يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقييم تصلب الشرايين في الشريان الأورطي من الفئران المحقونة AAV8-PCSK9 بواسطة تلطيخ الزيت الأحمر O

1.6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/68795

⸱

أغسطس 8, 2025

 , 
1Department of Endocrinology, The First Affiliated Hospital of USTC, Division of Life Sciences and Medicine, University of Science and Technology of China, 2Anhui Provincial Key Laboratory of Metabolic Health and Panvascular Diseases

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول طريقة خطوة بخطوة لتشريح الآفات تصلب الشرايين في الشريان الأورطي في الفئران وتزريرها وتلطيخها وتصويرها وقياسها في الشريان الأورطي الفئراني باستخدام تلطيخ الزيت الأحمر O.

الملخص

لطالما كانت نماذج الفئران أدوات أساسية في دراسة تصلب الشرايين ، حيث توفر رؤى مهمة حول الآليات الجزيئية والخلوية الكامنة وراء تكوين البلاك ، واستقلاب الدهون ، والتهاب القلب والأوعية الدموية. ما وراء الفئران Apoe-/- أو Ldlr-/- ، يظهر حقن AAV8-PCSK9D377Y في الفئران العادية C57BL / 6J مع التغذية المتزامنة من النوع الغربي كنموذج شائع الاستخدام للبحث الانتقالي في تصلب الشرايين. تلطيخ الزيت الأحمر O هو تقنية حجر الزاوية لتصور تراكم الدهون المحايدة في أنسجة الأوعية الدموية. إن بساطته وفعاليته من حيث التكلفة وحساسيته العالية للكشف عن الآفات المحملة بالدهون تجعله المعيار الذهبي لتقييم عبء اللويحات تصلب الشرايين في الدراسات قبل السريرية. في هذه الدراسة ، نقدم بروتوكولا مفصلا وقابلا للتكرار للتشريح ، والتروية ، والفتح الطولي ، وتلوين الزيت الأحمر O ، والتصوير ، والقياس الكمي شبه الآلي لحمل تصلب الشرايين في الشريان الأورطي ، دون الحاجة إلى دبابيس أو خطوات تركيب معقدة. توضح نتائجنا أن الجمع بين حقن AAV8-PCSK9D377Y والتغذية من النوع الغربي يؤدي بشكل فعال إلى تكوين آفة تصلب الشرايين بشكل كبير في الفئران ، وأن تلطيخ الزيت الأحمر هو تقنية موثوقة وفعالة لتقييم ترسب الدهون وعبء البلاك. علاوة على ذلك ، على الرغم من أن هذا البروتوكول محسن للنموذج المستحث عن AAV8-PCSK9 في فئران C57BL / 6J ، إلا أنه يمكن تكييفه بسهولة للاستخدام في النماذج والأنواع الأخرى ، مثل الفئران Apoe-/ - و Ldlr-/- الفئران و Ldlr-/- الهامستر السوري الذهبي.

المقدمة

يمثل تصلب الشرايين ، الذي يتميز بترسب الدهون والالتهاب داخل البطى الشرياني ، الأساس المرضي لمرض الشريان التاجي ومجموعة واسعة من أمراض القلب والأوعية الدموية (CVD) ، بما في ذلك احتشاء عضلة القلب والسكتة الدماغية1،2،3،4. لا تزال الأمراض القلبية الوعائية السبب الرئيسي للمراضة والوفيات في جميع أنحاء العالم ، مما يشكل عبئا صحيا واقتصاديا عالمياكبيرا 3،5. باعتباره الأساس المرضي الأساسي للأمراض القلبية الوعائية ، حظي تصلب الشرايين باهتمام بحثي مكثف يهدف إلى الكشف عن آلياته الأساسية وتطوير استراتيجيات علاجية فعالة. تلعب نماذج الفئران دورا مركزيا في توضيح الآليات الكامنة وراء تكوين الشرايين وفي تقييم التدخلات العلاجيةالمحتملة 6. كان تطوير النماذج الحيوانية مفيدا في تعزيز فهمنا لتكوين الشرايين ، مما سمح للباحثين بتشريح الآليات الخلوية والجزيئية المعنية وتقييم الاستراتيجيات العلاجية الناشئة6،7. لطالما تم استخدام نماذج الفئران الكلاسيكية لتصلب الشرايين ، مثل نقص البروتين الشحمي E (Apoe − / -) ونقص مستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة (Ldlr − / -) ، للحث على فرط شحميات الدم وتكوين لويحات قوية. ومع ذلك ، فإن توليد وصيانة هذه الخطوط المعدلة وراثيا يتطلب تربية واسعة النطاق ، والتي يمكن أن تستغرق وقتا طويلا وتحد من المرونةالتجريبية 8،9،10. للتغلب على هذه القيود ، اكتسب نهج بديل يستخدم النمط المصلي للفيروس المرتبط بالغدة 8 الذي يشفر طفرة اكتساب الوظيفة في بروتين محول سوبتيليسين / كيكسين من النوع 9 (AAV8-PCSK9D377Y) بارزة. عند إعطاؤها للفئران C57BL / 6J من النوع البري بالاشتراك مع نظام غذائي عالي الدهون وعالي الكوليسترول من النوع الغربي ، فإن هذه الطريقة تحفز بكفاءة فرط كوليسترول الدم وآفات تصلب الشرايين في إطار زمني قصير نسبيا - دون الحاجة إلى تهجينات جينية معقدة أو التهجين العكسي إلى خلفيات معرضة لتصلب الشرايين9،11. على الرغم من مزاياه ، فإن طراز AAV8-PCSK9 له قيود معينة تستدعي النظر فيها. والجدير بالذكر أن مدى فرط كوليسترول الدم وتطور آفة تصلب الشرايين يمكن أن يتأثر بمتغيرات مثل الجرعة الفيروسية ووسائل الإعطاء ، والتي قد تؤدي إلى تباين بين وتؤثر على قابلية استنساخ النتائج التجريبية11.

لتقييم عبء المرض في مثل هذه النماذج ، يوفر تلطيخ الشريان الأورطي الأحمر الزيتي تقنية راسخة وحساسة لتصور وقياس آفات تصلب الشرايين الغنية بالدهون على طول السطح اللمعي للأوعيةالدموية 12،13. يقدم هذا النهج بيانات نوعية وكمية ويستخدم على نطاق واسع في الدراسات قبل السريرية لتقييم آثار التلاعب الجيني أو التدخل الدوائي أو التعديل الغذائي14.

في هذه الدراسة ، نقدم بروتوكولا عمليا وقابلا للتكرار للعزل ، والتروية ، والفتح الطولي ، وتلوين الزيت الأحمر O ، والتصوير ، والقياس الكمي شبه الآلي لآفات تصلب الشرايين في الشريان الأورطي للفأر الكامل. في هذا البروتوكول ، يتم إعطاء AAV8-PCSK9D377Y بجرعة 5 × 1011 جينوم ناقل (vg) لكل فأر عن طريق حقن وريد الذيل. عند دمجها مع نظام غذائي من النوع الغربي (WD) يحتوي على 40٪ سعرة حرارية من الدهون و 1.25٪ كوليسترول ، يمكن ملاحظة تطور آفة تصلب الشرايين القوي في غضون 12-16 أسبوعا. يعمل البروتوكول هنا على تبسيط كل خطوة من خطوات العملية ، مما يلغي الحاجة إلى تثبيت الأنسجة على أسطح الشمع وبدلا من ذلك يستخدم تقنية تسطيح مبسطة تقلل من التباين والطلب الفني. لم يتم تحسين الطريقة فقط للنموذج المستحث AAV8-PCSK9D377Y في الفئران C57BL / 6J ، ولكنها قابلة للتطبيق أيضا بسهولة على النماذج الأخرى المستخدمة على نطاق واسع من تصلب الشرايين ، بما في ذلك الفئران Apoe-/- و Ldlr-/- ، بالإضافة إلى الهامستر الذهبي السوري Ldlr-/- 15،16،17،18،19، والتي ظهرت كنموذج واعد بسبب التمثيل الغذائي للدهون الشبيهة بالإنسان.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ جميع الإجراءات الحيوانية وفقا للإرشادات الموضحة في المعاهد الوطنية للصحة وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة أخلاقيات التابعة لجامعة العلوم والتكنولوجيا في الصين (رقم الموافقة على الأخلاقيات. USTCACUC27120124102).

ملاحظة: يجب إجراء جميع الإجراءات التي تنطوي على AAV8-PCSK9 في خزانة سلامة بيولوجية معتمدة من الفئة الثانية وفقا لظروف السلامة البيولوجية من المستوى 2 (BSL-2). يجب على الموظفين ارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) ، بما في ذلك معطف المختبر والقفازات التي تستخدم لمرة واحدة ونظارات السلامة.

1. تحريض تصلب الشرايين في الفئران

  1. حقن فأر C57BL / 6J البالغ من العمر 8 أسابيع عن طريق الوريد باستخدام AAV8-PCSK9D377Y (5 × 1011 vg / فأر عبر وريد الذيل).
  2. ضع الماوس على WD (يحتوي على 40٪ سعرة حرارية من الدهون و 1.25٪ كوليسترول) مباشرة بعد الحقن.
  3. إطعام الفأر WD لمدة 12-16 أسبوعا للحث على تكوين آفة تصلب الشرايين.
    ملاحظة: يشيع استخدام فترة التغذية لمدة 12 أسبوعا وقد ثبت أنها تحفز تكوين لويحات تصلب الشرايين الواضح ، لا سيما في النماذج التي يسببها AAV8-PCSK9. قد تؤدي الفترات الأطول (على سبيل المثال ، 16 أسبوعا) إلى آفات أكثر تقدما ، ويجب اختيار النقطة الزمنية المثلى بناء على الأهداف التجريبية المحددة.
  4. راقب بانتظام وزن الجسم والصحة العامة ومستويات الدهون في البلازما طوال فترة التغذية. من أجل التنميط الدهني، يجب جمع عينات الدم في خط الأساس والنقاط الزمنية المختارة (على سبيل المثال، كل 4 أسابيع) عن طريق نزيف تحت الفك السفلي أو الوريد الذيل تحت التخدير القصير بالأيزوفلوران.

2. القتل الرحيم والتروية

  1. تطبيق بنتوباربيتال الصوديوم (200 ملغ/كغ، الحقن داخل الصفاق) للقتل الرحيم للفأر.
  2. افتح تجويف الصدر لكشف القلب.
  3. قم بعمل شق في الزائدة الأذينية اليمنى وقم بتفريغ محلول ملحي بارد مخزن بالفوسفات (PBS ، حوالي 10 مل) من خلال البطين الأيسر باستخدام إبرة 21 جم لطرد الدم.

3. تسلخ الشريان الأورطي

  1. قم بإزالة الأنسجة الزائدة مثل الرئتين والغدة الصعترية لتعريض الشريان الأورطي الصدري من القلب إلى الحجاب الحاجز.
  2. استخدم مقصا ناعما وملقطا دقيقا لإزالة الأنسجة الدهنية المحيطة حول قوس الأبهر. ارفع الأنسجة الدهنية المحيطة بقاعدة الشريان الأورطي الصدري بالقرب من الحجاب الحاجز. استئصال على طول جذر الأنسجة الدهنية باستخدام مقص تشريح ناعم (تأكد من عدم تلف بنية الأوعية الدموية) ، واستمر في التشريح لأعلى إلى قوس الأبهر لكشف الوعاء الأبهري بالكامل.
    ملاحظة: يعد تفكك الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية من الشريان الأورطي أمرا بالغ الأهمية ، ويقترح إجراء هذه الخطوة مع الشريان الأورطي في الموقع (قبل قطعه من الفأر) حيث أن تشريح الدهون حول الأوعية الدموية من الشريان الأورطي أمر صعب من الناحية الفنية بمجرد تشريح الشريان الأورطي ووضعه في PBS.
  3. قم بتمرير الوعاء في قاعدة الشريان الأورطي الصدري باستخدام مقص دقيق. ارفع الطرف المقطوع بالملقط وقم بتشريحه لأعلى على طول الوعاء باتجاه القوس الأبهري. اقطع الفروع الثلاثة الأساسية للشريان الأورطي على مسافة مناسبة.
  4. قم بعرض جذر الأبهر لفصل الشريان الأورطي الصدري عن القلب ، وعزل الجزء الكامل لمزيد من التحليل.
  5. انقل الوعاء المقطوع إلى محلول بارافورمالدهيد (PFA) المبرد مسبقا بنسبة 4٪ واحتضانه عند 4 درجات مئوية طوال الليل (12-16 ساعة). لتوحيد المناولة وتسهيل معالجة الدفعات ، ضع الشريان الأورطي الفردي في آبار صفيحة 24 بئرا أو 48 بئرا أثناء التثبيت.
    ملاحظة: تجنب التثبيت المطول (أكثر من 24 ساعة) ، لأن الحضانة المفرطة في PFA قد تتسبب في تصلب الأوعية الدموية ، وإعاقة التقسيم الطولي وإجراء مزيد من التحليل.
    تنبيه: 4٪ PFA هو مثبت سام ومتطاير يشكل مخاطر التعرض للجهاز التنفسي والجلد. يجب تنفيذ جميع الخطوات التي تنطوي على تثبيت PFA في غطاء الدخان أثناء ارتداء معدات الوقاية الشخصية ، بما في ذلك قفازات النتريل ومعطف المختبر ونظارات السلامة. تجنب الاستنشاق وملامسة الجلد. يجب جمع محلول PFA المستخدم في حاويات نفايات الفورمالديهايد المعينة ، ووضع علامات عليها بوضوح ، والتخلص منها كنفايات كيميائية خطرة من قبل خدمة التخلص من النفايات الكيميائية المؤسسية أو المرخصة.

4. تلطيخ الزيت الأحمر O

  1. اغسل الشريان الأورطي الثابت ثلاث مرات باستخدام PBS لإزالة PFA المتبقي.
  2. كما هو موضح في الشكل 1 ، افتح الشريان الأورطي طوليا تحت مجهر تشريح باستخدام مقص ناعم ، بدءا من جذر الأبهر بجانب الانحناء الداخلي. بدلا من ذلك ، افتح الشريان الأورطي قبل التثبيت ، مما قد يسهل فتح الوعاء ومحاذاته بسهولة أثناء التركيب. إذا لزم الأمر ، افتح طوليا الفروع الرئيسية للقوس الأبهري - مثل الشريان العضدي الرأسي (BCA) ، والشريان السباتي الأيمن (RCA) ، والشريان تحت الترقوة الأيسر - لكشف مناطق إضافية11. توخ الحذر أثناء هذه الخطوة ، حيث قد تنفصل اللويحات الموجودة في هذه المناطق أو تتلف.
    ملاحظة: يمكن اختيار أي من النهجين بناء على تفضيل المشغل وحالة الأنسجة.
  3. تحضير محلول عمل Oil Red O عن طريق تخفيف مخزون 0.5٪ في الأيزوبروبانول بالماء منزوع الأيونات بنسبة 3: 2 (حجم / حجم ، التركيز النهائي 0.3٪). احتضن في حمام مائي 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق لإذابة الصبغة تماما.
  4. قم بالتصفية من خلال غشاء 0.22-0.45 ميكرومتر لإزالة الرواسب. احتفظ بالمحلول في حمام مائي 37 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  5. قم بإزالة PBS من كل بئر. أضف محلول العمل Oil Red O لغمر الشريان الأورطي بالكامل. احتضن في درجة حرارة الغرفة (RT) لمدة 10 دقائق.
  6. بعد الحضانة ، قم بشفط المحلول وأضف على الفور 1 مل من 60٪ من الأيزوبروبانول إلى كل بئر. ضع الطبق على شاكر وحركه برفق لغسله.
  7. بعد حوالي 30 ثانية ، عندما تبدو المناطق غير الآفة في الوعاء شفافة ، أوقف الغسيل عن طريق شفط الأيزوبروبانول. اشطف العينات مرتين باستخدام PBS.
  8. بعد تلطيخ الزيت الأحمر O ، قم بقص الأنسجة الدهنية المحيطة بالأوعية الدموية المتبقية ، إذا لزم الأمر. في هذه المرحلة ، عادة ما تكون الأنسجة الدهنية ملطخة جيدا ويمكن تمييزها بصريا ، مما يسمح بتحديد وإزالة أكثر دقة دون المساس بسلامة جدار الأوعية الدموية.
  9. بعد تلطيخ الزيت الأحمر O ، افتح الشريان الأورطي طوليا وقم بتثبيته بعناية على شريحة زجاجية للتصوير الفوري تحت المجهر المجسم.
  10. بدلا من ذلك ، قم بتخزين العينات على المدى القصير في PBS عند 4 درجات مئوية قبل التصوير. بالنسبة للشرايين التي يصعب تسطيحها ، قم بتثبيت الأوعية على صفيحة شمع سوداء باستخدام إبر دقيقة لضمان الوضع والوضوح الأمثل. للحفظ على المدى الطويل ، قم بتركيب الأوعية الملطخة على شرائح زجاجية ، وأغلقها بجيلاتين الجلسرين ، ثم قم بتصويرها مباشرة.
    ملاحظة: انقل الشريان الأورطي الملطخ إلى طبق جديد للغسيل لتجنب التلوث من بقايا الزيت الأحمر O.
    تنبيه: Oil Red O هي صبغة محبة للدهون يتم تحضيرها عادة في الأيزوبروبانول ، وهي قابلة للاشتعال ومهيجة. تعامل مع محاليل ORO في غطاء دخان كيميائي لتجنب استنشاق الأبخرة. تجنب ملامسة الجلد والعينين. يجب جمع محاليل تلطيخ الزيت الأحمر O بشكل منفصل في حاويات النفايات الكيميائية القابلة للاشتعال. تخلص منها وفقا للوائح التخلص من النفايات الخطرة المحلية.

5. التصوير

  1. قم بتركيب الشريان الأورطي الملون على خلفية بيضاء لتعزيز التباين. الحفاظ على مرونة السفينة.
    ملاحظة: تسهل الخلفية عالية التباين التعرف على البلاك بشكل أكثر كفاءة باستخدام برنامج تحليل الصور. يمكن أيضا استخدام ألوان خلفية أخرى بناء على تفضيلات المستخدم.
  2. صور الشريان الأورطي بالكامل باستخدام ماسح ضوئي مسطح أو مجهر تشريح بكاميرا عالية الدقة.
  3. ضمان إضاءة موحدة وتكبير ثابت عبر العينات (على سبيل المثال ، تكبير من 6 إلى 8 أضعاف). إذا جف الشريان الأورطي أثناء التصوير ، فقم بترطيبه باستخدام مناديل الكيوي المبللة المملحية أو PBS.

6. القياس الكمي لآفات تصلب الشرايين

  1. افتح الصورة في ImageJ. تصف الخطوات التالية إجراء التحليل باستخدام ImageJ كمثال.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام برامج تحليل الصور الأخرى (على سبيل المثال، Zeiss Zen وFiji) حسب تفضيلات المستخدم والتوافر.
  2. اضبط المقياس باستخدام مرجع معروف (على سبيل المثال ، شريط المقياس أو المسطرة). استخدم أداة الخط المستقيم للرسم على المسافة المعروفة. انتقل إلى تحليل > تعيين المقياس، وأدخل المسافة والوحدات، وحدد عمومي، وانقر فوق موافق.
  3. استخدم أداة Polygon أو Freehand Selection لتحديد منطقة الأبهر بأكملها.
  4. قم بقياس المنطقة باستخدام تحليل > القياس.
  5. حدد مناطق البلاك تصلب الشرايين باستخدام Image > ضبط > عتبة اللون. اضبط التشبع والسطوع لعزل المناطق الإيجابية للزيت الأحمر O.
  6. انقر فوق تحديد لإنشاء تحديد ثنائي للمناطق الملطخة. قم بقياس المناطق المحددة باستخدام تحليل > القياس. قم بتطبيق نفس إعدادات الحد على جميع الصور دفعة واحدة.
    ملاحظة: بالنظر إلى أن الدهون المتبقية أو القطع الأثرية قد تؤدي إلى تلطيخ إيجابي كاذب ، يمكن للمستخدمين اختيار تحديد مناطق البلاك يدويا أو شبه تلقائيا بناء على احتياجاتهم التجريبية المحددة وجودة الصورة. يمكن إجراء التتبع اليدوي لمساحة البلاك باستخدام نفس الطريقة المستخدمة في تحديد المساحة الإجمالية للسفينة.
  7. تصدير النتائج (ملف > حفظ باسم > النتائج) ك.csv لمزيد من التحليل.
  8. منطقة البلاك السريع كمساحة البلاك / إجمالي مساحة الأبهر × 100٪. للحصول على تقييم أكثر دقة لعبء اللويحات تصلب الشرايين ، حدد مساحة اللويحات حسب المناطق التشريحية (على سبيل المثال ، قوس الأبهر ، وخاصة الانحناء الأصغر ، والشريان الأورطي الكلي) ، وعبر عن النتائج كنسبة مئوية لمساحة البلاك بالنسبة إلى المساحة الإجمالية لكل منطقة معنية: مساحة البلاك (٪) = (مساحة البلاك / المساحة الإجمالية للمنطقة) × 100٪.
    ملاحظة: لتقليل التحيز المحتمل ، يوصى بالتحليل الأعمى. في حالة تحليل عدد كبير من الصور، يمكن أتمتة سير العمل بالكامل من العتبة إلى القياس باستخدام مسجل الماكرو (الإضافات > وحدات الماكرو > السجل) ومعالجتها بشكل مجمع باستخدام عملية > دفعة > ماكرو. يتيح ذلك تحليلا عالي الإنتاجية بكفاءة وقابلية للتكرار.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لتقييم مدى ترسب الدهون في جدار الأبهر ، تم إجراء تلطيخ الزيت الأحمر على الشريان الأورطي المعزول من ذكور الفئران C57BL / 6J التي تم حقنها ب AAV8-PCSK9D377Y وتغذيت على نظام غذائي غربي لمدة 12 أسبوعا ، جنبا إلى جنب مع الفئران الضابطة المطابقة للعمر. بعد التروية الجهازية باستخدام PBS والتشريح الدقيق ، تم تشريح الشريان الأورطي بأكمله طوليا بعناية وتلطيخها بالزيت الأحمر O لتصور آفات تصلب الشرايين المحملة بالدهون. الإجراء التجريبي العام موضح في الشكل 2. كما هو موضح في

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تقدم طريقة تلطيخ الزيت الأحمر الموصوفة في هذه الدراسة نهجا قويا وقابلا للتكرار وفعالا من حيث الوقت لتقييم عبء آفة تصلب الشرايين في الشريان الأورطي بأكمله. في هذه الدراسة ، اخترنا على وجه التحديد قوس الأبهر والشريان الأورطي الصدري كمناطق ذات أهمية لتحليل البلاك ، بدلا من الشريان الأورطي بأكمله. استرشد هذا القرار بطبيعة الطراز20 AAV8-PCSK9D377Y ، والذي ينتج عادة تكوين لويحات تصلب الشرايين أقل اتساعا مقارنة بنماذج الضربة القاضية الجينية الكلاسيكية مثل الفئ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذه الدراسة بمنح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم المنح رقم 82370444).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
C57BL / 6J الفئرانGemPharmatech رقم N000013
  4٪ بارافورمالدهايدBeyotimeP0099لإصلاح الأنسجة
AAV8-PCSK9D377Y الجسيمات الفيروسية  WzbiopAV208001للحث على تصلب الشرايين
ملقط دقيقأدوات العلوم الدقيقةرقم 11254-20لتشريح الشريان الأورطي
ImageJNIH1.47
IsopropanolSangon للتكنولوجيا الحيويةA600918لتنظيف الزيت الزائد الزيت الأحمر
الأحمر O 0.5٪ محلول في الأيزوبروبانولبولي Scientific R & D CorpS1849-32OZللزيت الأحمر O تلطيخ
محلول ملحي مخزن بالفوسفاتServicebioG4202لتروية وتنظيف الشريان الأورطي
مقص زنبركيأدوات العلوم الدقيقةرقم 15003-08لتشريح الشريان الأورطي
مجهر مجهرMshotMZ62لتشريح الشريان الأورطي وتصوير
النظام الغذائي الغربي   ؛D12108C النظام الغذائي البحثيللحث على تصلب الشرايين

المراجع

  1. Libby, P., et al. Atherosclerosis. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 56(2019).
  2. Björkegren, J. L. M., Lusis, A. J. Atherosclerosis: Recent developments. Cell. 185 (10), 1630-1645 (2022).
  3. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  4. Wang, Z., Chen, S., Zhang, F., Akhmedov, S., Weng, J., Xu, S. Prioritization of Lipid Metabolism Targets for the Diagnosis and Treatment of Cardiovascular Diseases. Research (Wash D C). (8), 0618(2025).
  5. GBD 2021 Stroke Risk Factor Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2021: A systematic analysis for the global burden of disease study 2021. Lancet Neurol. 23 (10), 973-1003 (2024).
  6. Von Scheidt, M., et al. Applications and limitations of mouse models for understanding human atherosclerosis. Cell Metab. 25 (2), 248-261 (2017).
  7. Gisterå, A., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S. G., Hansson, G. K. Animal models of atherosclerosis-supportive notes and tricks of the trade. Circ Res. 130 (12), 1869-1887 (2022).
  8. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. Eur J Pharmacol. 816, 3-13 (2017).
  9. Ilyas, I., et al. Mouse models of atherosclerosis in translational research. Trends Pharmacol Sci. 43 (11), 920-939 (2022).
  10. Jiang, H., et al. Innovative atherosclerosis models: Advancing pathophysiology and translational research. Research (Wash D C). 8, 0617(2025).
  11. Bjørklund, M. M., et al. Induction of atherosclerosis in mice and hamsters without germline genetic engineering. Circ Res. 114 (11), 1684-1689 (2014).
  12. Chen, P. -Y., Qin, L., Simons, M. Imaging and analysis of oil red o-stained whole aorta lesions in an aneurysm hyperlipidemia mouse model. J Vis Exp. (183), e61277(2022).
  13. Nunnari, J. J., Zand, T., Joris, I., Majno, G. Quantitation of oil red o staining of the aorta in hypercholesterolemic rats. Exp Mol Pathol. 51 (1), 1-8 (1989).
  14. Xu, S., et al. The novel coronary artery disease risk gene jcad/kiaa1462 promotes endothelial dysfunction and atherosclerosis. Eur Heart J. 40 (29), 2398-2408 (2019).
  15. Sun, L., et al. Endothelial MICU1 protects against vascular inflammation and atherosclerosis by inhibiting mitochondrial calcium uptake. J Clin Invest. 135 (7), e181928(2025).
  16. Su, M., et al. Endothelial IGFBP6 suppresses vascular inflammation and atherosclerosis. Nat Cardiovasc Res. 4 (2), 145-162 (2025).
  17. Zhang, Z., et al. A natural small molecule isoginkgetin alleviates hypercholesterolemia and atherosclerosis by targeting acly. Theranostics. 15 (10), 4325-4344 (2025).
  18. Zhao, Y., et al. Small rodent models of atherosclerosis. Biomed Pharmacother. 129, 110426(2020).
  19. Zhang, F., Yin, Y., Weng, J., Xu, S. Cepharanthine aggravated atherosclerosis and liver injury in Apoe−/− and Ldlr−/− mice. Cardiol Plus. 10 (1), 23-33 (2025).
  20. Liu, M. -N., et al. Revisiting the role of GDF15 in atherosclerosis in mouse and human. Acta Pharmacol Sin. , doi: 10.1038/s41401-025-01561-3 (2025).
  21. Balamurugan, K., et al. Protocol to evaluate hyperlipidemia in zebrafish larvae. STAR Protoc. 3 (4), 101819(2022).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH image to imageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تقييم تصلب الشرايينفئران AAV8-PCSK9الشريان الأبهر في وضع المواجهةعبء اللويحاتترسب الدهونفئران بنظام غذائي غربيتشريح الشريان الأبهر للفأرالآفة التصلبيةتراكم الدهون

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.