفر والدليل المثبت على الستيريوتاكتيك وضعه في خزانة السلامة البيولوجية.
    3. وسادة التدفئة في مرحلة الجراحة: استخدم وسادة تدفئة في المرحلة الجراحية المجسمة لتوفير حرارة إضافية أثناء تخدير. نظف وقم بتعقيم سطح وسادة التدفئة وضعه على الإطار المجسمي حيث سيوضع. شغل وسادة التدفئة على حرارة منخفضة وضع 1-2 ستائر معقمة فوقها.
    4. ضع أدوات ومعدات جراحية إضافية: ضع معدات معقمة إضافية بشكل معقم في خزانة السلامة البيولوجية.
    5. إعداد قفص الاسترداد: ضع قفص استرداد نظيف على وسادة تدفئة مضبوطة على أدنى درجة حرارة ممكنة. يجب وضع كل في قفص تعافي فردي حتى يتعافى بالكامل، وبالتالي سيعتمد إجمالي عدد أقفاص التعافي على أداء الجراحة وأوقات التعافي.
  3. تحضيرات قبل الجراحة (ملخصة في الشكل 1A):
    1. التخدير: إعطاء مركبات وجرعات مخدرة معتمدة مؤسسيا لتحقيق عمق تخدير مناسب، باستخدام اختبار انعكاسات الضغط على الكف بالإضافة إلى عمق/معدل التنفس لضمان تخدير كاف. على سبيل المثال، الحقن داخل الصفاق لكوكتيل الكيتامين - الزيلزين (100 ملغ/كغ - 10 ملغ/كغ، في محلول ملحي) كاف لتحقيق عمق مخدر مناسب لفئران C57BL/6J.
    2. المسكن: إعطاء مركبات مسكنة معتمدة مؤسسيا للمساعدة في إدارة الألم قبل العملية وما بعدها. على سبيل المثال، الحقن تحت الجلد بميلوكسيكام (20 ملغ/كجم، في محلول ملحي) مناسب لإدارة الألم حول العملية.
    3. إزالة الشعر (الحلاقة، كريم إزالة الشعر): إزالة الشعر من موقع الجراحة المقصود فوق الجمجمة باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية و/أو كريم إزالة الشعر. إذا كنت تستخدم كريم إزالة الشعر، تأكد من عدم تركه على الجلد لفترة طويلة لتجنب التهيج.
    4. مرهم العيون: استخدم أداة تطبيق معقمة ذات طرف قطني لوضع مرهم العيون بلطف على كلتا العينين لمنع جفاف القرنية أثناء الجراحة.
    5. وضع في الإطار المجسم: وضع بشكل صحيح في الإطار المجسم عن طريق إدخال قواطع في كتلة العض، وإدخال قضبان الأذن بإحكام ولكن بلطف في قنوات الأذن، وتثبيت مشبك الأنف فوق عظم أنف ( الشكل 1B). إذا تم وضعها بشكل صحيح، يجب تثبيت جمجمة بإحكام دون أي حركة.
    6. تحضيرات موقع الجراحة المعقم للجراحة: امسح الجلد حول منطقة الجراحة بثلاث مسحات متناوبة من الكحول (الإيثيل أو الأيزوبروبيل-) واليود بوفيدون لتعقيم المنطقة معقمة لإجراء الشق.
  4. الجرح وتحضير سطح الجمجمة:
    ملاحظة: يجب تنفيذ جميع الخطوات التالية بأكبر قدر ممكن من التعقيم الممكن. لهذا الغرض، يجب على جراح الأساسي ارتداء قفازات جراحية معقمة فوق قفازات المختبر القياسية قبل الاستمرار في الشق.
    1. موقع وطول الشق: استخدم مشرط معقم لعمل شق وسطي سهمي على سطح الجمجمة يبدأ بين العينين ويمتد من الداخل 8-10 مم ( الشكل 1C).
    2. انكماش الجلد: استخدم ملقط معقم، وأدوات تطبيق ذات رؤوس قطنية، و/أو شفرة مشرط لسحب الجلد جانبيا من الشق الأوسط. تأكد من أن كل من بريغما لامبدا مرئيين وقم بتمديد الشق إذا لم يكن كذلك.
    3. شق الشاحاح: استخدم مشرطا معقما لعمل شق في الشاحونة وسحب النسيج جانبيا باستخدام الملقط.
    4. مسحة بيروكسيد الهيدروجين: نظف سطح الجمجمة باستخدام بيروكسيد الهيدروجين المخفف بنسبة 1٪-3٪ مع تطبيق معقم برأس قطني ( الشكل 1D). يساعد هذا أيضا في تحديد بريغما ولامبدا من خلال الغرز القحفية السهمية والإكليلية واللامبدوية.
    5. لاصق الأسنان القابل للنقش ذاتيا: استخدم حقنة أنسولين بسعة 0.3 مل إلى 1.0 مل لتطبيق 20-40 ميكرولتر من اللاصق السني الذاتي النقش بشكل متساو على سطح الجمجمة ( الشكل 1D). ضع ضوء علاج الأسنان للمساعدة في النقش. بعد المعالجة، استخدم أدوات معقمة ذات رؤوس قطنية ومحلول ملحي لمسح المادة اللاصقة الزائدة.
      تحذير: المواد اللاصقة ذات النقش الذاتي للأسنان، مثل Bond Force، تعتبر مواد خطرة محتملة: خطر قابل للاشتعال (GHS02: H225)، خطر صحي (GHS07 وGHS08: H315، H319، H317، H361fd، H3366)، ومخاطر بيئية (GHS09: H412). يرجى اتباع الإرشادات المحلية والمؤسسات للتخلص السليم من النفايات الخطرة.
  5. تحديد وحفر ثقوب الشفرات:
    1. أدخل رأس مثقاب معقم بقطر 0.7 مم في المثقاب الدقيق وثبت المثقاب في إطار الستيريوتاكتيك مع الحامل المناسب.
    2. حدد موقع بريغما عند تقاطع الغرز السهمية والتاجية واستخدم أجهزة التحكم الدقيقة المجسمة لوضع رأس الحفر هناك.
    3. أعد وضع رأس الحفر إلى إحداثيات دليل cOFM (ML = 2.5، AP = 0.0)، شغل المثقاب إلى 15,000 دورة في الدقيقة، وحفر ثقب شفرة بعناية عن طريق ضبط قرص الميكرو مانبيولاتور DV (الشكل 1E). قم بمراقبة سمك الجمجمة بشكل متكرر أثناء الحفر لمنع تلف الدماغ الأساسي. استخدم المحلول الملحي الفسيولوجي أثناء الحفر لطرد بقايا العظام وتقليل الحرارة بين رأس الحفر والجمجمة.
    4. تكرار إجراء الحفر لكل إحداثي برغي تثبيت (الشكل 1E). مواقع براغي التثبيت الموصى بها هي ML = 2.5، AP = -2.5، ML = -2.5، AP = -2.5.
    5. بعد حفر ثقوب الشفرات، افصل الحفر الدقيق وحامل الحفر عن إطار المجسم.
    6. استخدم إبرة 30 جالون لثقب الجورا ماتر بلطف تحت فتحة التوجيه في رأس cOFM.
  6. قم بتركيب براغي تثبيت باستخدام ملقط معقم ومفك براغي معقم بالحجم المناسب (الشكل 1F). اعتمادا على درجة التثبيت للبرغي، يكون التثبيت كافيا عندما يدخل البرغي بعمق من طول إلى طولين من الخيط. كن حذرا من دفع براغي التثبيت بعمق شديد لتجنب تلف القشرة الدماغية.
  7. قم بتركيب دليل cOFM وتركيب الدمية في حامل الدليل وحامل التثبيت على الإطار المجسم. ضع طرف دليل cOFM فوق ثقب الشفح (ML = 2.5 مم، AP = 0.0mm) على ارتفاع DV يساوي ارتفاع Bregma، ثم انزل ببطء من دليل cOFM عبر فتحة الشفرة إلى العمق المحدد مسبقا بمعدل 1 مم/دقيقة ( الشكل 1F). على سبيل المثال، عمق توزيع دليل cOFM مع زرع خلايا الورم المقصود لاحقا هو DV = -3.5 مم.
  8. ضع عامل تثبيت على سطح الجمجمة، مع التأكد من أنه يغطي المناطق تحت وحول كل من دليل cOFM وبراغي التثبيت بطبقة رقيقة وموحدة. استخدم ضوء معالجة الأسنان لتقسية كل طبقة من عامل الإسمنت قبل تطبيق الطبقات التالية ( الشكل 1G). استمر في تطبيق مادة التثبيت حتى يغطي سطح الجمجمة بين كل مكون، وتغطى براغي التثبيت بالكامل، وتغطي المنطقة تحت دليل cOFM حتى وحول الأخدود. كن حذرا من وضع مادة الإسمنت على أو بالقرب من الوتد القفل.
    تحذير: عوامل الإسمنت مثل Tetric EvoFlow تعتبر مواد خطيرة محتملة: خطر صحي (GHS07: H317، H319، H335، H360). يرجى اتباع الإرشادات المحلية والمؤسسات للتخلص السليم من النفايات الخطرة.
  9. افصل حامل الدليل عن دليل cOFM وارفع حامل الدليل ببطء باستخدام مقبض ضبط DV الخاص بالمتحكم الدقيق. أزل الميكرو مانبوليتور من إطار الستيريوتاكتيك.
  10. فصل عن الإطار المجسم عن طريق أولا فك وإزالة قضبان الأذن، ثم فك وسحب مشبك الأنف، ثم رفع قواطع من كتلة العض.
  11. يغلق جلد الغرز فوق عامل تثبيت الأسنان، مما يضمن بقاء جسم دليل cOFM مكشوفا. يوصى باستخدام غرز قابلة للامتصاص بدرجة 4-0، مثل حمض البولي غليكوليك (PGA) أو البوليغلاكتين (فيكريل)، (الشكل 1H).
  12. ضع مرهم مضاد حيوي ثلاثي على منطقة الجلد المجاورة للجرح الأصلي.
  13. تعافي ودعمه:
    1. انقل إلى قفص تعافي معزول (واحد لكل قفص) وقدم حرارة إضافية من وسادة تسخين مضبوطة على المنخفض.
    2. اختياري: زود بعامل تخدير عكسي لتسريع التعافي. على سبيل المثال، الحقن تحت الجلد للأتيباميزول (1 ملغ/كجم، في محلول ملحي فسيولوجي) ستسرع وقت التعافي من التخدير من حوالي ساعة إلى حوالي 20 دقيقة.
    3. قدم المراقبة والدعم المستمر حتى يستعيد وعيه بشكل كاف واستلقاء عظم القص. لا تترك دون مراقبة حتى تتعافى تماما من الجراحة والتخدير.
    4. بمجرد تعافي تماما، يمكن إعادته إلى أقفاص السكن المشتركة مع الأخرى.
    5. بعد يوم واحد من الجراحة، قدم دعما إضافيا مسكنا للألم عن طريق إعطاء مسكن معتمد مؤسسيا، مثل الميلوكسيكام (انظر الخطوة 2.3.2).
  14. امنح وقت تعافي مدته 14 يوما بعد جراحة زرع دليل cOFM للسماح بالشفاء الكامل للحاجز الدموي والدماغي قبل إجراء أي إجراءات إضافية على.

3. زرع الخلايا الورمية داخل الجمجمة بواسطة دليل cOFM

  1. زراعة الخلايا وتحضيرها:
    1. زراعة وتوسيع الخلايا وفقا لبروتوكولات نوع الخلية المحددة. على سبيل المثال، يمكن زراعة خلايا الورم الدبقي الاصطناعية للفئران مثل CT2A في أطباق بحجم 10 سم أو قوارير T-75 تحتوي على DMEM مع 10٪ مصل أبقار جنيني (FBS) و1٪ مكملات بنسلين/ستربتوميسين.
    2. تحضير الخلايا المزروعة للزرع وفقا لبروتوكولات نوع الخلية المحددة.
      1. على سبيل المثال، مع خلايا الورم الدبقي CT2A التركيبية، قم بإزالة وسط النمو، وغسل الجسم لفترة وجيزة باستخدام PBS، وحضن الخلايا لمدة 5 دقائق في جرعة 0.05٪ من التربسين (مع 0.53 mM EDTA) عند 37 درجة مئوية.
      2. قم بتحييد التربسين بحجم متساو يحتوي على 1٪ من DMEM يحتوي على FBS، وانقل الخلايا إلى أنبوب مخروطي بحجم 15 مل، وقم بتشغيل الطرد المركزي عند 300 × جرام لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية إلى خلايا الحبيبات.
      3. قم بإزالة الفائق وأعد تعليق حبيبات الخلايا في 1 مل من PBS (أو محلول ملحي فسيولوجي). تحديد إجمالي عدد الخلايا لكل مل باستخدام مقياس خلية الدم يدوي أو آلي. قم بعمل جهاز تعليق الخلية مرة أخرى عند 300 × جرام لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية، إزالة السوبرناتينت، وأعد تعليقها بحجم مناسب من PBS (أو محلول ملحي) لتحقيق 50,000 خلية لكل ميكرولتر. ضع تعليق الخلية على الثلج حتى يكون جاهزا للزرع (الخطوة 3.5.2).
  2. قم بتجميع الأدوات الجراحية لجراحة زرع خلايا الورم داخل الجمجمة (جدول المواد) وتعقيم بواسطة المعقم إذا دعت الحاجة.
  3. تحضير مساحة العمل الجراحية
    1. تعقيم خزانة السلامة البيولوجية: انظر الخطوة 2.2.1.
    2. جهز الأدوات المجسمة: نظف إطار الستيريوتاكتيك بالمطهرات وضعه في خزانة السلامة البيولوجية. وبالمثل، نظف وتعقيم حامل الحقنة المثبت على التقنية المجسمة وربطها بإطار الستيريوتاكتيك.
    3. نفذ الخطوات 2.2.3.-2.2.5. للخطوات التحضيرية المتبقية.
  4. تحضيرات قبل الجراحة:
    1. نفذ الخطوات 2.3.1.، 2.3.2.، 2.3.4.، و2.3.5. لتحضير.
  5. زرع الخلايا الورمية:
    1. تجميع إدخال الحقنة وحقن الحقن (ملخص في الشكل 2)
      1. نقع موصلات الأنابيب ذات الحواف في إيثانول بنسبة 70٪ لمدة لا تقل عن 5 دقائق.
      2. أدخل طرف محقنة زجاجية محكمة الإغلاق بسعة 10 ميكرولتر أو 25 ميكرولتر معقمة في أحد طرفي موصل أنابيب ذو حواف.
      3. ضع مدخل إدخال تسريب cOFM في الطرف الآخر من موصل الأنبوب.
      4. ثبت مجموعة إدخال الحقنة مع الحقن في حامل الحقنة المثبتة على التقنية المجسمة.
    2. قم بتحميل مجموعة إدخال الحقن بكمية مناسبة من تعليق الخلية. على سبيل المثال، تحميل 3 ميكرولتر من تعليق الخلية عند 50,000 خلية لكل ميكرولتر ليصل إجمالي الحقن إلى 150,000 خلية لكل.
    3. استبدال الإدخال الوهمي بإدخال التسريب:
      1. استخدم الملقط لإزالة وتد القفل من دليل cOFM ومجموعة الدمية، ثم ارفع دمية cOFM برفق من الدليل.
      2. استخدم مقابض ضبط ML وAP على جهاز التحكم الدقيق لتحريك مجموعة إدخال الحقنة فوق دليل cOFM. استخدم مقبض ضبط DV لخفض إدخال التسريب بعناية في دليل cOFM وتثبيته في مكانه عن طريق إعادة إدخال الإسفين القفل بقوة باستخدام الملقط.
    4. حقن 3 ميكرولتر من تعليق الخلية من الحقنة بمعدل 1 ميكرولتر/دقيقة. راقب المنطقة حول دليل cOFM وإدخال التسريب بعناية لضمان عدم خروج تعليق الخلية من التجميع. بعد حقن الحجم بالكامل، انتظر دقيقة إضافية حتى يستقر الضغط داخل الجمجمة.
    5. استبدل إدخال التسريب بإدخال وهمي.
      1. استخدم الملقط لإزالة الوتد القفل من دليل cOFM ومجموعة إدخال التسرب، ثم قم بضبط مقبض ضبط DV في المتحكم الدقيق بلطف لرفع إدخال التسريب من الدليل.
      2. أعد دمية cOFM في الدليل وتثبيتها في مكانها عن طريق إعادة إدخال الوتد القفل باستخدام الملقط.
  6. فصل عن الإطار المجسم عن طريق أولا فك وإزالة قضبان الأذن، ثم فك وسحب مشبك الأنف، ثم رفع قواطع من كتلة العض.
  7. تعافي ودعمه:
    1. انقل إلى قفص تعافي معزول (واحد لكل قفص) وقدم حرارة إضافية من وسادة تسخين مضبوطة على المنخفض.
    2. اختياري: زود بعامل عكسي مخدر (مثل أتيباميزول) لتسريع مدة التعافي، انظر الخطوة 2.13.2.
    3. قدم المراقبة والدعم المستمر حتى يستعيد وعيه بشكل كاف واستلقاء عظم القص. لا تترك دون مراقبة حتى تتعافى تماما من الجراحة والتخدير.
    4. بمجرد تعافي تماما، يمكن إعادته إلى أقفاص السكن المشتركة برفقة الأخرى.
    5. في اليوم التالي للجراحة، قدم دعما إضافيا مسكنيا عن طريق إعطاء مسكن معتمد مؤسسيا، مثل الميلوكسيكام (انظر الخطوة 2.3.2).
      ملاحظة: إذا تم استخدام خطوط الخلايا الموجبة للوسيفيراز، يمكن إجراء التصوير المضيء الحيوي (BLI) بعد أسبوع إلى أسبوعين من زرع الخلايا للتحقق من نجاح زرع الورم. بينما يمكن للخصائص الفيزيائية مثل فراء أو وجود التثبيت على الرأس أن تعيق التلميع المكتشف، إلا أنه لا يزال يمكن استخدامها لإجراء تقديرات تقريبية لوجود أو غياب الورم. بدلا من ذلك، يمكن إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي إذا كانت براغي التثبيت المستخدمة في وضع دليل cOFM غير متوافقة مع المغناطيسية الفيرومغناطيسية والرنين المغناطيسي.

4. أخذ عينات cOFM من السائل الخلالي الدماغي

ملاحظة: نظرا لاعتمادها على انتشار التحليل السلبي، تحتوي عينات cOFM على تركيزات مخففة من المحللات مقارنة ببيئة ISF الداخلية. وبسبب ذلك، تم اقتراح عدة طرق سابقا لمعايرة قياسات العينات لتعكس بشكل أفضل تركيزات الموقع 18. يصف هذا القسم نمطين مختلفين للعينات. الخطوة 4.1. يصف وضع التكوين الذي يوصي به المصنع (ومن هنا يشار إليه باسم التجزئة) والذي يوفر حساسية زمنية أكبر، ولكن على حساب تركيز التحليل الكهربائي. الخطوة 4.2. يوضح نمطا بديلا من التكوين طورناه (ومن هنا يشار إليه باسم إعادة الدوران) يمكنه تحقيق تركيز أكبر للتحليل على حساب انخفاض الدقة الزمنية.

  1. أخذ عينات cOFM المجزأة (ملخص في الشكل 3A):
    1. نقع موصلات الأنابيب ذات الحواف في 70٪ إيثانول لمدة لا تقل عن 5 دقائق لتسهيل التثبيت على الأنابيب وتركيبات العينات.
    2. حمل كيس بيرفوسات يحتوي على كمية كافية من بيرفوسات aCSF. على سبيل المثال، 680 ميكرولتر يكفي على الأقل لكل من تدفق خط لمدة 20 دقيقة بسرعة 10 ميكرولتر/دقيقة وأخذ عينات لمدة 8 ساعات بسرعة 1 ميكرولتر/دقيقة. ومع ذلك، يوصى بحجم لا يقل عن 2 مل لمنع انهيار وأعطال كيس البرفيوسات.
    3. املأ خطوط الدفع والسحب مسبقا بحجم مناسب من aCSF باستخدام حقن زجاجية محكمة الإغلاق للغاز. على سبيل المثال، أنابيب السحب الشاملة منخفضة الربط لها قطر داخلي 0.25 مم وأطوال الأنابيب الفردية 100 سم. وهذا يعادل تقريبا 1 ميكرولتر لكل 2 سم، وبالتالي حوالي 55 ميكرولتر في أنبوب الدفع و100 ميكرولتر في أنبوب السحب.
    4. قم بتركيب القسم البريستالتيكي من الأنبوب بشكل صحيح في رأس مضخة الميكروبيرفيوجن كما هو موضح في الشكل 3A.
      ملاحظة: راجع دليل تعليمات BASi لمزيد من التعليمات إذا لزم الأمر.
    5. قم بتوصيل كيس البرفيوسات بقسم الدفع من الأنبوب باستخدام موصل Luer Lock (الشكل 3A، المكون i).
    6. قم بتوصيل إدخال العينة بخطوط الأنابيب باستخدام موصلات أنابيب ذات حواف. يجب توصيل مدخل إدخال العينة (طول العمود الأطول) بطرف الخرج من أنبوب الدفع، مقابل خط أنبوب كيس البرفوسيت (الشكل 3A، أعلى اليسار). يجب توصيل مخرج إدخال العينة (العمود الأقصر) بطرف الإدخال من أنبوب السحب، موازيا لخط أنبوب كيس البرفوسيت (الشكل 3A، أعلى اليمين). ضع إدخال العينة المتصلة في أنبوب طرد مركزي دقيق معقم يحتوي على 750 ميكرولتر من aCSF استعدادا لغسل النظام.
    7. قم بتوصيل إبرة جامع الكسور بموصل أنابيب ذو حافة إلى خط إخراج أنبوب السحب (الطرف المقابل لمخرج إدخال العينة).
    8. قم بعمل نظام أنابيب بغسل لمدة 20 دقيقة بسرعة 10 ميكرولتر/دقيقة لإزالة أي فقاعات غاز محبوسة داخل نظام الأنابيب.
    9. إعداد جامع الكسور:
      1. قم بتسمية ووزن أنابيب جمع الكسور، مع تعليق على كل وزن للمقارنة والتحقق من حجم العينة المجمعة. ضع الأنابيب في الفتحات المقابلة لدوامة جمع الكسور.
      2. شغل جامع الكسور وقم بضبط الإعدادات حسب القيم المطلوبة. تشمل الإعدادات النموذجية # من العينات، وقت العينة (م)، التأخير (الساعات)، التبريد بالتفريغ، ووضع _cannula.
        ملاحظة: يتم تقريب التخلص من حجم السائل في الفضاء الميت في أنبوب السحب الذي لم يلامس ISF الأورثوتوبي ب i) طول وحجم الأنبوب (حوالي 2 سم/ميكرولتر ل OFM-PP2-100-LB)، 2) معدل التدفق، و 3) التأخير (ساعات). يجب النظر في هذه المعايير بعناية عند إعداد نظام التحصيل لضمان جمع الكسور بشكل صحيح.
  2. أخذ عينات cOFM المعاد تدويرها (ملخص في الشكل 3B):
    1. نقع موصلات الأنابيب ذات الحواف في 70٪ إيثانول لتسهيل التثبيت على الأنابيب وإدخال العينات.
    2. ملء خط السحب مسبقا بحجم مناسب من aCSF باستخدام حقن زجاجية محكمة الإغلاق للغاز.
    3. قم بتركيب القسم البريستالتيكي من الأنبوب بشكل صحيح في رأس مضخة الميكروترويو.
    4. قم بتوصيل إدخال العينة بخطوط الأنابيب باستخدام موصلات أنابيب ذات حواف. يجب توصيل مدخل إدخال العينة (طول العمود الأطول) بطرف الخرج من أنبوب السحب. يجب توصيل مخرج إدخال العينة (العمود الأقصر) بطرف الإدخال لأنبوب السحب. ضع إدخال العينة المتصلة في أنبوب طرد مركزي دقيق معقم يحتوي على 750 ميكرولتر من aCSF استعدادا لغسل النظام.
    5. قم بعمل نظام أنابيب بغسل لمدة 20 دقيقة بسرعة 10 ميكرولتر/دقيقة لإزالة أي فقاعات غاز محبوسة داخل نظام الأنابيب.
  3. إعداد نظام الأقفاص الدوارة:
    ملاحظة: أنظمة أقفاص الدوارة، مثل نظام راتورن، تسهل أخذ عينات cOFM للحيوان المستيقظ من خلال منع الالتفاف المفرط وتشابك أنابيب الدفع والسحب. يمكن أن يساعد ذلك أيضا في أتمتة أخذ عينات cOFM من خلال القضاء على الحاجة لفك التشابك يدويا للأنابيب أثناء جلسات جمع cOFM اليقظة.
    1. ضع فراش قفص نظيف بشكل متساو على أرضية القفص الدوارة وزود القفص بمصادر طعام وماء سهلة الوصول.
    2. شغل وحدة تحكم دوران القفص واختبر نشاطها عن طريق تدوير الحبل المعلق. يجب أن يدور القفص معاكسا بالنسبة لاتجاه الدوران الذي يعطى الحبل. اضبط وحدة التحكم الدورانية على وضع الاستعداد حتى يتم توصيل بالرباط.
  4. ربط بنظام cOFM:
    ملاحظة: يتم توصيل وفصل بنظام cOFM بسهولة أكبر أثناء تخدير المؤقت بالأيزوفلوران. إذا تم تنفيذها بشكل صحيح، لا تستغرق هذه العملية أكثر من 5 دقائق لكل؛ ومع ذلك، ينصح بشدة باستخدام مرهم العيون.
    1. تخدير: وضع في غرفة تحفيز التخدير الإيزوفلوراني. ابدأ التخدير بتدفق الأكسجين بمعدل 2 لتر/دقيقة وضبط الإيزوفلوران على 3٪. راقب حتى يصل إلى مستوى مناسب من التخدير (غير متحرك بمعدل تنفس يقارب 1 نفس/ثانية). انقل من غرفة الحث إلى قناع التخدير المضبوط على تدفق أكسجين 2 لتر/دقيقة و3٪ إيزوفلوران.
    2. سترة: وضع في سترة بحجم مناسب، مع سحب الأطراف الأمامية بالكامل عبر فتحات الأذرع وتثبيت السترة بإحكام على ظهر (موضح في الشكل 3C).
    3. استبدال الإدخال الوهمي بإدخال العينة: استخدم ملقطا لإزالة الوتد القفل من الدليل ومجموعة الدمية ورفع الدمية بعناية من الدليل. قم بتركيب العينة برفق، وأدخلها في الدليل، ثم أعد إدخال الإسفين المثبت.
    4. أخرج من التخدير وضعه في نظام الأقفاص الدوار. اربط حبل القفص بسترة وفعل نظام القفص الدوار.
  5. إجراء أخذ عينات cOFM:
    1. اضبط مضخات الميكروفيرفيود على 5 ميكرولتر/دقيقة وقم بعملية غسل لمدة دقيقتين لإزالة أي فقاعات دقيقة قد تكون ناتجة عن تركيب إدخال عينات cOFM.
    2. غير إعدادات مضخة الميكروتروية إلى معدل التدفق المطلوب الصحيح لوضع المضخة (على سبيل المثال، 1 ميكرولتر/دقيقة).
    3. فعل وضع الضخ. إذا كنت تقوم بأخذ عينات cOFM المجزأة، قم بتفعيل جامع الكسور.
    4. خلال المراحل الأولى من أخذ عينات cOFM، قم بمراقبة دقيقة لأنابيب الدفع والسحب لضمان غياب فقاعات الغاز، لأنها ستؤثر على وظيفة الجهاز السليم وجمع العينات وقد تعرض للخطر. إذا لوحظت فقاعات غاز، أوقف مكونات النظام، وافصل عن نظام cOFM، وأزل فقاعات الغاز عن طريق تدفق aCSF عبر الأنبوب.
    5. خلال فترة عملية أخذ عينات cOFM، قم بإجراء ملاحظات متكررة إضافية لأنابيب cOFM وسلوك. إذا كان سلوك يشير إلى تغييرات صحية مفاجئة، أوقف مكونات النظام فورا وتعامل مع القلق بشأن صحة. استشر طاقم الأطباء البيطريين في المؤسسات إذا لزم الأمر.
  6. فصل عن نظام cOFM:
    1. قم بإيقاف نظام القفص الدوار وافصل ربط القفص عن سترة.
    2. انقل إلى غرفة تحفيز التخدير الإيزوفلوراني، مع بقاء إدخال العينة وأنبوب cOFM متصلين. ابدأ التخدير بتدفق الأكسجين بمعدل 2 لتر/دقيقة وضبط الإيزوفلوران على 3٪. راقب حتى يصل إلى مستوى مناسب من التخدير (غير متحرك بمعدل تنفس يقارب 1 نفس/ثانية). انقل من غرفة الحث إلى قناع التخدير المضبوط على تدفق 2 لتر/دقيقة و3٪ إيزوفلوران.
    3. استبدل إدخال العينة بإدخال وهمي: استخدم ملقطا لإزالة الإسفين القفل من الدليل ومجموعة إدخال العينة، ورفع إدخال العينة بعناية من الدليل. أعد تثبيت الإدخال الوهمي بلطف إلى الدليل، ثم أعد إدخال الإسفين القابل للقفل.
    4. إزالة السترة: افصل المثبتات من الجانب الخلفي للسترة الحيوانية وقم بإزالة السترة برفق من.
    5. تعافي ومراقبته: إزالة من التخدير الإيزوفلوراني ووضعه في قفص تعافي نظيف، مع توفير مراقبة مستمرة حتى يستعيد وعيه بالكامل ويستلقي في عظم القص. إعادة إيواء إلى قفص منزلي بمجرد تعافي تماما.
  7. جمع العينات وتخزينها:
    1. أخذ العينات المجزأة:
      1. قم بإزالة أنابيب جمع الكسور من جامع الكسور وضعها على الثلج للنقل قصير الأمد.
      2. وزن كل أنبوب جمع وقارن مع الوزن قبل الجمع للتحقق من حجم العينة.
      3. الانتقال إلى التحليل اللاحق لعينات cOFM أو وضعها في فريزر بدرجة حرارة -80 درجة مئوية للتخزين طويل الأمد.
    2. أخذ عينات معاد تدويرها:
      1. بترك أنبوب السحب متصلا بمخرج إدخال أخذ عينات cOFM (عمود أقصر)، انفصل عن بقية الإعداد ووضع الأنبوب وإدخال العينة في أنبوب طرد مركزي دقيق جديد ونظيف.
      2. قم بتثبيت إبرة معقمة بسعة 18G على حقنة معقمة بحجم 1 مل إلى 5 مل واملأها بالهواء.
      3. أدخل الإبرة بعناية في موصل الأنابيب ذات الحافة عند نهاية الإدخال لأنبوب السحب.
      4. للتأكد من بقاء إدخال أخذ عينات cOFM في أنبوب الطرد المركزي الدقيق، اضغط على مكبس الحقنة لطرد حجم عينة cOFM المعاد تدويرها من أنبوب السحب بالهواء. تأكد من طرد عينة cOFM بالكامل من أنبوب السحب إلى أنبوب الطرد المركزي الدقيق، مع فصل الحقنة وإعادة ملئها بالهواء إذا لزم الأمر.
      5. ضع عينة cOFM المعاد تدويرها على الثلج للنقل المؤقت.
      6. تابع التحليل في الأسفل أو وضعها في فريزر بدرجة -80 درجة مئوية للتخزين طويل الأمد.
  8. تخزين مصادر cOFM إذا كنت تكرر أخذ عينات cOFM في نفس:
    ملاحظة: لا ينصح المصنع بإعادة استخدام الأجهزة القابلة للتخلص من cOFM، مثل إدخالات العينة وأنابيب المدخل/المخرج.
    1. غسل أنبوب الدفع والسحب cOFM بحوالي 500 ميكرولتر من aCSF المعقم أو المحلول الملحي بمعدل لا يتجاوز 10 ميكرولتر/دقيقة. تابع ذلك بتدفق مماثل بمقدار 1-2 مل من الإيثانول بنسبة 70٪. وأخيرا، استخدم حقنة بسعة 5 أو 10 مل مزودة بإبرة 18G وموصل أنابيب ذات حواف لطرد الأنبوب بالهواء.
    2. يتم غسل أنابيب الإدخال والمخرج من إدخال أخذ عينات cOFM بسعة 50 ميكرولتر من المحلول المعقم أو محلول ملحي باستخدام حقنة زجاجية محكمة الإغلاق مزودة بموصل أنابيب ذو حواف. تابع ذلك ب 50 ميكرولتر من 70٪ إيثانول. افصل إدخال أخذ عينات cOFM من موصل الأنبوب وخزنها في قارورة مملوءة بنسبة 70٪ إيثانول حتى تكون جاهزة لإعادة الاستخدام.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن تحدث مقاييس تقييمية مختلفة لتحديد نجاح التجارب في مراحل التجارب المتوسطة أو النهائية، اعتمادا على الطبيعة الخاصة للعلم الشرعي الأساسي ونموذج التجريبي. لإجراء فحوصات في بيولوجيا GBM، يمكن استخدام التصوير المضيء الحيوي (BLI) كمقياس تقييم وسيط لفعالية زرع الخلايا الورمية التي تتوسط دليل cOFM (الشكل 4A). ومع ذلك، يستخدم هذا في تقييمات الأورام الثنائية البسيطة الموجودة أو الغائبة، نظرا لأن الخصائص الفيزيائية لقواعد الرأس المزروعة يمكن أن تخفف من السطوع ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحمل إجراءات cOFM الموصوفة في هذا البروتوكول القدرة على إحداث ثورة في دراسة أمراض الجهاز العصبي المركزي من خلال قدرتها على أخذ عينات طولية من المكونات الداخلية لنسيج النسيج المرضي. ومع ذلك، يعتمد نجاح التحقيق في تطبيق هذه المنهجية على الأداء الصحيح لعدة خطوات حاسمة. من بين هذه العوامل، فإن تحديد مكان قنية الدليل cOFM بشكل صحيح وآمن هو من أهمها. يمكن أن تؤدي الإجراءات الجراحية غير السليمة أو استراتيجيات التثبيت إلى انفصال كامل الرأس وسحب من الدراسات التجريبية اللاحقة. عادة ما ينتج خلع رأس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد دعم هذا العمل من قبل المعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية 1R01NS096376، 1R01NS112856، و P50CA221747 SPORE للطرق الانتقالية لسرطان الدماغ (A.U.A.).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
رأس حفر 0.7 ممأدوات العلوم الدقيقة19008-07حفر ثقوب الشفرات
حقنة من 1 إلى 5 ملBD#309646إعادة تدوير عينة بيرفوسيت المعاد تدويرها
إبرة 18GBD#305195إعادة تدوير عينة بيرفوسيت المعاد تدويرها
إبرة 30GBD ألترا-فاين328438الجافة الجارية المثقبة
غرز فيكريل 4-0دايناركس9130الإغلاق الجراحي
مناديل الكحولفيشر براند22-363-750تعقيم الجلد في موقع الجراحة
براغي التثبيتBASiMD-1310وضع رأس التثبيت cOFM
السائل الدماغي الشوكي الاصطناعي (aCSF)BASi (جوانيوم)MD-2400العينات من ISF
إدخال دمية cOFMBASi (جوانيوم)cOFM-D- #وضع رأس التثبيت cOFM
دليل cOFMBASi (جوانيوم)cOFM-GD-#- #وضع رأس التثبيت cOFM
حامل دليل cOFMBASi (جوانيوم)OFM-STM-1وضع رأس التثبيت cOFM
إدخال تسريب cOFMBASi (جوانيوم)cOFM-I- #حقن الخلايا
وتد قفل cOFMBASi (جوانيوم)cOFM-LOCKوضع رأس التثبيت cOFM
إدخال عينات cOFMBASi (جوانيوم)cOFM-S-Xالعينات من ISF
أجهزة تطبيق ذات رأس قطنيفيشربرين22363160امتصاص السوائل، باستخدام بيروكسيد الهيدروجين
خط خلايا الورم الدبقي للفأر CT2Aمختبر سيفريد - جامعة بوسطنNAالخلايا الورمية المنقوشة
عامل الإسمنت السنيإيفوكلار595953USوضع رأس التثبيت cOFM
ضوء معالجة الأسنانهنري شاين5700253وضع رأس التثبيت cOFM
كريم إزالة الشعرفيت3116875إزالة الشعر في موقع الجراحة
ماكينة الحلاقة الكهربائيةشركة وال كليبر8841إزالة الشعر في موقع الجراحة
ملقط ذو طرف رفيعأدوات العلوم الدقيقة5SFالشق، وضع برغي التثبيت
موصلات الأنابيب ذات الحافةBASi (جوانيوم)MD-1510حقن الخلايا
قوارير جمع الكسورBASi (جوانيوم)MF-5281تخزين العينات المجزأة
حقنة زجاجية محكمة الإغلاق (25 سنة ومو؛ L)هاميلتون80465حقن الخلايا
بيروكسيد الهيدروجين (1-3٪)وولغرينزNDC: 0363-0268-32تنظيف سطح الجمجمة
حقن الأنسولين (0.3 إلى 1.0 مل) مع إبر 31 جرامBD ألترا-فاين328438إعطاء المخدر والمسكنات
أنابيب الطرد المركزي الدقيقباسيكس02-682-002إعادة تدوير عينة بيرفوسيت المعاد تدويرها
الميكرودريل وحامل الستيريوتاكتيكجهاز هارفارد75-1874حفر ثقوب الشفرات
سترة الفأرلوميرMJ 02الاتصال بين الحيوانات ونظام الأقفاص الدوار
أنابيب OFM منخفضة الربطBASi (جوانيوم)OFM-PP2-100-LBالعينات من ISF
مضخة OFM - مضخة التروية الدقيقةBASi (جوانيوم)MPP102-PCالعينات من ISF
مرهم العيونديشرا211-38تزييت العين حول السوغريك
إبرة أخذ عينات معدنية مجهزةBASi (جوانيوم)MW-2310تخزين العينات المجزأة
كيس بيرفوسيتBASi (جوانيوم)حقيبة OFMالعينات من ISF
محلول ملحي فسيولوجيالعناية المركزة الطبية  0990-7983-03تنظيف سطح الجمجمة، يساعد في حفر ثقوب الجمجمة
مسحات بوفيدون-يودرعاية صحية PDISKU B40600تعقيم الجلد في موقع الجراحة
حامل المجسستولتينغ51633
جامع الكسور المبردBASi (جوانيوم)MD-1201تخزين العينات المجزأة
نظام الأقفاص الدوارBASi (جوانيوم)AMD-R Raturnالغلاف الآلي لأخذ عينات cOFM اليقظة
شفرات ومقابض المشرطفيشر ساينتفيك 22079693الشق
مفك البراغيوضع رأس التثبيت cOFM
لاصق الأسنان القابل للنقش ذاتيا  توكوياماتمهيد سطح الجمجمة لعامل التثبيت
غطاء دفع سيليكون لزجاجات الجمعBASi (جوانيوم)MF-5283تخزين العينات المجزأة
الإطار الستيروتاكتيكيستولتينغ51725

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Shetty, A. K., Zanirati, G. The interstitial system of the brain in health and disease. Aging Dis. 11 (1), 200-211 (2020).
  2. Taoka, T., et al. Interstitial fluidopathy of the central nervous system: An umbrella term for disorders with impaired neurofluid dynamics. Magn Reson Med Sci. 23 (1), 1-13 (2024).
  3. Matsumae, M., et al. Research into the physiology of cerebrospinal fluid reaches a new horizon: Intimate exchange between cerebrospinal fluid and interstitial fluid may contribute to maintenance of homeostasis in the central nervous system. Neurol Med Chir (Tokyo). 56 (7), 416-441 (2016).
  4. Filannino, F. M., Panaro, M. A., Benameur, T., Pizzolorusso, I., Porro, C. Extracellular vesicles in the central nervous system: A novel mechanism of neuronal cell communication. Int J Mol Sci. 25 (3), 1629(2024).
  5. Marcus, H. J., Carpenter, K. L., Price, S. J., Hutchinson, P. J. In vivo assessment of high-grade glioma biochemistry using microdialysis: A study of energy-related molecules, growth factors and cytokines. J Neurooncol. 97 (1), 11-23 (2010).
  6. De Ruiter Swain, J., Michalopoulou, E., Noch, E. K., Lukey, M. J., Van Aelst, L. Metabolic partitioning in the brain and its hijacking by glioblastoma. Genes Dev. 37 (15-16), 681-702 (2023).
  7. Teer, L., Yaddanapudi, K., Chen, J. Biophysical control of the glioblastoma immunosuppressive microenvironment: Opportunities for immunotherapy. Bioengineering (Basel). 11 (1), 93(2024).
  8. De Boeck, A., et al. Glioma-derived il-33 orchestrates an inflammatory brain tumor microenvironment that accelerates glioma progression. Nat Commun. 11 (1), 4997(2020).
  9. Yeo, E. C. F., Brown, M. P., Gargett, T., Ebert, L. M. The role of cytokines and chemokines in shaping the immune microenvironment of glioblastoma: Implications for immunotherapy. Cells. 10 (3), 607(2021).
  10. Riviere-Cazaux, C., et al. Longitudinal glioma monitoring via cerebrospinal fluid cell-free DNA. Clin Cancer Res. 31 (5), 881-889 (2025).
  11. Wang, X., et al. Reciprocal signaling between glioblastoma stem cells and differentiated tumor cells promotes malignant progression. Cell Stem Cell. 22 (4), 514-528 (2018).
  12. Lehmann, A., Isacsson, H., Hamberger, A. Effects of in vivo administration of kainic acid on the extracellular amino acid pool in the rabbit hippocampus. J Neurochem. 40 (5), 1314-1320 (1983).
  13. Sandberg, M., Lindstrom, S. Amino acids in the dorsal lateral geniculate nucleus of the cat--collection in vivo. J Neurosci Methods. 9 (1), 65-74 (1983).
  14. Tossman, U., et al. Brain amino acids measured by intracerebral dialysis in portacaval shunted rats. J Neurochem. 41 (4), 1046-1051 (1983).
  15. Zetterstrom, T., et al. Purine levels in the intact rat brain. Studies with an implanted perfused hollow fibre. Neurosci Lett. 29 (2), 111-115 (1982).
  16. Bourne, J. A. Intracerebral microdialysis: 30 years as a tool for the neuroscientist. Clin Exp Pharmacol Physiol. 30 (1-2), 16-24 (2003).
  17. Darvesh, A. S., et al. In vivo brain microdialysis: Advances in neuropsychopharmacology and drug discovery. Expert Opin Drug Discov. 6 (2), 109-127 (2011).
  18. Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S. Overview of brain microdialysis. Curr Protoc Neurosci. Chapter 7 (Unit7), 1(2009).
  19. Altendorfer-Kroath, T., et al. Comparison of cerebral open flow microperfusion and microdialysis when sampling small lipophilic and small hydrophilic substances. J Neurosci Methods. 311, 394-401 (2019).
  20. Custers, M. L., et al. Applicability of cerebral open flow microperfusion and microdialysis to quantify a brain-penetrating nanobody in mice. Anal Chim Acta. 1178, 338803(2021).
  21. Birngruber, T., et al. Cerebral open flow microperfusion: A new in vivo technique for continuous measurement of substance transport across the intact blood-brain barrier. Clin Exp Pharmacol Physiol. 40 (12), 864-871 (2013).
  22. Kleinert, M., et al. Time-resolved hypothalamic open flow micro-perfusion reveals normal leptin transport across the blood-brain barrier in leptin resistant mice. Mol Metab. 13, 77-82 (2018).
  23. Le Prieult, F., Barini, E., Laplanche, L., Schlegel, K., Mezler, M. Collecting antibodies and large molecule biomarkers in mouse interstitial brain fluid: A comparison of microdialysis and cerebral open flow microperfusion. MAbs. 13 (1), 1918819(2021).
  24. Altendorfer-Kroath, T., et al. Quantification of the therapeutic antibody ocrelizumab in mouse brain interstitial fluid using cerebral open flow microperfusion and simultaneous monitoring of the blood-brain barrier integrity. Pharmaceutics. 15 (7), 1880(2023).
  25. Birngruber, T., et al. Enhanced doxorubicin delivery to the brain administered through glutathione pegylated liposomal doxorubicin (2b3-101) as compared with generic caelyx,((r))/doxil((r))--a cerebral open flow microperfusion pilot study. J Pharm Sci. 103 (7), 1945-1948 (2014).
  26. Birngruber, T., et al. Long-term implanted cOFM probe causes minimal tissue reaction in the brain. PLoS One. 9 (3), e90221(2014).
  27. Altendorfer-Kroath, T., et al. Atraumatic access to human glioblastoma in a xenograft animal model by cerebral open flow microperfusion. J Neurosci Methods. 393, 109893(2023).
  28. Stangler, L. A., et al. Microdialysis and microperfusion electrodes in neurologic disease monitoring. Fluids Barriers CNS. 18 (1), 52(2021).
  29. Hummer, J., Altendorfer-Kroath, T., Birngruber, T. Cerebral open flow microperfusion to monitor drug transport across the blood-brain barrier. Curr Protoc Pharmacol. 85 (1), e60(2019).
  30. Sundheimer, J. K., et al. Experimental insights and recommendations for successfully performing cerebral microdialysis with hydrophobic drug candidates. Clin Transl Sci. 18 (5), e70226(2025).
  31. Altendorfer-Kroath, T., Hummer, J., Birngruber, T. In vivo monitoring of brain pharmacokinetics and pharmacodynamics with cerebral open flow microperfusion. Biopharm Drug Dispos. 44 (1), 84-93 (2023).
  32. Kreß, S., et al. Innovative platform for the advanced online monitoring of three-dimensional cells and tissue cultures. Cells. 11 (3), 412(2022).
  33. Bjorkli, C., et al. In vivo microdialysis in mice captures changes in alzheimer's disease cerebrospinal fluid biomarkers consistent with developing pathology. J Alzheimers Dis. 84 (4), 1781-1794 (2021).
  34. Gorska, A. M., et al. Evaluation of cerebrospinal fluid (csf) and interstitial fluid (isf) mouse proteomes for the validation and description of alzheimer's disease biomarkers. J Neurosci Methods. 411, 110239(2024).
  35. Pemmari, T., et al. Screening of homing and tissue-penetrating peptides by microdialysis and in vivo phage display. Life Sci Alliance. 8 (5), e202201490(2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة