مقالة منهجية

نموذج موحد للفئران مع سير عمل من ثلاثة أشخاص لدراسة الرفض الخلوي الحاد والوسيط بالأجسام المضادة في زراعة الأجسام الغريبة

DOI:

10.3791/68756

⸱

مارس 20, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Urology, Beijing Jishuitan Hospital Affiliated to Capital Medical University, 2Beijing Key Laboratory of Organ Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4First Teaching Hospital of Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, 5Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 6Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 7Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 8Sanya Institute of China Agricultural University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تؤسس هذه الدراسة نموذجين موحدين لزراعة الأعضاء الغريبة في الفأر لتكرار الرفض الخلوي الحاد والرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة بشكل محدد. تعمل هذه النماذج كمنصة موثوقة للتحقيق في آليات رفض المناعة بواسطة الزينوغرافت، وتقييم استراتيجيات مثبطة المناعة، وتعزيز أبحاث زراعة الأعضاء الغريبة قبل السريرية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

على الرغم من التقدم الأخير في زراعة الأعضاء الفضائية، لا يزال الرفض الحاد يشكل عائقا رئيسيا أمام تطبيقه السريري. الرفض الخلوي الحاد (ACR) والرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة (AMR) هما الاستجابات المناعية الأساسية التي تؤدي إلى فشل الطعوم المبكر لدى متلقي الزينوغرافت. بينما قدمت نماذج الحيوانات الكبيرة مثل الرئيسيات غير البشرية والخنازير المعدلة وراثيا رؤى قيمة، فإن استخدامها محدود بالتكاليف العالية، والقيود الأخلاقية، والتنوع التجريبي الكبير. تقدم نماذج الحيوانات الصغيرة بديلا عمليا وقابلا للتكرار للدراسات الميكانيكية لرفض المناعة. في هذه الدراسة، تم تطوير نموذجين موحدين لزراعة الأجانب في الفأر لمحاكاة ACR وAMR بشكل خاص. لضمان قابلية التكرار وتقليل التغير المرتبط بالمشغل، تم تنفيذ بروتوكول جراحي منظم لثلاثة أشخاص مع سير عمل على خط التجميع، مما أتاح توليد نماذج متسقة بكفاءة وجودة عالية. لا تقتصر النماذج الناتجة على تكرار السمات المناعية المرضية الرئيسية لرفض الزينوغرافت السريري فحسب، بل توفر أيضا منصة قوية للتحقيق في آليات المناعة وتقييم استراتيجيات مثبطة المناعة المستهدفة. ستساعد هذه النماذج في تسريع تطوير علاجات زرع الأزراع قبل السريري.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

برز زرع الأعضاء الغريبة كواحدة من أكثر الاستراتيجيات الواعدة لمعالجة نقص الأعضاء المتبرعة للزراعة. في السنوات الأخيرة، أدت التطورات السريعة في تقنيات التحرير الجيني، واستراتيجيات تنظيم المناعة، والهندسة الطبية الحيوية إلى تقدم كبير في هذا المجال.1. خلال السنوات الثلاث الماضية، أجرت عدة فرق بحثية حول العالم تجارب سريرية تتعلق بزراعة قلب خنازير معدلة وراثيا في جامعة ماريلاند، وتجربة زراعة كلية خنازير في مستشفى ماساتشوستس العام، وتجربة زراعة الكلى في جامعة نيويورك 2,3,4,5 . على الرغم من هذه التطورات غير المسبوقة، يظل رفض المناعة التحدي الرئيسي الذي يحد من التطبيق السريري لزراعة الأعضاء الفضائية. حتى مع وجود أعضاء متبرعة معدلة وراثيا محسنة للغاية وأنظمة ثبطة للمناعة مجتمعة، يظل الرفض عقبة كبيرة. تشير الدراسات الحالية إلى أن الرفض الحاد يعد عقبة حاسمة في زراعة الأعضاء الغريبة، ويصنف أساسا إلى الرفض الخلوي الحاد (ACR) والرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة (AMR). يتم التوسط في ACR بشكل رئيسي بواسطة الخلايا التائية، التي تتميز بتسرب واسع النطاق لخلايا T إلى الطعم، مما يؤدي إلى تلف الأنسجة وضعف وظيفي. تشمل آلياته الأساسية تقديم المستضدات الغريبة، وتنشيط الخلايا التائية، وإطلاق السيتوكينات الالتهابية 6,7. على النقيض من ذلك، يتم دفع AMR بواسطة الأجسام المضادة الخاصة بالمتبرع المكونة مسبقا أو المولدة حديثا. ترتبط هذه الأجسام المضادة بخلايا البطانة داخل الطعم، مما يحفز تنشيط المكملة واستجابة مناعية قوية، مما يؤدي في النهاية إلى إصابة الأوعية الدقيقة، والجلطة، وفشل الطعم 8,9,10. لذلك، فإن الفهم الأعمق لهذه الآليات والاعتماد على استراتيجيات تنظيمية مناعية أكثر دقة أمر ضروري لدفع زراعة الأعضاء من البحث ما قبل السريري إلى التطبيق السريري طويل الأمد.

لمواجهة تحدي الرفض الحاد في زراعة الأعضاء الغريبة، من الضروري العودة إلى الأبحاث الأساسية والدراسات ما قبل السريرية لتوضيح الآليات المناعية الأساسية. تم استخدام نماذج الحيوانات الكبيرة، وخاصة الرئيسيات غير البشرية (NHPs) والخنازير المعدلة وراثيا، على نطاق واسع في أبحاث زراعة الأعضاء الفضائية بسبب التشابهات التشريحية والفسيولوجية الوثيقة بينها والبشر. توفر هذه النماذج رؤى حاسمة حول آليات رفض المناعة واستراتيجيات التعديل المناعي. ومع ذلك، فإن تطبيقها يعاني بشكل كبير من قيود التكاليف العالية، والاعتبارات الأخلاقية، وتعقيد الرعاية طويلة الأمد بعد العملية. علاوة على ذلك، يؤثر التباين الكبير في الاستجابات المناعية بين العلاجات الصحية الصحية الفردية على قابلية تكرار نتائج التجارب 11,12,13. بينما تظل نماذج الحيوانات الكبيرة لا غنى عنها للترجمة السريرية، فإن محدوديتها في جدوى التجارب واتساقها تؤكد الحاجة الملحة لنماذج الحيوانات الصغيرة الأكثر فعالية من حيث التكلفة، وقابلية للتوسع، وذات الصلة الميكانيكية.

نظرا لهذه التحديات، اكتسبت نماذج الحيوانات الصغيرة أهمية متزايدة في أبحاث زراعة الأعضاء الفضائية بسبب تكلفتها المنخفضة، ودورات التجارب القصيرة، وسهولة تطبيقها على نطاق واسع. لا توفر هذه النماذج منصة أساسية للتحقيق في آليات رفض المناعة فحسب، بل تعمل أيضا كجسر حاسم بين الدراسات المخبرية والتجارب على الحيوانات الكبيرة، مما يسهل استكشافا أكثر دقة لاستراتيجيات تنظيم المناعة. في هذه الدراسة، تم تأسيس نموذجين موحدين لزراعة الأجانب في الفأر يحاكدان تحديدا ACR وAMR. لضمان قابلية التكرار والاتساق، تم تنفيذ بروتوكول جراحي موحد لثلاثة أشخاص ونهج مبسط في خط التجميع لتوليد النماذج. يقلل هذا السير الموحد من التباين المعتمد على المشغل، مما يؤدي إلى نماذج زراعة قلب متجانسة للغاية. توفر هذه التحسينات منصة موثوقة للتحقيقات الميكانيكية وتقييم استراتيجيات جديدة لثبيط المناعة. هذا البروتوكول مناسب بشكل خاص للباحثين الذين يجرون دراسات على الحيوانات الصغيرة حول آليات المناعة في زراعة الأجناس وتقييم استراتيجيات ثبيط المناعة. يقدم مزايا مثل انخفاض التكلفة، وقابلية التكرار العالية، وسير عمل موحد، مما يوفر أساسا تجريبيا موثوقا للدراسات اللاحقة على الحيوانات الكبيرة وما قبل السريرية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن تنفيذ هذا البروتوكول بواسطة مشغل واحد أو فريق مكون من ثلاثة أشخاص، حيث يكون كل عضو مسؤولا عن حصاد قلب المتبرع، وتحضير المتلقي، وتشريح القلب المتبرع على التوالي. يتم إكمال العملية بالكامل خلال 10 دقائق، مما يتيح توليد نماذج سريع وعالي الإنتاجية وموحد.

تمت الموافقة على تجارب الحيوانات في هذه الدراسة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) في مستشفى فواي، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية (رقم الموافقة 0108-1-70-ZX(X)-41). تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للامتثال الصارم للوائح رفاهية الحيوان والإرشادات الأخلاقية لضمان الالتزام بالمعايير ذات الصلة. المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. التحضير قبل العملية

  1. تحضير الأساور
    1. استخدم أنابيب البولي إيميد لصنع الأصفاد لجراحة الزرع. بالنسبة للكفة الشريانية، اختر أنابيب البولي إيميد ذات قطر داخلي من 0.3–0.5 مم وقطعها إلى مقاطع بسمك 2 مم تحت ميكروسكوب مجسم (تكبير 10×–20×).
    2. قم بقطع جزء المشبك من كل جزء محيطيا إلى نصفين لتشكيل امتداد يشبه المقبض. بالنسبة للكفة الوريدية، اختر أنابيب البولي إيميد ذات القطر الداخلي 0.4–0.7 مم وقطعها إلى أجزاء بحجم 3 مم. وبالمثل، قم بقطع جزء المشبك بشكل محيطي إلى نصفين لإنشاء امتداد يشبه المقبض.
      ملاحظة: انقع الأساور في 75٪ إيثانول لمدة 30 دقيقة، ثم اشطفها جيدا بمحلول ملحي عادي.
  2. تحضير الفئران: استخدم فئران سبريغ-داولي حديثة الولادة (SD) التي تبلغ أعمارها 10–12 يوما كمتبرعين، وفئران C57BL/6 أو Balb/c التي تبلغ أعمارها 7–8 أسابيع كمستلمين. لضمان الرعاية المناسبة وتقليل التوتر، انقل الفئران المتبرعة حديثي الولادة مع الأم الفأر. تأوى جميع الحيوانات في بيئة خالية من مسببات الأمراض (SPF) محددة.

2. حصاد قلوب المتبرع

  1. التثبيت والتخدير
    1. تخدير الفئران حديثة الولادة عن طريق الحقن داخل الصفاق بكمية 30 ميكرولتر/جم من تريبروموإيثانول (جيتيانبيو، JT0781) (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
    2. بعد التخدير الكامل، ضع الفأر في وضعية الاستلقاء على الظهر وثبته تحت ميكروسكوب تدريجي. قم بتعقيم منطقة البطن الصدرية باستخدام كرات قطنية مبللة باليود في البوفيدون.
      ملاحظة: التعامل مع التريبروموإيثانول مع القفازات وحماية العين في منطقة مهواة؛ تجنب ملامسة الجلد والاستنشاق.
  2. الهيبارينية
    1. قم بتعقيم منطقة البطن الصدرية باستخدام كرات قطنية مبللة باليود في البوفيدون. حرك الأمعاء بلطف جانبا باستخدام مسحة قطنية لكشف الوريد الأجوف السفلي.
    2. حقن محلول ملحي هيبارين (0.2–0.5 مل) في الوريد الأجوف السفلي باستخدام حقنة الإنسولين، تليها ضغط لطيف على موقع الحقن بكرة قطنية لمنع النزيف.
      ملاحظة: ارتد قفازات وواقيات للعين عند تحضير أو حقن محلول ملحي هيباريني؛ تخلص من الحقن كنفايات للحادين. تحضير محلول ملحي معطر بالهيبارين عن طريق إذابة قارورة واحدة من هيبارين الصوديوم الطبي (125 ملغ) في 100 مل من المحلول الملحي الطبيعي.
  3. توقف القلب
    1. اقطع الحجاب الحاجز، واقطع جدار الصدر من الجانبين، ثم اسحب الكرة لتكشف القلب بالكامل. أزل الغدة الزعترية. اقطع الوريد الأجوف العلوي لتخفيف الضغط، وادمج 1 مل من محلول جامعة ويسكونسن (UW) في الشريان الأبهر لتحفيز توقف القلب.
    2. استمر في التروية حتى يتحول لون القلب من الأحمر إلى الشاحب. وفي الوقت نفسه، ضع فوطة شاش مشبعة بمحلول ملحي مثلج فوق القلب لخفض حرارته ومنع الجفاف.
      ملاحظة: اقطع الشاش المعقم إلى قطع بحجم 1 سم × 1 سم ونقعها مسبقا في محلول ملحي مثلج قبل الاستخدام.
  4. حصاد قلب المتبرع
    1. قم بربط الوريد الأجوف العلوي والسفلي بخياطة حريرية 8–0، ثم قطعهما. اقطع الشريان الأبهر عند قوس الأبهر واقطع الشريان الرئوي عند انقزاعه.
    2. وأخيرا، ربط جميع الأوردة الرئوية ب 8-0 خياطة حريرية واستئصال قلب المتبرع. تخزين القلب المقطود مؤقتا في محلول ملحي مثلج للحفظ.

3. تحضير المستلم

  1. التخدير
    1. تخدير الفأر المستلم بنفس الطريقة وضعه على الظهر للتثبيت.
  2. التعقيم
    1. أزل الشعر من منطقة الرقبة باستخدام كريم إزالة الشعر، ثم تعقيم الجلد باستخدام البوفيدون-يودين.
  3. شق الجلد
    1. قم بعمل شق طولي بطول 2 سم تقريبا 1 سم إلى يمين خط المنتصف في الرقبة باستخدام مقص العيون. قم بإجراء تشريح غير حاد لإزالة الدهون تحت الجلد وطبقات العضلات تدريجيا، واستئصال الغدة تحت الفك السفلي.
      ملاحظة: عند استئصال الغدة تحت الفك السفلي، يجب ربط الأوعية الدموية القاعدية بخياطة حرير 8–0 أو كيها بقلم كهربائي لمنع النزيف.
  4. تحضير الأوردة الوداجة الخارجية
    1. بعد كشف الوريد الوداجي الخارجي، قم بكي الفروع بشكل فردي باستخدام قلم كهربائي مضبوط على وضع تخثر منخفض (5–10 واط). المركز الثاني 8-0 غرز حريرية بالقرب من الطرف البعيد من الوريد للربط.
    2. استخدم المقص الجراحي المجهري لقطع الوريد الوداجي الخارجي بين الرباطين. أدخل الوريد الوداجي الخارجي عبر الكفة الوريدية، وادفع الكفة إلى قاعدة الوريد، وثبته بمشبك وعائي.
    3. قم بإزالة الأربطة باستخدام مقص جراحي دقيق، وطرد الدم المتبقي من الوريد باستخدام محلول ملحي هيبارين. أزيل الوريد الوداجي الخارجي فوق الكفة باستخدام ملقط جراحي وثبته ب 8-0 خياطة حريرية.
      ملاحظة: شغل قلم التمهيد الكهربائي بعناية وتجنب الحروق. يحتوي الوريد الوداجي الخارجي على عدة روافد يجب عزلها وإغلاقها بعناية لتقليل النزيف.
  5. تحضير الشريان السباتي
    1. قم بإجراء تشريح غير مباشر خلف عضلة القصية الترقاء لتحديد غلاف السباتي. افتح غمد السباتي، وافصل بحذر الشريان السباتي المشترك عن الوريد الوداجي الداخلي والعصب المبهم.
    2. قم بربط وقطع الشريان بنفس طريقة الوريد. أدخل الطرف السفلي للشريان المقطع عبر الكفة الشريانية، ثم خرجه وتثبيته في مكانه.
      ملاحظة: الشريان السباتي، والوريد الوداجي الداخلي، والعصب المبهم محاطون داخل غمد السباتي. عند فتح الغمد، يجب توخي الحذر لتجنب إتلاف العصب المبهم. الشريان السباتي له قطر أصغر من الوريد الوداجي الخارجي لكنه أكثر مرونة، مما يجعل الانقلاب أكثر تحديا من الوريد.

4. تجسم القلب المتبرع

  1. التشريح من الشريان الأبهر إلى الشريان السباتي
    1. بعد تقليم قلب المتبرع، ضعه فورا في عنق الفأر المتلقي. استخدم 8-0 خياطة حريرية مع عقدة فضفاضة لتشكيل حلقة حول الشريان الأورطي المتبرع.
    2. ضع الشريان الأورطي المتبرع فوق الكفة الشريانية في الشريان السباتي للمستلم وتثبيته بمقياس 8-0 رباط حرير.
      ملاحظة: عند تثبيت الشريان الأبهر، يجب ربط الغرز فوق خط ربط الشريان السباتي لمنع التلامس المباشر بين موقع الربط ودم المتلقي.
  2. التشريح من الشريان الرئوي إلى الوريد الوداجي الخارجي
    1. استخدم 8-0 خياطة حريرية بعقدة فضفاضة لتشكيل حلقة حول الشريان الرئوي المتبرع. مرر الشريان الرئوي فوق الكفة الوريدية في الوريد الوداجي الخارجي للمستلم وتثبيته بمقبض 8-0 رباط حرير.
  3. استئناف القلب
    1. حرر المشابك الوعائية على الشريان السباتي والوريد الوداجي الخارجي للمستلم لاستعادة تدفق الدم. لاحظ أن قلب المتبرع يستأنف انقباضات قوية ويتحول بسرعة إلى اللون الأحمر خلال 10 ثوان.
  4. إغلاق الشق
    1. بمجرد أن يستعيد قلب المتبرع إيقاعه المستقر، قم بتعديل وضعه وإغلاق الشق الجلدي في رقبة المتلقي بخياطات 4-0. عقم موقع الجراحة ببوفيدون-يودين.

5. الرعاية بعد العملية

  1. تسكنات الألم بعد العملية
    1. ضع جل الليدوكائين موضعيا لتخفيف الألم بعد إغلاق الجلد تماما. إذا أظهر الفأر علامات ألم واضحة، أعط الميلوكسيكام (2 ملغ/كغ) عن طريق الحقن داخل الصفاق.
      ملاحظة: يذوب الميلوكسيكام في 10٪ DMSO و90٪ زيت الذرة، ويتم حساب حجم الحقن بناء على الجرعة المطلوبة.
  2. التعافي
    1. ضع الفأرة على وسادة دافئة وناعمة تحافظ عليها عند 37–38 درجة مئوية للحفاظ على درجة حرارة الجسم ومراقبتها حتى تستعيد وعيه. بمجرد أن يستيقظ تماما، ضع الفأر بشكل فردي في قفص يوفر توفر الطعام والماء بشكل كاف.
  3. المراقبة
    1. راقب القلب المزروع يوميا عن طريق الفحص البصري واللمس لتقييم نبضه وصلاحيته العامة للطعم.
      ملاحظة: قم بجميع الإجراءات باستخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة واتبع لوائح السلامة الحيوية ورعاية الحيوانات المؤسسية. يجب جمع جميع البقايا الكيميائية والبيرفيوساتات والأنسجة الحيوانية الناتجة أثناء التجربة والتخلص منها وفقا للوائح المؤسسات. يجب التعامل مع المحاليل التي تحتوي على تريبروموإيثانول أو الهيبارين كنفايات كيميائية خطرة، بينما يجب التعامل مع الأنسجة الحيوانية والمواد المشتقة من الدم كنفايات بيولوجية وتعقيمها عن طريق الأوتوكلاف أو التخلص منها من خلال منشآت معتمدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوضح الشكل 1 سير العمل التعاوني الموحد لثلاثة أشخاص لإنشاء نموذج زراعة الأعضاء الغريبة في الفئران. في هذا النظام، يعمل ثلاثة مشغلين بالتوازي، كل منهم يؤدي مهمة محددة بشكل متكرر: تحضير المتلقي، الحصول على قلب المتبرع، أو تحمير القلب من المتبرع. يتيح هذا التقسيم للعمل الانتهاء من نموذج زراعة كامل كل 10 دقائق. بينما يمكن لمشغل واحد إكمال نموذج واحد في حوالي 30 دقيقة، فإن سير العمل المكون من ثلاثة أشخاص يتيح إكمال ثلاثة نماذج ضمن نفس الإطار الزمني. على الرغم من ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

زرع الأزراع في الفأر هو إجراء شديد التوغل يتطلب مستوى عاليا من الكفاءة التقنية والاتساق من المشغل. خلال تأسيس النموذج، يكون للمشغل تأثير كبير على نتائج التجارب14,15. في سير عمل شخص واحد، يؤدي تعقيد وطول الإجراء إلى زمن تشغيل تقريبي يبلغ 30 دقيقة لكل نموذج، مما يؤدي إلى انخفاض الكفاءة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تؤدي الاختلافات الفردية في التشريح التشريحي، والتعامل مع الأوعية الدموية، وتقنيات التشريح إلى تباين في معدلات نجاح الزراع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم رعاية هذا العمل من قبل مشروع المفاتيح الحدودية للتكنولوجيا الحيوية ضمن برنامج البحث والتطوير الوطني التابع لوزارة العلوم والتكنولوجيا الصينية (2023YFC3404300)، وبرنامج البحث والتطوير الوطني الرئيسي في الصين (2023YFF0724701)، وصناديق البحث السريري للمستشفيات المركزية عالية المستوى في مستشفى فواي، والأكاديمية الصينية للعلوم الطبية، ودراسة ما قبل سريرية على قلوب الخنازير المتبرعة متعددة الجينات المعدلة للجينات الغريبة لزراعة القلب في الأطفال المصابين بالقلب فشل (2025-GSP-ZD-4)، ومشروع المختبر الرئيسي للأمراض القلبية الدموية في مستشفى فواي، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية، فحص وتطوير أهداف الأدوية للبقاء طويل الأمد لزراعة الأعضاء الغريبة في القلب الأورثوتوبي (2025-GSP-GG-42).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Anti-CD3 antibodyAbcamab16669
Anti-CD68 antibodyBiossbs-1432R
DAPIThermofisherP36971
Depilatory creamVeet-
Electrocautery penYuyan Instrument-
Fluorescent secondary antibodiesThermofisherA-11008
HE staining kitBeyotimeC0105S
Ice makerShjingmiIMS-20
Insulin syringesKDLU-40
Lidocaine gelTide Pharm
MeloxicamSigma-Aldrich444800
Microsurgical forcepsZHENHAOFS217
Microsurgical needle holdersBIOFIVENHH01231
Microsurgical scissorsZHENHAOFS237
Normal salineKelun Pharmaceutical-
Polyimide tubingGuangzhou Wanlixin Metal Products Co., Ltd.-القطر الداخلي: 0.3-0.5 ملم
Polyimide tubingGuangzhou Wanlixin Metal Products Co., Ltd.-القطر الداخلي: 0.4-0.7 ملم
Povidone-iodine solutionINOHV-
Sodium heparinQianhong bio-pharma-
StereomicroscopeMurziderMSD204
Surgical suturesJinhuan Medical8-0 و 4-0 silk sutures
Surgical warming padHani Pet-
TribromoethanolJitianbioJT0781
University of Wisconsin solutionBelzer-
Vascular clampsRWD LifeR31005-10

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ali, A., Kemter, E., Wolf, E. Advances in organ and tissue xenotransplantation. Annu Rev Anim Biosci. 12, 369-390 (2024).
  2. Griffith, B. P., et al. Genetically modified porcine-to-human cardiac xenotransplantation. N Engl J Med. 387 (1), 35-44 (2022).
  3. Griffith, B. P., et al. Transplantation of a genetically modified porcine heart into a live human. Nat Med. 31 (2), 589-598 (2025).
  4. Mohiuddin, M. M., et al. Graft dysfunction in compassionate use of genetically engineered pig-to-human cardiac xenotransplantation: A case report. Lancet. 402 (10399), 397-410 (2023).
  5. Kawai, T., et al. Xenotransplantation of a porcine kidney for end-stage kidney disease. N Engl J Med. 392 (19), 1933-1940 (2025).
  6. Lu, T. Y., et al. Advances in innate immunity to overcome immune rejection during xenotransplantation. Cells. 11 (23), 3865(2022).
  7. Zhou, Q., et al. Current status of xenotransplantation research and the strategies for preventing xenograft rejection. Front Immunol. 13, 928173(2022).
  8. Habibabady, Z., et al. Antibody-mediated rejection in xenotransplantation: Can it be prevented or reversed. Xenotransplantation. 30 (4), e12816(2023).
  9. Loupy, A., et al. Immune response after pig-to-human kidney xenotransplantation: a multimodal phenotyping study. Lancet. 402 (10408), 1158-1169 (2023).
  10. Kinoshita, K., et al. Novel factors potentially initiating acute antibody-mediated rejection in pig kidney xenografts despite an efficient immunosuppressive regimen. Xenotransplantation. 31 (2), e12859(2024).
  11. Tseng, H. T., et al. Animal models for heart transplantation focusing on the pathological conditions. Biomedicines. 11 (5), 1414(2023).
  12. von Bibra, C., Hinkel, R. Non-human primate studies for cardiomyocyte transplantation—ready for translation. Front Pharmacol. 15, 1408679(2024).
  13. Jia, H., Chang, Y., Song, J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim NY. 53 (6), 136-147 (2024).
  14. Sorge, R. E., et al. Olfactory exposure to males, including men, causes stress and related analgesia in rodents. Nat Methods. 11 (6), 629-632 (2014).
  15. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107 (12), 1445-1453 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة