مقالة منهجية

تأسيس وتقييم نموذج الأغنام لعيب العظمي الكامل السماكة

DOI:

10.3791/68842

⸱

أبريل 14, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Stem Cells Basic Biology, Carlos Chagas Institute, 2Hospital Israelita Albert Einstein, 3Postgraduate Program in Animal Science - School of Medicine and Life Sciences, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 4Knee Surgery Department at Cajuru University Hospital, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 5Core for Cell Technology - School of Medicine and Life Sciences, Pontifícia Universidade Católica do Paraná, 6National Institute of Science and Technology for Regenerative Medicine, INCT-REGENERA

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا، نقدم بروتوكولا متكاملا لتوليد آفات عظمية غضروفية مضبوطة في ركبتي الأغنام لتأسيس نموذج تجريبي مناسب لدراسات تجديد أنسجة العظام والغضاريف. يحدد البروتوكول طريقة لإحداث عيب عظمي غضروفي كامل السماكة في اللقمة الفخذية، باستخدام تقنيات تقلل من التأثيرات على رفاهية الحيوانات وتفاوت النتائج.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الشيخوخة، والصدمات، والاستعداد الوراثي، ونمط الحياة تؤثر على تدهور الغضروف في جسم الإنسان. بمجرد الإصابة، يمكن أن تؤدي الإهانات المستمرة الناتجة عن الأنشطة اليومية إلى حالات مرضية مثل التهاب المفاصل العظمي، وهو السبب الرئيسي للإعاقة والخسارة الاجتماعية والاقتصادية حول العالم. الهدف الرئيسي لجميع جراحي العظام الذين يعالجون إصابات غضروف المفاصل هو تقليل حجم الآفة تشريحيا، وإصلاح سطح الغضروف، وإعادة استقرار المفصل. النماذج الحيوانية ضرورية لتطوير الأدوية العلاجية، لكن النماذج الحالية لعيوب الغضاريف غير مرضية. تعد آفات العظام الغضروفية في الأغنام نموذجا قيما لاختبار العلاجات والمواد الحيوية الجديدة التي يمكن أن تساعد في استعادة الغضاريف والعظم في بيئات المفاصل البشرية. أسست هذه الدراسة بروتوكولا فعالا لتحفيز العيوب العظمية الغروفية الحادة في الحيوانات الكبيرة. تم تكوين آفة موحدة في كلا اللقمة الفخذية الوسطى. تم تخصيص ركبة واحدة عشوائيا لتلقي علاج الجيلاتين-ميثاكريلويل، بينما كانت الركبة المقابلة تعمل كضابطة. بعد ستة أشهر من العملية الجراحية، تمت إزالة منطقة اللقمة الفخذية، وإزالة الكالسية من مفاصل الركبة، وغرسها في البارافين، وقطعها إلى أقسام تم تلطيخها بالهيماتوكسيلين والإيوزين. تم استخدام الدرجات لتقييم الآفات. تسمح هذه المنهجية بالملاحظة الماكروسكوبية الفورية بعد تحفيز الإصابة. بالإضافة إلى ذلك، يقوم هذا النموذج بتكرار عيوب الغضروف السريرية بشكل فعال، مما يوفر نموذجا قيما لدراسة مرضها وتطوير أساليب علاجية مبتكرة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الغضروف ضروري للحفاظ على الكفاءة الميكانيكية للجهاز العظمي من خلال توفير سطح خال من الاحتكاك بين العظام في المفاصل الخشبية، مما يمنع تآكل السطح المفصلي1. تعتمد قدرة الغضاريف على أداء هذه الوظائف الميكانيكية الصعبة بشكل كبير على التركيب والتنظيم الفريد لمصفوفته خارج الخلية - وخاصة محتواها العالي جدا من الماء. يلعب الماء دورا حيويا في بنية ووظيفة الغضروف المفصلي، حيث يمثل حوالي 70-80٪ من تركيبه. الماء هو العنصر الأساسي المسؤول عن تحمل الحمل أثناء الضغط. تعتمد قدرة النسيج على مقاومة القوى الانضغاطية على كيفية هيكلة الماء وتقييده داخل المصفوفة. هذا التنظيم ممكن من خلال تفاعل الماء مع الجزيئات الكبرى الرئيسية للغضروف، مثل الكولاجين والبروتيوجليكانات، وخاصة التجمعات المرتبطة بحمض الهيالورونيك1. تعمل هذه الهياكل كهياكل احتواء تنظم وتحد من حركة المياه. هذا التفاعل يوفر للنسيج ليس فقط الصلابة، بل أيضا المرونة والقدرة على التعافي بعد التشوه. يشكل التفاعل بين الماء الحر، والماء المرتبط، والمصفوفة الجزيئية الكبرى جوهر السلوك الميكانيكي الحيوي للغضاريف2.

على الرغم من قدرته المذهلة على دعم وتوزيع الأحمال الفيزيائية والميكانيكية التي تصل إلى المفاصل، إلا أن الغضروف المفصلي (AC) بعد الإصابة، فإن إمكانيات محدودة للإصلاح التلقائي بسبب انخفاض نشاط الخلايا المنضوية الغضروفيةوضعف تطور الأوعية الدموية للأنسجة. عادة ما يرتبط تلف المفاصل بفقدان تدريجي جزيئات ومصفوفات خارج الخلية (ECM)، التي تشكل 95٪ من الأنسجة، وتمنح خصائص بيوميكانيكية إلى AC3. يمكن أن يؤدي الخلل بين تخليق وتحلل مكونات ECM، والتحول نحو العمليات الكارثوليكية، إلى التهاب المفاصل العظمي (OA)، وهو أكثر أمراض المفاصل التنكسية انتشارا في العالم. يؤثر التهاب المفاصل العظمي على حوالي 10-12٪ من السكان البالغين، مما يسبب الألم، ويحد من الحركة، ويقلل بشكل ملحوظ من استقلالية المرضى4. التهاب المفاصل العظمي أكثر شيوعا بين الفئات المتقدمة في السن بسبب الإصابات المتراكمة على المفصل على مدى الحياة؛ ومع ذلك، تم ربط عوامل خطر متنوعة ببداية الحالة السريرية، مثل الجنس، والاستعداد الجيني، والسمنة، والعاداتاليومية. حتى الآن، كانت الأساليب العلاجية لعلاج التهاب المفاصل الدهري تتكون من إدارة الأعراض السريرية واستبدال المفصل بالكامل في الحالات الأكثر شدة5. بدون استراتيجية علاجية قوية وقابلة للتكرار وموثوقة لعلاج التهاب المفاصل بفعالية، يتم دراسة طرق مبتكرة لفهم ومعالجة المشكلات المرتبطة بإصابة الغضروف المفصلي.

لإصلاح وتجديد وتعزيز حركة المفاصل في المفاصل المصابة بالتهاب المفاصل، ظهر تقدم في الطب التجديدي كأمل جديد لاستعادة AC 6,7 التالف. يمثل استخدام الخلايا الغضروفية الذاتية مع زرع الخلايا الجذعية وحقن الخلايا الجذعية داخل المفصل أحدث ما يحدث في هذا المجال 8,9,10. التحدي الرئيسي في هذه الأساليب هو ضمان التمايز المناسب وتخليق ECM الوظيفي بواسطة الخلايا المزروعة. تميل الخلايا الغضروفية الذاتية إلى تكوين الغضروف الليفي أو التقدم إلى حالة تضخمية، مما يخلق أنسجة جديدة مختلة لا تعيد تلخيص الخصائص الفسيولوجية للAC، مما يؤدي إلى تعافي غير كامل وغالبا تدهور متأخر11. يمكن استخدام المواد الحيوية لتوجيه سلوك الخلايا أثناء تجديد الأنسجة، مما يوفر قاعدة مؤقتة للخلايا للالتحاق وتصنيع مصفوفة خارج الخلية جديدة وطبيعية ووظيفية 12,13,14. يجب أن تضمن المادة الحيوية المثالية لهندسة الغضاريف تكاملا قويا مع الأنسجة المحيطة، خاصة العظم تحت الغضروف، لأن الفشل في هذه الواجهة يضر بالإصلاح على المدى الطويل. ومع ذلك، فإن ضعف الترابط بين الغضروف وطبقات العظم في السقالات العظمية الغضروفية وضعف التكامل مع أنسجة العائل لا يزال يمثل تحديات كبيرة15. على الرغم من محاولة السقالات تقليد البنية العظمية الغروفية الأصلية، إلا أن إعادة إنتاج البنية الدقيقة للواجهة المعقدة لا تزال صعبة. هذا يعزز أهمية البحث والتطوير للسقالات ذات الخصائص البيولوجية التي يمكنها دعم تجديد الغضاريف والعظم في الوقت نفسه مع الحفاظ على استقرار الواجهة16. الجيلاتين، المستمد من الكولاجين - وهو مكون رئيسي في نسيج الغضروف - يمتلك خصائص مثل الزخارف المرتبطة بالخلايا وقابلية التحلل الحيوي، مما يشير إلى إمكاناته كمادة حيوية داعمة عند دمجه مع عوامل تجديدية لعلاج آفات العظام الغضروفية. عند تعديله كيميائيا بأنهيدريد الميثاكريلك لتشكيل ميثاكريلويل الجيلاتين (GelMA)، يصبح قابلا للربط الضوئي، مما يتيح الحقن والبلمر الضوئي في الموقع، مما يعزز الاستقرار الميكانيكي للتطبيقات في الطب التجديدي17.

الآفات العظمية الغضروفية لها قدرة تجددية محدودة، مما يمثل تحديا سريريا. تعد الدراسات قبل السريرية التي تستخدم نماذج حيوانية كبيرة لإصابات مفصل الركبة ضرورية للأبحاث الانتقالية لأنها تتيح تقييما منهجيا للمتغيرات التي تؤثر على آليات المرض والنتائج العلاجية. تشمل الأنواع الشائعة الاستخدام الخنازير، والماعز، والكلاب، والخيول، والأغنام، ولكل منها مزايا وقيود محددة يجب أخذها في الاعتبار عند تصميم التجارب. علاوة على ذلك، تظهر جميع هذه الأنواع إصلاحا محدودا داخليا للعيوب الغضروفية والعظمية الغضروفية، كما لوحظ في البشر18. لضمان أن هذه النماذج تنبؤية بنتائج الإنسان، يجب أن تعيد إنتاج المعايير ذات الصلة مثل التشريح والفسيولوجيا والخصائص الميكانيكية الحيوية18. للمقارنة، يتراوح سمك غضروف المفصل البشري في الكونديلات الفخذية بين 1.8 إلى 2 مم19، وقطر آفات الغضروف التي تتطلب علاجا عادة ما يكون 10 مم أو أكثرمن 20.

يقدم نموذج الخنازير مزايا لدراسات تجديد الغضروف والعظم الغضروطي، حيث تشبه أحجام المفصل، وسمك الغضروف، ومتطلبات تحمل الوزن إلى حد كبير تلك التي لوحظت لدى البشر18. بعض سلالات الخنازير الصغيرة، مثل خنازير غوتنغن المصغرة، سهلة التعامل وتصل إلى النضج الهيكلي بين 18 و22 شهرا و21 شهرا من عمر21. يتراوح سمك غضاريفها بين 1 إلى 2 مم، ويمكن تكوين عيوب من 6 إلى 8 مم18. خصائص العظام، بما في ذلك سمك الترابيكولار، ومعدل تجمع العظم، وتنظيم ألياف الكولاجين، مشابهة لخصائص البشر. ومع ذلك، فإن نموذج الخنازير له أيضا بعض القيود: حتى في السلالات المصغرة، يكون مفصل الركبة (الخانق) أصغر من البشر، مما يحد من ظهور عيوب تجريبية كبيرة. علاوة على ذلك، تستخدم معظم الدراسات حيوانات غير ناضجة هيكليا بسبب تكاليف الصيانة المرتبطة بها، والتي قد تبالغ في تقدير إمكانية الإصلاح23.

تظهر الماعز تشريح المفاصل والميكانيكا الحيوية وسماكة غضاريف مثل البشر24. لا تتطلب مرافق متخصصة، وسهلة التعامل، ورخيصة نسبيا. يتراوح سمك غضروف الماعز بين 0.8 إلى 2.0 مم، وأكبر حجم للعيوب الحرجة المبلغ عنه هو 6 ممو26 مم. ومع ذلك، هناك تفاوت كبير في سمك الغضاريف عبر السلالات والأحجام والجنس، مما قد يؤدي إلى نتائج غير متسقة27. نسبة العظم الغضروفية إلى تحت الغضروفية وبنية العظم الترابيكولوجية مشابهة أيضا لتلك لدى البشر28. يحدث النضج الهيكلي في وقت متأخر نسبيا، بين 24 و36 شهرا من عمر29. من الناحية الميكانيكية الحيوية، تتعرض ركبة الماعز لضغوط في المفاصل وأحمال دورية مثل تلك لدى البشر25، رغم أن ثني الركبة أثناء المشي أكبر (50°-70° في الماعز مقابل <30° في البشر)، مما يؤدي إلى مناطق تلامس مميزة30. هذا الفرق، إلى جانب الضغط الذروي الأعلى، قد يساهم في تقليل كفاءة إصلاح الغضاريف30.

من بين نماذج الحيوانات الكبيرة، تبرز الكلاب بقدرتها على تحمل أنظمة إعادة التأهيل، وتثبيت المفاصل، والتدريب على المشي على جهاز المشي، والسباحة، والتمارين المتحكم بها في تحمل الأحمال18. يتراوح سمك الغضروف المفصلي بين 0.9 إلى 1.3 مم، وحجم العيب الحرج حوالي 4 مم، مما يحد من المقارنة المباشرة مع نموذجالإنسان 25. يحدث النضج الهيكلي بين 8.5 و13.7 شهرا من عمر31 عاما. تشريحيا، تختلف ركبة الكلب عن الركبة البشرية، وتعقد الاختلافات في الميكانيكا الحيوية، وأنماط التحميل، والنضج عبر السلالات استنتاج النتائج32. على الرغم من هذه الاختلافات التشريحية وصغر حجم العيوب، يظل نموذج الكلب ذا قيمة للدراسات التي تشمل بروتوكولات إعادة التأهيل أو أمراض الغضاريف التلقائية المشابهة لتلك لدى البشر. ومع ذلك، فإن استخدامه التجريبي مقيد بالاعتبارات الأخلاقية29.

نموذج الخيول هو أكبر نموذج حيواني متاح لأبحاث إصلاح الغضاريف ويطور بشكل طبيعي آفات غضروفية مرتبطة بالعمر أو الصدمات والتهاب المفاصل العظمي المشابه لتلك لدى البشر33. تظهر الخيول خصائص تشريحية وبيوميكانيكية مماثلة للبشر، مثل مفصل الركبة المستقيم، حجم المفصل الكبير، سمك الغضروف بين 2 و3 مم أقرب إلى امتداد الركبة الممتلئ بالغضروف أثناء المشي، وكثافة المعادن العظمية34. يحدث نضج الهيكل العظمي بين 24 و48 شهرا، وتتراوح أحجام العيوب التي تدرس عادة من 6 إلى 20 مم32,33. تشمل القيود الحمل الرأسي العالي على مفصل خنق الخيول أثناء الحركة، مما يعرض الزرعات لقوى أكبر من البشر ويعيق الشفاء طويل الأمد35. علاوة على ذلك، فإن تكاليف الاستحواذ والصيانة مرتفعة، وهناك حاجة إلى مرافق متخصصة36.

تستخدم الأغنام على نطاق واسع كنموذج في دراسات إصلاح الغضاريف بسبب توفرها وطباعها الهادئة وتحملها الجيد لجراحة المفاصل وسهولة التعامل معها37. عادة ما يصل النضج العظمي في الأغنام عند سن 2-3 تقريبا عند سن25. بالإضافة إلى ذلك، تظهر ركبة البويض تشابها تشريحيا وبيوميكانيكيا مع مفصل الركبة البشري38. يتراوح سمك الغضروف في اللقمة الفخذية الوسطى بين 0.7 إلى 1.7 مم، كما أن كثافة المعادن العظمية وضغوط التلامس قابلة للمقارنة أيضا، رغم أن نسبة حجم العظام أعلى في الأغنام39. بسبب انخفاض سمك الغضروف، غالبا ما تمتد العيوب المستحثة إلى العظم تحت الغضروف، مما يجعل هذا النموذج أكثر ملاءمة لدراسات عيوب الغضرواف العظمية32. عادة ما تتكون آفات بقطر 6 إلى 8 مم في أماكن مثل اللبدة الفخذية والتروكليا32. علاوة على ذلك، يوفر نموذج الباويات مزايا للدراسات الثنائية، حيث يسمح بمقارنة المواقع المعالجة ومواقع التحكم داخل نفس الحيوان، مما يقلل من التباين المرتبط بالمضيف، ويحسن الاتساق وقابلية التكاثر، ويقلل من عدد الحيوانات المطلوبة40. كل نموذج يقدم درجات مختلفة من التشابه مع فسيولوجيا الإنسان والميكانيكا الحيوية. لذلك، يجب أن يوازن اختيار النماذج بين الصلة البيولوجية، والجدوى العملية، والاعتبارات الأخلاقية. في هذه الدراسة، تم تضمين أنثى الأغنام غير المولدة بعمر 12 شهرا، والتي تم تقييمها خلال فترة الأنيستروس الموسمية.

سعت هذه الدراسة إلى تصميم بروتوكول فعال لتوليد عيوب حادة في العظم الغضروجي في الحيوانات الكبيرة. يتضمن البروتوكول إنشاء آفة عظمية غضروفية كاملة السماكة لوضع نموذج مناسب لدراسات الطب التجديدي. بالإضافة إلى ذلك، يتم استكشاف تطبيق هيدروجيل GelMA كدليل لشفاء الأنسجة وكطريقة مستقبلية لتوصيل الجزيئات والخلايا المتجددة. يحدد البروتوكول الإجراء الجراحي لإنشاء آفات عظمية غضروفية في غضروف مفصل ركبة الخروف. يمكن التكيف مع تطبيقات هندسة الأنسجة المختلفة، بما في ذلك تحفيز إصابات مماثلة في نماذج الحيوانات الكبيرة الأخرى للطب التجديدي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حصلت الدراسة على موافقة لجنة الأخلاقيات في البحث وحصلت على شهادة عرض أخلاقي رقم 6092250823/2023. في هذه الدراسة، تم اختيار تسع أنثى من سوفولك الأبيض تبلغ من العمر 12 شهرا. تم تكوين العيب في كلتا اللنديلات الإنسيتين في كل حيوان. تم استخدام العيوب الفارغة كأدوات تحكم. تم توزيع ركبة واحدة عشوائيا على كل حيوان لعلاج جيلما والأخرى كضابطة. سمحت لنا هذه الاستراتيجية بتقييم القدرة الطبيعية على التجدد وتقليل تأثير الاختلافات الفردية، مثل العوامل الجينية ونضج الهيكل العظمي. تمت متابعة الحيوانات لمدة 6 أشهر لتقييم تكوين الغضاريف الهيالينية.

1. إجراء التخدير

  1. حرم الحيوانات من الطعام والماء لمدة تقارب 24 ساعة قبل العملية الجراحية.
  2. قم بإعطاء الحيوانات دواء مسبقا بميبيريدين عضلي 4 ملغ/كغ مع ميدازولام 0.3 ملغ/كغ.
  3. املأ جهاز التبخير المخدر قبل يوم واحد من الاستخدام، مع فراغ الغرفة، وارتد قفازات واقية لتقليل خطر التعرض المهني.
  4. افحص دائرة التخدير بحثا عن التسربات قبل كل إجراء، وقم بجميع عمليات التلاعب في منطقة جيدة التهوية، وفقا لإرشادات السلامة الحيوية المؤسسية.
  5. بعد 15 دقيقة، قم بإعطاء الحيوانات بقسطرة 18G وإعطاء محلول لاكتات رينجر بمعدل 10 مل∙كجم-1∙ساعة.
  6. أعط التخدير الوريدي باستخدام بروبوفول بنسبة 1٪ بجرعة 4 ملغ/كغ.
  7. قم بتنيب الحيوانات بأنبوب بطني قصبي بقطر 7.5-8.0 مم وحافظ عليها تحت التهوية التلقائية باستخدام نظام تنفس دائري شبه مغلق يوصل الأكسجين بمعدل تدفق 1.0 ومعدل تدفق 50 مل/كجم.
  8. استخدم تقنية التخدير الوريدي الجزئي (PIVA)، وحافظ على البروبوفول كحقن مستمر عند 0.1 ملغ∙كجم-1 دقيقة في الدقيقة، وقم بضبط تركيز الأيزوفلوران فقط لتحقيق مستوى تخدير جراحي مناسب. راقب عمق التخدير طوال فترة الإجراء.
  9. قم بإجراء حجب حول الأعصاب العصبية للعصب الفخذي والوركي، بتوجيه من جهاز تحديد المواقع العصبية. أعط 0.2 مل/كجم من الليدوكائين بنسبة 2٪ لكل حصار.
    ملاحظة: يجب أن تبدأ الجراحة فقط بعد تأكيد أن الحيوان تحت التخدير الجراحي (لا استجابة لضغط حافر قوي ولا نغمة فك).

2. إجراء جراحي في الجسم الحي

  1. قم بتعقيم الركبة المحلوقة باستخدام مطهر موضعي كلورهكسيدين جلوكونات وضع الحيوان في وضعية الديكوبيتوس الظهري في غرفة الجراحة.
  2. حدد موقع التجويف المفصلي عن طريق لمس ركبة الحيوان لتحديد الموقع الدقيق للشق. قم بعمل شق جلدي منحني مزدوج (يبدأ من البعيد إلى الحافة الجانبية الفخذية وينتهي في الوسط عند مستوى النتدبة الظنبوبية).
  3. حدد وتر الرضفة، والرضفة، والرباط الرضفي، والجزء الإنسي من كبسولة المفصل. قم بشق الكبسولة لكشف اللقمة الفخذية الوسطى. قم بفرط ثني الركبة لرؤية أبعد منطقة من غضروف المفصل في اللوف.
  4. قم بعمل شق جراحي بعمق حوالي 3-5 سم في منطقة اللقمة الخاصة بالحيوان. قم بإزالة طبقات الأنسجة تحت الجلد للوصول إلى اللقمة والحفاظ على نظافة منطقة الجرح لمنع التلوث.
  5. اجمع السائل الزليلي باستخدام حقنة وإبرة. انقل جزءا من العينة إلى أنبوب EDTA للتحليل واستخدم المادة المتبقية لتحضير شرائح المسح.
  6. ضع المثبتات لتكشف سطح اللفافة بالكامل. كلما كانت الكونديل أكثر تعرضا، كان من الأسهل إحداث الإصابة في الخطوة التالية.
    ملاحظة: في هذا الوقت، كن حذرا من كف الحيوان. يمكن أن يساعد ثني أو تمديد الركبة في كشف اللمة.
  7. حفر عيبا قطره 8 مم وعمق 5 مم في مركز اللقاء الفخذي الإنسي باستخدام مثقاب تقويمي مزود برأس تريفين 8 مم، لضمان المحاذاة الصحيحة لتجنب الأبعاد أو الأشكال غير المقصودة، والحفاظ على زاوية 0° بالنسبة لأبعد منطقة في الغضروف المفصلي.
    ملاحظة: قم بإجراء التبريد بأقل سرعة ممكنة، مع تشغيل جهاز التحكم بلطف واستخدام كمية الدوران الكافية فقط لقطع الغضروف والعظم تحت الغضروف، كما قم بتبريد محلي بنسبة 0.9٪ NaCl في درجة حرارة الغرفة، حتى عند السرعات المنخفضة.
  8. قم بإجراء عملية الاستخلاص الجراحي لسدادة العظام الغضروفية باستخدام المطرقة العظمية وعظم العظام.
  9. نظف امتداد الجرح باستخدام شاش معقم، مع التأكد من خلو داخل الآفة من الدم وبقايا الأنسجة.
  10. ضع 200 ميكرولتر من تركيبة GelMA السائلة بنسبة 20٪ (مع الفولت) GelMA، والتي تحتوي على 0.25٪ (بدون فولت) ليثيوم فينيل-2,4,6-تريميثيل بنزويل فوسفينات (LAP) كمنشط ضوئي، على داخل الإصابة حتى تصل إلى السطح.
  11. الفوتوكروس لينك الهيدروجيل GelMA تحت LED بقطر 395-405 نانومتر (قدرة إجمالية 9 واط) موضوعا على بعد حوالي 5 سم من العينة لمدة 180 ثانية. في ظل هذه الظروف، يكون الإشعاع المقدر على السطح ~10 ميلي واط/سم²، مما ينتج عنه طاقة تعريض إجمالية تقارب 1.8 جول/سم².
    ملاحظة: استخدم نظارات واقية عند استخدام الأشعة فوق البنفسجية.
  12. أزل المراجع بحذر.
  13. أغلق الآفة بغرز مستقلة في طبقات الأنسجة المختلفة لمنع تكون السيروم. عدد الغرز المطلوبة يعتمد على مدى الجرح الجراحي.
  14. ضع ضمادة معقمة على الغرز لمنع العدوى.

3. الرعاية بعد العملية

  1. راقب الحيوانات أثناء التعافي من التخدير، بما في ذلك العلامات الحيوية مثل معدل ضربات القلب (70-90 نبضة/دقيقة)، معدل التنفس (12-20 نفسا/دقيقة)، درجة حرارة الجسم (39 °م إلى 40.5 °م)، والأغشية المخاطية الطبيعية مع وقت إعادة تعبئة الشعيرات الدموية 1-2 ثانية. قم بتحسس الشرايين الوجهية والفخذية بانتظام للتحقق مما إذا كان النبض واضحا بسهولة.
    ملاحظة: يجب أن يتم التعافي من التخدير في بيئة هادئة ونظيفة ودافئة ومبطنة، مع إضاءة قليلة ومستويات ضوضاء منخفضة.
  2. إجراء ضمادات في مواقع الجراحة باستخدام البنسلين الموضعي (البنزاثين بنسلين G: 1,250,000 وحدة دولية؛ بروكاين البنسلين G: 1,250,000 وحدة دولية؛ ثنائي هيدروستربتومايسين سلفات: 1.25 جم؛ اليوريا: 2.50 جرام)، مرة واحدة يوميا لمدة 10 أيام.
  3. تأكد من بقاء الحيوانات في وضعية رباعية الأرجل فور الاستيقاظ من التخدير، وضع الوزن على الطرف الذي تم إجراءه، ولا تظهر عليه علامات الانزعاج.
  4. تألف مسكنات ما بعد العملية من ميلوكسيكام (0.4 ملغ/كغ كل 24 ساعة) وترامادول (2 ملغ/كغ كل 12 ساعة) لمدة 5 أيام. تم إعطاء جرعة إضافية من ترامادول عندما تم تحديد تعابير الوجه المرتبطة بالألم باستخدام مقياس جروح الخروف41، وهو أداة معتمدة تعتمد على وحدات حركة وجه محددة (بما في ذلك شد الحجاج، استجابة الفليم، وضع الأذن، ووضع الرأس) لتقييم الألم والاضطراب بعد العملية في الأغنام.

4. تحليل الأنسجة

  1. بعد ستة أشهر من العملية الجراحية، قم بتنفيذ القتل الرحيم. لتحقيق التخدير العميق قبل إعطاء عامل القتل الرحيم، يتم إعطاء الحيوانات دورا مبدئيا عن طريق الوريد بالكيتامين (10 ملغ/كجم) وزيلازين (1 ملغ/كغ)، باستخدام جرعات متعمدة أعلى من الموصى بها عادة في الإجراءات السريرية لضمان بدء التخدير العميق بسرعة، كما تدعمه بروتوكولات القتل الرحيم المقبولة. بعد ذلك، أعط البروبوفول لتحفيز غيبوبة مخدرة. ثم يعطى كلوريد البوتاسيوم بمعدل 2 mEq/kg IV حتى يحدث توقف تنفسي وقلبي وعائي وتختفي جميع ردود الفعل الوقائية.
  2. قسم الفراغ الفخذي البعيد لإزالة منطقة اللكانديلات. ثبت مفاصل الركبة المفصولة ب فورمالين 10٪ معادل متعادل، وإزالة الكالسيف في حمض الإيثيلين ديامين رباعي الأسيتيك 5٪ عند 34 درجة مئوية، مع تغيير محلول EDTA كل 3 أيام.
  3. قم بدمج المادة في البارافين وقطعها إلى أقسام بحجم 4 ميكرومتر. أزل البارافين من الشرائح عن طريق نقعها في الزيلين على درجة حرارة 65 درجة مئوية لمدة 3 × 5 دقائق. اشرب الماء بغمر 10-20 مرة في الإيثانول (99٪، 95٪، 70٪) يليه ماء منزوع الأيونات لمدة 5 دقائقو42.
  4. لصبغ الهيماتوكسيلين والإيوسين (H&E)، قم بصبغ الأقسام بهيماتوكسيلين هاريس وصبغ العكسية بالإيوزين، ثم مسح الأجزاء بتكبير 20× باستخدام مجهر مسح منزلق آلي، وتحليل باستخدام البرنامج المرتبط.
  5. قيم الآفة وفقا لمبادرة علم الأمراض النسيجي43 التابعة لجمعية أبحاث التهاب المفاصل العظمي الدولية (OARSI): تشير درجة 0 إلى أن الغضروف طبيعي؛ تعكس الدرجة 1 الرجفان السطحي دون فقدان الغضروف؛ الدرجة 2 تتوافق مع شقوق رأسية تصل مباشرة إلى الطبقة تحت المنطقة السطحية، مصحوبة بفقدان جزئي للصفيحة السطحية؛ تشير الدرجة 3 إلى شقوق رأسية أو تآكل تمتد إلى الغضروف المتكلس وتؤثر على أقل من 25٪ من سطح المفصل؛ تمثل الدرجات 4 و5 و6 شقوقا عمودية أو تعرية تصل إلى الغضروف المتكلس وتشمل 25-50٪، 50-75٪، وأكثر من 75٪ من سطح المفصل على التوالي.
    ملاحظة: في هذه الدراسة، تم منح الآفات التي تحتوي على شقوق عمودية أو تآكل تمتد إلى الغضروف المتكلس وتشمل أكثر من 25٪ من سطح المفصل، درجة 4.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

استحث عيوب العظام الغضروفية

هدفت هذه الدراسة إلى تطوير بروتوكول فعال لتحفيز العيوب العظمية الغروفية الحادة في الحيوانات الكبيرة. تسببت الإصابات ميكانيكيا أثناء إجراء جراحي، مما أدى إلى ظهور آفة يبلغ قطرها حوالي 8 مم وعمقها 5 مم (الشكل 1). بالنظر إلى الدرجات التي وضعتها الجمعية الدولية لتجديد الغضروف والحفاظ على المفاصل، فإن هذا النوع من الإصابة يمثل آفة من الدرجة الرابعة، تعرف بتلف الغضروف الذي يصل إلى العظم تحت ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لتجاوز التحديات في علاج الغضاريف، مثل عدم كفاية التمايز الغضروفي ونضج ECM، تظل الدراسات غير السريرية ضرورية لتقييم استراتيجيات العلاج. تم الإبلاغ سابقا عن طرق النماذج غير السريرية لأنسجة الغضروف المصاب باستخدام تقنيات مختلفة45. ومع ذلك، لا تزال الأدبيات تفتقر إلى تقارير مفصلة وإجراءات موحدة لتحفيز إصابة حادة في الركبة العظمية الغروفية في ركبة الحيوانات الكبيرة، مما يؤدي إلى تفاوت كبير بين الدراسات. يصف البروتوكول المعروض هنا طريقة قابلة للتكرار وموثوقة لتحفيز إصاب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفون لا يفرضون أي تضارب مصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد دعمت مؤسسة أراوكاريا هذا العمل (رقم المنحة PDT2020221000005). نشكر جميع موظفي معهد كارلوس شاغاس وبرنامج تطوير التكنولوجيا في أدوات الصحة-RPT-FIOCRUZ على استخدام مرافق المجهر في FIOCRUZ/PR، ومركز تكنولوجيا الخلايا، والمزرعة التجريبية لجامعة بابوتيفيا الكاثوليكية دو بارانا. يقر المؤلفون بالدعم المالي من برنامج التعليم في معهد كارلوس شاغاس – فيوكروز بارانا. ونشكر أيضا فاغنر ناجيب، من مكتب الاتصالات في معهد كارلوس شاغاس، على مساهماته في الإنتاج السمعي البصري.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
خيط خياطة بوليغلكابروني رقم 2-0إثيكونتم استخدام خيط الغرز لإغلاق الأنسجة الرخوة بشكل عام، لخياطة كبسولة المفصل والنسيج الخلوي تحت الجلد.
الأجسام المضادة المضادة وبيتا-توبولينإنفيتروجينPA516863الأجسام المضادة ضد &بيتا;-تيوبولين، وهما وحدتان فرعيتان (α/β) تشكلان الأنابيب الدقيقة للهيكل الخلوي
جهاز التخديرHB هوسبيتالمعدات التخدير الاستنشاقي
أكسيو سكان Z1زايس، ميونخ، ألمانياالمجهر
بنزاتين البنسلين Gأوروفينوالمضادات الحيوية
قسطرة 18 G سوليدورالقسطرة الوريدية
سيفاليكسينفيرباكالعلاج بمضادات الميكروبات
محلول كلورهيكسيدين ثنائي الغلوكونات المائيRIOQUÍ MICAالمطهر المستخدم لتعقيم الجلد
أنبوب القصبة الهوائية المقطوع 7.5– 8.0 ممسوليدورأنبوب القصبة الهوائية المقيد
DAPIسيغماD9542الصبغة الفلورية
دولبيكو ميديف إيجلجيبكو12100-046
وسط زراعة الخلايا
ديهيدروستربتوميسين كبريتاتأوروفينوالمضادات الحيوية
أنبوب EDTAبيكتون ديكنسون362788أنبوب الجمع
إيوسينالنيون1795صبغة تستخدم لتصوير شكل الخلية، التلوين  السيتوبلازم.
حمض الإيثيلين ديامين تترا أسيتيكسيغماE5134يعزز إزالة المعادن التدريجية للأنسجة العظمية
مصل الأبقار الجنينيجيبكو12657-029مكمل لزراعة الخلايا باستخدام عوامل النمو
الفورمالينسيغما-ألدرتش47608الحفاظ على شكل الأنسجة
GelMA ليوفيليةTissueLabsGLMA-LYO-1الهيدروجيل القابل للربط الضوئي
هاريس هيماتوكسيلين  لابوركلين620503صبغة تستخدم لتصوير شكل الخلية، وتلوين النوى.
إيزوفلورانوكريست وآكيوت؛ لياصيانة التخدير
كيتامين 10٪فيتنيلإجراء القتل الرحيم
حل الرنين الممرضةفريسينيوس كابيالعلاج بالسوائل
إل-جلوتامين 200 ملليمولارجيبكو25030-081الأحماض الأمينية الأساسية لزراعة الخلايا
ليدوكائين هيدروكلوريد  كريست وآكيوت؛ لياالتخدير الموضعي
مجموعة الصلاحية/السموم الحية/الموتةإنفيتروجينL3224مجموعة اختبار فلورية لتقييم بقاء الخلايا
ميلوكسيكامأورو فينومضاد للالتهاب ومسكن للألم لفترة ما بعد العملية
هيدروكلوريد ميدازولامكريست وآكيوت؛ ليادواء ما قبل التخدير
خيط خيط مونونيلون، رقم 3-0إثيكونالغرز المستخدم لإغلاق الجلد
NaCl 0.9٪كريستاليامحلول ملحي
الموضع العصبيNeurolocalizador DL 250 DeltaLifeتخدير موضعي بتوجيه بواسطة جهاز تحديد المواقع العصبية ومحفز كهربائي للأعصاب الطرفية.
تمرين العظاممثقاب العظام الصغير المصنوع من القناة (حساس) - مغزل مطلون بالكروم - ماركة ماكيتايستخدم في جراحات العظام.
المطرقة العظامية  إدلوهامر نيوفيلد (10-3155)الخصائص العامة: 20 سم في الطول ووزن 560 جراما; المادة: فولاذ مقاوم للصدأ عالي الجودة؛ الاستخدام: ينصح بإجراءات جراحة الإصابات وجراحة العظام التي تتطلب صدمة محكومة بها. الشهادات: تحمل المنتجات شهادات جودة مثل ISO (المنظمة الدولية للتوحيد القياسي): 13485:2016، مع معايير الامتثال الأوروبي وممارسات التصنيع الجيدة.
عظم عظم لامبوتإدلوعظم عظم لامبوت (10-0749)عظم العظم لامبوت (6 مم × 17 سم / 6 3/4") هو أداة جراحية عالية الدقة تستخدم بشكل رئيسي في جراحات العظام والعمليات الجراحية العصبية التي تتضمن معالجة العظام.

مع رأس بعرض 6 مم، هو مثالي للجروح الدقيقة، وإعادة تشكيلها، وإزالة الغضروف والعظم تحت الغضروف المضغوط.
البنسلين ستريبتوميسينجيبكو15140-122مضاد حيوي واسع الطيف يستخدم على نطاق واسع في زراعة الخلايا
بيثيدين هيدروكلوريد  كريست وآكيوت؛ ليادواء ما قبل التخدير
كلوريد البوتاسيوم 19.1٪سامتكإجراء القتل الرحيم
بروكاين البنسلين Gأوروفينوالمضادات الحيوية
بروبوفولكريست وآكيوت؛ لياتحفيز التخدير والصيانة
رينجر لاكتاتكريست وآكيوت؛ لياالعلاج بالسوائل
نظام التنفس الدائري شبه المغلق&nb;HB هوسبيتالالدائرة التنفسية للتخدير
ضمادة كريب معقمةكريمرضمادة كريب معقمة، تستخدم لتغطية أطراف الأطراف البعيدة التي تخضع لإجراء العملية.
ستيمابلكس D، 22 جا. × 2 إنش. (50 مم) إبرة معزولة مع مجموعة تمديد، 30&0؛ بيفل (STIMD2250/30)براونالتخدير الموضعي المحيط بالأعصاب
هيدروكلوريد ترامادولكريست وآكيوت؛ لياتسكنات الألم بعد العملية
تمرين تريفينمثقاب تريفين عظم، قطر ملم & النموذج: Counter-Angle، العلامة التجارية: Surgical WFمثقاب جمع العظام للتريفين 8.0 مم؛ تم إنتاجه من الفولاذ الجراحي؛ واستخدم في جراحات ترقيع العظام؛ يستخدم لإزالة كتلة العظم للتحليل النسيجي أو الزراعة الذاتية.
زيلازين 10٪فيتنيلإجراء القتل الرحيم

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, Q., et al. An ultrasound study of altered hydration behaviour of proteoglycan-degraded articular cartilage. BMC Musculoskelet Disord. 14, 289(2013).
  2. Cederlund, A. A., Aspden, R. M. Walking on water: revisiting the role of water in articular cartilage biomechanics in relation to tissue engineering and regenerative medicine. J R Soc Interface. 19 (193), 20220364(2022).
  3. Gahunia, H. K., Pritzker, K. P. H. Effect of exercise on articular cartilage. Orthop Clin North Am. 43 (2), 187-199 (2012).
  4. Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis. Nat Rev Rheumatol. 10 (7), 437-441 (2014).
  5. Rahmati, M., Nalesso, G., Mobasheri, A., Mozafari, M. Aging and osteoarthritis: central role of the extracellular matrix. Ageing Res Rev. 40 (1), 20-30 (2017).
  6. Zhang, L., Hu, J., Athanasiou, K. A. The role of tissue engineering in articular cartilage repair and regeneration. Crit Rev Biomed Eng. 37, 1-57 (2009).
  7. Coccia, M. Cartilage tissue engineering with chondrogenic cells versus artificial joint replacement: the insurgence of new technological paradigms. Health Technol. 2, 235-247 (2012).
  8. Muhammad, H., et al. Human migratory meniscus progenitor cells are controlled via the TGF-β pathway. Stem Cell Rep. 3, 789-803 (2014).
  9. Shen, W., et al. Intra-articular injection of human meniscus stem/progenitor cells promotes meniscus regeneration and ameliorates osteoarthritis through stromal cell-derived factor-1/CXCR4-mediated homing. Stem Cells Transl Med. 3, 387-394 (2014).
  10. Gille, J., et al. Outcome of autologous matrix-induced chondrogenesis (AMIC) in cartilage knee surgery: data of the AMIC registry. Arch Orthop Trauma Surg. 133, 87-93 (2012).
  11. Richardson, S. M., et al. Mesenchymal stem cells in regenerative medicine: focus on articular cartilage and intervertebral disc regeneration. Methods. 99, 69-80 (2016).
  12. Kang, H., et al. In vivo cartilage repair using adipose-derived stem cell-loaded decellularized cartilage ECM scaffolds. J Tissue Eng Regen Med. 8, 442-453 (2012).
  13. Taylor, D. A., Sampaio, L. C., Ferdous, Z., Gobin, A. S., Taite, L. J. Decellularized matrices in regenerative medicine. Acta Biomater. 74, 74-89 (2018).
  14. Sun, Y., Yan, L., Chen, S., Pei, M. Functionality of decellularized matrix in cartilage regeneration: a comparison of tissue versus cell sources. Acta Biomater. 74, 56-73 (2018).
  15. Niu, X., Li, N., Du, Z., Li, X. Integrated gradient tissue-engineered osteochondral scaffolds: challenges, current efforts and future perspectives. Bioact Mater. 20, 574-597 (2023).
  16. Deng, C., et al. Bioactive scaffolds for regeneration of cartilage and subchondral bone interface. Theranostics. 8, 1940-1955 (2018).
  17. Armiento, A. R., Alini, M., Stoddart, M. J. Articular fibrocartilage: why does hyaline cartilage fail to repair. Adv Drug Deliv Rev. 146, (2018).
  18. Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. Animal models for cartilage regeneration and repair. Tissue Eng Part B Rev. 16, 105-115 (2010).
  19. Pane, R. V., Setiyaningsih, R., Widodo, G., Al Hajiri, A. Z. Z., Salsabil, J. R. Femoral cartilage thickness in knee osteoarthritis patients and healthy adults: an ultrasound measurement comparison. Sci World. 2023, e3942802(2023).
  20. Milano, F., Chevrier, A., De Crescenzo, G., Lavertu, M. Injectable lyophilized chitosan-thrombin-platelet-rich plasma implant to promote tissue regeneration: in vitro and ex vivo solidification properties. Polymers. 15 (13), 2919(2023).
  21. Dias, I. R., Viegas, C. A., Carvalho, P. P. Large animal models for osteochondral regeneration. Osteochondral tissue engineering. , 441-501 (2018).
  22. Fernandes, T. L., et al. Development of a novel large animal model to evaluate human dental pulp stem cells for articular cartilage treatment. Stem Cell Rev. 14, 734-743 (2018).
  23. González Vázquez, A. G., et al. Systematic comparison of biomaterials-based strategies for osteochondral and chondral repair in large animal models. Adv Healthc Mater. 10, e2100878(2021).
  24. Brehm, W., et al. Repair of superficial osteochondral defects with an autologous scaffold-free cartilage construct in a caprine model: implantation method and short-term results. Osteoarthritis Cartilage. 14, 1214-1226 (2006).
  25. Moran, C. J., et al. The benefits and limitations of animal models for translational research in cartilage repair. J Exp Orthop. 3, (2016).
  26. Getgood, A. M. J., et al. Evaluation of early-stage osteochondral defect repair using a biphasic scaffold based on a collagen-glycosaminoglycan biopolymer in a caprine model. Knee. 19, 422-430 (2012).
  27. Cook, J. L., et al. Animal models of cartilage repair. Bone Joint Res. 3, 89-94 (2014).
  28. Jackson, D. W., Lalor, P., Aberman, H. M., Simon, T. M. Spontaneous repair of full-thickness defects of articular cartilage in a goat model. J Bone Joint Surg Am. 83, 53-64 (2001).
  29. Meng, X., et al. Animal models of osteochondral defect for testing biomaterials. Biochem Res Int. 2020, 1-12 (2020).
  30. Patil, S., Steklov, N., Song, L., Bae, W. C., D'Lima, D. D. Comparative biomechanical analysis of human and caprine knee articular cartilage. Knee. 21, 119-125 (2014).
  31. Stewart, H. L., et al. A missed opportunity: a scoping review of the effect of sex and age on osteoarthritis using large animal models. Osteoarthritis Cartilage. 32, 501-513 (2024).
  32. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19, 493-499 (2012).
  33. McIlwraith, C. W., Frisbie, D. D., Kawcak, C. E. The horse as a model of naturally occurring osteoarthritis. Bone Joint Res. 1, 297-309 (2012).
  34. Liu, T. P., et al. Updates on mesenchymal stem cell therapies for articular cartilage regeneration in large animal models. Front Cell Dev Biol. 10, (2022).
  35. Murray, R. C., Vedi, S., Birch, H. L., Lakhani, K. H., Goodship, A. E. Subchondral bone thickness, hardness and remodelling are influenced by short-term exercise in a site-specific manner. J Orthop Res. 19, 1035-1042 (2001).
  36. Malda, J., et al. Comparative study of depth-dependent characteristics of equine and human osteochondral tissue from the medial and lateral femoral condyles. Osteoarthritis Cartilage. 20, 1147-1151 (2012).
  37. Kon, E., et al. Orderly osteochondral regeneration in a sheep model using a novel nano-composite multilayered biomaterial. J Orthop Res. 28, 116-124 (2009).
  38. Allen, M. J., Houlton, J. E. F., Adams, S. B., Rushton, N. The surgical anatomy of the stifle joint in sheep. Vet Surg. 27, 596-605 (1998).
  39. Chevrier, A., Kouao, A. S. M., Picard, G., Hurtig, M. B., Buschmann, M. D. Interspecies comparison of subchondral bone properties important for cartilage repair. J Orthop Res. 33, 63-70 (2015).
  40. Orth, P., et al. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19, 885-891 (2013).
  41. Häger, C., et al. The sheep grimace scale as an indicator of post-operative distress and pain in laboratory sheep. PLOS ONE. 12, e0175839(2017).
  42. Smart, A., et al. Protocol for tissue processing and paraffin embedding of mouse brains following ex vivo MRI. STAR Protoc. 4, 102681(2023).
  43. Glasson, S. S., Chambers, M. G., van den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative: recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18, 17-23 (2010).
  44. Sprecher, D. J., Hostetler, D. E., Kaneene, J. B. A lameness scoring system that uses posture and gait to predict dairy cattle reproductive performance. Theriogenology. 47, 1179-1187 (1997).
  45. Hunziker, E. B. Articular cartilage repair: basic science and clinical progress. A review of the current status and prospects. Osteoarthritis Cartilage. 10, 432-463 (2002).
  46. Ahern, B. J., Parvizi, J., Boston, R., Schaer, T. P. Preclinical animal models in single-site cartilage defect testing: a systematic review. Osteoarthritis Cartilage. 17, 705-713 (2009).
  47. Maglio, M., Brogini, S., Pagani, S., Giavaresi, G., Tschon, M. Current trends in the evaluation of osteochondral lesion treatments: histology, histomorphometry and biomechanics in preclinical models. Biomed Res Int. 2019, 1-27 (2019).
  48. Bell, A. D., et al. Bone-induced chondroinduction in sheep Jamshidi biopsy defects with and without treatment by subchondral chitosan-blood implant. Cartilage. 4, 131-143 (2012).
  49. Levingstone, T. J., et al. Multi-layered collagen-based scaffolds for osteochondral defect repair in rabbits. Acta Biomater. 32, 149-160 (2016).
  50. Jia, S., et al. Multilayered scaffold with a compact interfacial layer enhances osteochondral defect repair. ACS Appl Mater Interfaces. 10, 20296-20305 (2018).
  51. Schinhan, M., Bijak, M., Unger, E., Nau, T. Electromyographic study of the popliteus muscle in the dynamic stabilization of the posterolateral corner structures of the knee. Am J Sports Med. 39, 173-179 (2011).
  52. Bernstein, A., et al. Microporous calcium phosphate ceramics as tissue engineering scaffolds for the repair of osteochondral defects: histological results. Acta Biomater. 9, 7490-7505 (2013).
  53. Crovace, A. M., et al. Evaluation of in vivo response of three biphasic scaffolds for osteochondral tissue regeneration in a sheep model. Vet Sci. 6, 90(2019).
  54. Salerno, M., et al. Biomimetic tri-layered osteochondral scaffold: study of early implant stability in a sheep model. Bone Joint Res. 14, 953-968 (2025).
  55. Lewis, J. A., et al. A bioactive supramolecular and covalent polymer scaffold for cartilage repair in a sheep model. Proc Natl Acad Sci U S A. 121, (2024).
  56. Tamaddon, M., et al. In vivo evaluation of additively manufactured multi-layered scaffold for the repair of large osteochondral defects. Bio-Des Manuf. 5, 481-496 (2022).
  57. Petrovova, E., et al. PHB/CHIT scaffold as a promising biopolymer in the treatment of osteochondral defects: an experimental animal study. Polymers. 13, 1232(2021).
  58. Saber, A. S., Bolbol, A. E., Schenk-Saber, B. A. A radiographic study of the development of the sheep carpus from birth to 18 months of age. Vet Radiol. 30, 189-192 (1989).
  59. Cambra-Moo, O., et al. Multidisciplinary characterization of long-bone cortex growth patterns through sheep ontogeny. J Struct Biol. 191, 1-9 (2015).
  60. Arens, D., et al. Seasonal changes in bone metabolism in sheep. Vet J. 174, 585-591 (2007).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Osteochondral DefectSheep ModelCartilage RegenerationJoint InjuryGelatin MethacryloylLarge Animal ModelHistological EvaluationOsteoarthritis ModelArticular CartilageSurgical Protocol

مقالات ذات صلة