مقالة منهجية

تقييم احتقان الدم التفاعلي بعد الإصدار في جلد مخلب الفئران باستخدام تصوير تباين البقع بالليزر

DOI:

10.3791/68986

⸱

أكتوبر 3, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1V.A. Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Federal Research and Clinical Center of Intensive Care Medicine and Rehabilitology, 2Research and Development Center of Biomedical Photonics, Orel State University, 3College of Engineering and Physical Sciences, Aston University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقدم هذا البروتوكول طريقة لتقييم معلمات احتقان الدم التفاعلي بعد الانسداد في جلد الفئران المخدرة باستخدام تصوير تباين البقع بالليزر وقياس ضغط الدم الغازي.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تصوير تباين البقع بالليزر (LSCI) هو تقنية حديثة غير جراحية لتقييم نضح الأوعية الدموية الدقيقة في البشر المختبر. يسمح الجمع بين LSCI وقياس ضغط الدم الغازي (BP) واختبار انسداد الأوعية الدموية بدراسة احتقان الدم التفاعلي بعد الانسداد (PORH) ، مما يوفر تقييما لاحتياطي تدفق الدم الوعائي الدقيق وتفاعل الأوعية الدموية. توضح هذه المقالة تقنية استخدام LSCI لتسجيل وتصور PORH في المخلب الخلفي للفئران تحت التخدير العام. يتم نفخ الكفة الهوائية الخاصة لإنشاء انسداد الأوعية الدموية المؤقت (180 ثانية) على مستوى الساق. يمكن أن يوفر تقييم PORH اللاحق (ذروة احتقان الدم والمؤشرات الحركية) معلومات إضافية حول آليات وشدة العملية المرضية قيد الدراسة (صدمة الدورة الدموية ، قصور القلب ، ارتفاع ضغط الدم ، إلخ) أو تحديد تأثيرات الأوعية الدموية لدواء جديد غير واضحة عند تقييم التروية أثناء الراحة. تسمح مراقبة ضغط الدم الغازية بحساب التوصيل الوعائي الجلدي والنظر في التغيرات في ديناميكا الدم الجهازية ، وهو أمر مهم بشكل خاص في النماذج التجريبية للأمراض الحرجة. سيتم أيضا توضيح استخدام هذا النهج لتحديد الخلل الوظيفي للأوعية الدموية الدقيقة في نموذج الفئران للصدمة النزفية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يشارك ضعف الأوعية الدموية الدقيقة في التسبب في العديد من أمراض القلب والأوعية الدموية والغدد الصماء وغيرها من الأمراض ، مما يضر بنتروية الأنسجة والأكسجين ، ويعطل الآليات التنظيمية الحركية للأوعية الدموية لديناميكا الدم الجهازية (على سبيل المثال ، في ارتفاع ضغط الدم)1. اضطرابات دوران الأوعية الدقيقة لها أيضا أهمية فيزيولوجية مرضية كبيرة في آليات الخلل الوظيفي للأعضاء في المرضى المصابين بأمراض خطيرة والذين يعانون من الصدمات والإنتان وأنواع مختلفة من الصدمات (نزفية ، إنتانية ، قلبية ، إلخ.)2.

حاليا ، يتم استخدام العديد من الطرق القائمة على الليزر في الدراسات السريرية وما قبل السريرية للتقييم غير الجراحي لنضح الأنسجة ووظيفة الأوعية الدموية الدقيقة: قياس تدفق دوبلر بالليزر (LDF) ، وتصوير دوبلر بالليزر (LDI / LDPI) ، وتصوير تباين البقع بالليزر (LSCI). من بينها ، LSCI هو الأكثر وعدا للتقييم غير الجراحي لنضح الجلد في العيادة. لها مزايا واضحة على LDF و LDI / LDPI حيث أن الطريقة سهلة التنفيذ وتوفر تصورا لمنطقة التحقيق بأكملها بدقة مكانية وزمانيةعالية 3. LSCI هي تقنية تستخدم ضوء الليزر لإنشاء أنماط بقع ، والتي يتم تحليلها بعد ذلك لتصور ديناميكيات تدفق الدم. يتم توفير تقييمات عالية الدقة في الوقت الفعلي لدوران الأوعية الدقيقة ، وهي ضرورية لمختلف مجالات البحث ، مثل علم الأعصاب4 ، وجراحة البطن5 ، والأمراض الجلدية6 ، ودراسات أبحاث الأوعية الدمويةالأخرى 7،8 ، في كل من البيئات السريرية والتجريبية.

غالبا ما يكون التقييم البسيط لقيم نضح الجلد أثناء الراحة غير مفيد لتحديد اضطرابات الأوعية الدموية الدقيقة. ويرجع ذلك إلى كل من الخصائص الوظيفية الجوهرية لدورة الجلد (التباين العالي ، والاعتماد على درجة الحرارة ، والإجهاد ، وعوامل أخرى) ونضح الأنسجة "الطبيعي بشكل خاطئ" أثناء الاستجابة التعويضية للجسم (على سبيل المثال ، زيادة النتاج القلبي في المراحل المبكرة من الصدمة الإنتانية). يسمح الاستخدام الإضافي للحمل الوظيفي القياسي بتقييم أفضل لدوران الأوعية الدقيقة وتحديد الخلل الوظيفي للأوعية الدموية الدقيقة المخفي في ظل ظروف الراحة1. ومن المعروف أيضا أن LSCI مفيد في تقييم دوران الأوعية الدقيقة للجلد تحت المحفزات الدوائية9.

يسمح الجمع بين LSCI واختبار انسداد الأوعية الدموية بإجراء تقييم غير جراحي لظاهرة احتقان الدم التفاعلي بعد الإعصام (PORH) ، والذي يعكس المعلمات الوظيفية المهمة لدوران الأوعية الدقيقة ، ولا سيما احتياطي تدفق الدم وتفاعل الأوعية الدموية الدقيقة10. يستخدم هذا النهج على نطاق واسع في الدراسات السريرية لتحديد تشوهات الدورة الدموية الدقيقة الوظيفية غير الواضحة من قياسات التروية الأساسية11 ، ولكن تقييم PORH نادر في الدراسات الحيوانية قبل السريرية12،13. بالمقارنة مع الدراسات السريرية ، فإن استخدام اختبار انسداد الأوعية الدموية في تجربة في الجسم الحي يوفر للباحث فرصا إضافية لتقييم آليات PORH ، والتسبب في الأمراض الشديدة ، والديناميكا الدوائية للأدوية النشطة في الأوعية. بالطبع ، يجب أن تكون هذه الفرص ضمن حدود المعايير الأخلاقية الحيوية الحديثة للمعاملة الإنسانية للحيوانات.

يقدم هذا البروتوكول طريقة لتقييم معلمات PORH في جلد الفئران المخدرة باستخدام LSCI وقياس ضغط الدم الغازي. يتضمن هذا الأخير قسطرة الشريان السباتي للفئران ويسمح بقياس متوسط الضغط الشرياني (MAP) ومعدل النبض. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن جمع عينات الدم الشرياني لفحصها في المختبر (مثل تحليل غازات الدم الشرياني). تجدر الإشارة إلى أن هذا البروتوكول موجه بشكل أساسي نحو تجربة حادة لا تتضمن إيقاظ من التخدير بعد الانتهاء من الإجراءات التجريبية (على سبيل المثال ، نمذجة مرض خطير). الطريقة التي نقترحها لتقييم دوران الأوعية الدقيقة في الفئران بسيطة نسبيا وستكون مفيدة بشكل خاص في دراسات فسيولوجيا الأوعية الدموية المقارنة والفيزيولوجيا المرضية ، بما في ذلك تقييم الخلل البطاني ، وكذلك في الاختبار قبل السريري للأدوية النشطة للأوعية الدموية الجديدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تنفيذ الإجراءات الموضحة أدناه كجزء من بروتوكول معتمد من قبل مجلس المراجعة الأخلاقية التابع للمركز الفيدرالي للأبحاث والمركز السريري لطب العناية المركزة وإعادة التأهيل.

1. تحضير الكفة الهوائية لانسداد الأوعية الدموية

  1. استخدم صفعة هوائية من نظام قياس ضغط الدم غير الجراحي (NIBP) للفئران لإحداث انسداد وعائي عابر على المخلب الخلفي للفئران.
  2. قم بتوصيل الكفة بمقياس ضغط اللاسائلين والمضخة المطاطية لمقياس توتر العين الميكانيكي التقليدي لقياس ضغط الدم لدى البشر. استخدم ثلاثة أجزاء من الأنابيب البلاستيكية الشفافة مقاس 3 مم (1 متر منها مدرج في نظام NIBP) وموصل T بالحجم المناسب (الشكل 1).
  3. تحقق من وظائف وضيق النظام الهوائي المجمع قبل استخدامه على. تأكد من الحفاظ على ضغط الكفة عند 200-220 مم زئبق لعدة دقائق عند نفخه.

2. تحضير القسطرة الشريانية ومحطة العمل والأدوات الجراحية

  1. عالج منطقة العمل بالكحول بنسبة 70٪. قم بتغطية طاولة العمليات بستارة معقمة. تعقيم القسطرة والأدوات بالغاز (في إجراءات البقاء على قيد الحياة والتجارب المزمنة).
  2. لقسطرة الشريان السباتي، استخدم قسطرة PE-50 (OD 0.9 مم، معرف 0.6 مم) بطول 12 سم مع حلقة قفل على بعد 25 مم من النهاية. لمنع ثقب الشريان ، استخدم قسطرة ذات حواف ناعمة.
  3. يجب إرفاق إبرة حادة 22 جم وحقنة سعة 2 مل مملوءة بالمحلول الملحي الهيباريني (5 وحدة دولية من الهيبارين / 1 مل) بالطرف الخارجي للقسطرة. اغسل القسطرة بمحلول ملحي هيباريني (0.1-0.2 مل) لضمان المباح ومنع تكون الجلطات.

3. التخدير والتعامل قبل الجراحة

ملاحظة: يمكن لجميع عوامل التخدير أن تثبط التنفس والدورة الدموية. الجرعات المناسبة بناء على الأنواع الحيوانية, سلالة, العمر, والحالة الصحية أمر بالغ الأهمية لتجنب جرعة زائدة قاتلة. يجب تدريب الموظفين على تخدير ومراقبة العلامات الحيوية. يجب أن تتم الموافقة على الإجراءات من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية ذات الصلة (IACUC) أو هيئة الأخلاقيات المكافئة. يجب توخي الحذر عند التعامل مع الإبر والمشارط والأدوات الحادة الأخرى. استخدم دائما حاوية الأدوات الحادة للتخلص الفوري منها. لا تلخص الإبر أبدا. كن على دراية بخطر إصابات الخز بالإبر ، والتي يمكن أن تنقل العوامل الحيوانية المنشأ أو تسبب صدمة جسدية.

  1. تخدير الفئران عن طريق حقن داخل الصفاق (IP) لخليط من التلايتامين (10 مجم / كجم) + زولازيبام (10 مجم / كجم) محلول 2٪ في محلول ملحي ، وزيلازين (5 مجم / كجم) محلول 0.5٪ في محلول ملحي. تأكد من أن التخدير كاف عن طريق التحقق من عدم وجود ردود فعل (قرصة إصبع القدم).
  2. احلق الفراء من المناطق الأمامية والخلفية للرقبة (بما في ذلك المنطقة بين الكتف). عالج الجلد في هذه المناطق بمطهر للجلد (70٪ كحول). ضع في وضع ضعيف على طاولة جراحية ساخنة.
  3. راقب حالة المخدر من خلال التقييم المنتظم لعمق التخدير (الحركات التلقائية ، الاستجابة للمنبهات المؤلمة) ، ونمط الجهاز التنفسي (التردد ، العمق ، الإيقاع ، الصفير) ، لون الجلد والأغشية المخاطية. استخدم حقن إضافية من التيليتامين + الزولازيبام 10 مجم / كجم IP حسب الحاجة.
  4. تجنب انخفاض حرارة الجسم بشكل كبير عن طريق الحفاظ على درجة حرارة المستقيم للحيوان عند 36.5-37.0 درجة مئويةباستخدام طاولة تسخين وبطانيات عازلة.

4. قسطرة الشريان السباتي الأيسر

  1. قم بعمل شق في منتصف الجلد بطول 2 سم على السطح البطني للرقبة. باستخدام مرقئ وملقط ، قم بتشريح عضلات ولفافة الرقبة طوليا لفضح الشريان السباتي الأيسر وعزل قسم 5-7 مم من الوعاء. افصل العصب المبهم بعناية عن الشريان السباتي ، وتجنب إصابته.
  2. باستخدام خياطة حريرية 4-0 ، ضع ربطة عنق فضفاضة على الجزء الذيلي من الشريان ، وربط الطرف الجمجمي للوعاء. استخدم فكي الملقط الجراحي المجهري الموضوع تحت الشريان لتمديده برفق لمنع النزيف بعد الشق.
  3. باستخدام مقص جراحي مجهري بزاوية 45 درجة من الجمجمة ، قم بعمل شق عرضي على الشريان بين الأربطة (على عمق لا يزيد عن نصف قطر الوعاء).
  4. بعد إجراء شق صغير في الشريان ، أدخل القسطرة باتجاه القلب حتى حلقة التثبيت بمساعدة الملقط. أثناء الإمساك بالقسطرة في تجويف الوعاء ، شد الرباط الذيلي واربط عقدة إضافية فوق حلقة تثبيت القسطرة.
  5. تحقق من سالكية القسطرة عن طريق شفط كمية صغيرة من الدم في حقنة وغسل القسطرة مرة أخرى. قم بتثبيت القسطرة بحامل إبرة أملس على بعد 2-3 سم من حلقة التثبيت. قم بإزالة الإبرة الحادة والمحقنة من القسطرة.
  6. حول الفئران بعناية إلى وضع الانبطاح. قم بعمل شق في منتصف الجلد بطول 0.5-1.0 سم بين لوح الكتف باستخدام مقص جراحي. قم بنفق المشبك المرقئ تحت الجلد من خلال الشق الظهري باتجاه الشق البطني. أمسك الطرف الخارجي للقسطرة ، وقم بتمريره بعناية عبر النفق تحت الجلد ، وأخرجه إلى المنطقة بين الكتف.
  7. أدخل إبرة غير حادة بحقنة سعة 2 مل متصلة بالطرف الخارجي للقسطرة.
  8. أغلق الجروح الجراحية البطنية والظهرية باستخدام إبرة غير رضحية وخياطة 4-0 حيدة الشعيرات.

5. قياس ضغط الدم الغازي

  1. املأ محول الطاقة المعاير من نظام قياس ضغط الدم الغازي بمحلول ملحي هيباريني (5 وحدة دولية هيبارين / 1 مل).
  2. ضع في الوضع البطني. افصل المحقنة سعة 2 مل عن الإبرة الحادة وقم بتوصيل القسطرة بمحول الطاقة (الشكل 2). قم بإزالة المشبك من القسطرة واغسل خط ضغط الدم ب 0.1-0.2 مل من المحلول الملحي الهيبارين.
  3. استخدم نظام الحصول على البيانات لقياس وتسجيل ضغط الدم ومعدل ضربات القلب. يشير النبض المحدد جيدا على شكل موجة ضغط الدم (سعة 10-15 ملم زئبق وأعلى) إلى المباح وتحديد الموقع الصحيح للقسطرة.
    ملاحظة: لقياس ضغط الدم بدقة ، يجب وضع محول الطاقة على مستوى قلب. إذا ظهرت فقاعات هواء في خط قياس ضغط الدم ، فقم بإزالتها لتجنب انسداد الهواء في الأعضاء الداخلية.
  4. استقرار المخدر لمدة 15-20 دقيقة قبل قياس متوسط ضغط الشرايين (MAP) والمتغيرات الفسيولوجية الأساسية الأخرى.
  5. افتح تطبيق برنامج الحصول على البيانات. من القائمة ملف ، حدد جديد.
  6. تأكد من تحديد الإدخال المادي الصحيح (على سبيل المثال، الإدخال 1). انقر فوق سهم القائمة المنسدلة في رأس القناة المقابلة (على سبيل المثال، القناة 1) وحدد إعدادات القناة.
  7. في مربع الحوار ، اضبط نطاق الجهد (±100 مللي فولت) لاستيعاب الإشارة المتوقعة. اضبط وحدات العرض على مم زئبق.
  8. ضبط معدل أخذ العينات: انقر فوق الزر "معدل أخذ العينات " في شريط الأدوات. بالنسبة لضغط الدم الغازي ، اضبط معدل أخذ العينات على 200 هرتز (200 عينة / ثانية). إذا كانت أهداف الدراسة تضمنت تحليل مورفولوجيا الموجة النبضية ، فقم بزيادة معدل أخذ العينات إلى 1 كيلو هرتز.
  9. انقر على ابدأ زر لبدء تسجيل البيانات التجريبية.
  10. بمجرد التقاط مقطع البيانات المطلوب ، انقر فوق قف زر. حفظ ملف البيانات عبر ملف | حفظ باسم... امنحه اسم ملف فريدا.

6. قياس نضح الجلد باستخدام LSCI

  1. امسح السطح الأخمصي للمخلب الخلفي للفئران بشاش مبلل بالماء لتنظيف الجلد.
    ملاحظة: لا تستخدم الكحول أو المحاليل الأخرى التي يمكن أن تسبب احتقان الجلد.
  2. ضع الكفة الهوائية على مخلب الفئران الخلفي على مستوى عضلة الظنبوب وعضلة المعدة.
    ملاحظة: كن حذرا عند إدخال الأصابع والكاحل من خلال تجويف الكفة لتجنب إتلاف الغشاء القابل للنفخ وضغط الأنسجة الرخوة للركبة.
  3. ضع قدم الفئران على قطعة من الشاش وقم بتثبيت أصابع القدم بشريط لاصق لتقليل القطع الأثرية للحركة (الشكل 2).
  4. قم بإعداد أجهزة وبرامج الحصول على البيانات لتسجيل نضح الجلد باستخدام طريقة LSCI.
    ملاحظة: في العمل المقدم ، تتكون الأجهزة من كاميرا أحادية اللون عالية السرعة تعمل بالأشعة تحت الحمراء القريبة (NIR) ، وهدف الكاميرا ، ومستقطب خطي NIR ، ومصدر ليزر مع مجموعة من الناشرات. يتكون البرنامج من أداة تسجيل فيديو تلتقط الإطارات بمعدل إطارات محدد (90 إطارا في الثانية) ووقت التعرض (11 مللي ثانية). الأبعاد الفعلية للمنطقة التي هي مجال رؤية الكاميرا هي 16 × 16 مم.
  5. تأكد من أن منطقة الاهتمام (الرصغ ومشط القدم) في النقطة المحورية لهدف الكاميرا.
  6. اضبط مصدر الليزر بحيث تكون الإضاءة موحدة وليست مفرطة على كامل منطقة الاهتمام.
  7. اضبط المستقطب الخطي بحيث يتم تقليل الانعكاس المرآوي من الكائن المقاس.
  8. تأكد من تعيين المعلمات في أداة تسجيل الفيديو بشكل صحيح ، ثم انقر فوق الزر "التقاط" لتسجيل صور أولية أحادية اللون لمدة 30 ثانية (قد يكون التسجيل الأساسي أكثر أو أقل). استخدم الصور لحساب قيم Speckle Perfusion (انظر الصيغة (2) أدناه).
    ملاحظة: في هذه الدراسة ، تم استخدام إعداد تجريبي مطور خصيصا ، ولكن يمكن استخدام أي جهاز متاح تجاريا ينفذ طريقة LSCI لإجراء القياسات وفقا لهذا البروتوكول. يوصى بإجراء قياسات LSCI في غرفة مظلمة لتقليل تأثير الإضاءة الخارجية على النتائج التي تم الحصول عليها.

7. اختبار انسداد الأوعية الدموية وتقييم PORH

  1. أغلق صمام تنفيس المضخة المطاطية.
  2. بعد التقاط التروية الجلدية الأساسية (أثناء الراحة) ، قم بتضخيم الكفة الهوائية على طرف بسرعة إلى ضغط أكبر من ضغط الدم الانقباضي للحيوان (عادة 200-220 مم زئبق لانسداد تدفق الدم الشرياني والوريدي بشكل موثوق دون التسبب في إصابة الأطراف).
  3. استمر في تسجيل إشارة LSCI للجلد لمدة 180 ثانية (30-300 ثانية حسب أهداف الدراسة) لتأكيد انسداد الأوعية الدموية وبالتالي تحديد "الصفر البيولوجي" لتروية البقع.
  4. قم بتفريغ الكفة بسرعة بعد الوصول إلى وقت الانسداد المستهدف واستمر في تسجيل إشارة LSCI للجلد لمدة 180 ثانية أخرى (يمكن أن تكون أكثر أو أقل) لتسجيل ديناميكيات PORH.
  5. سجل شكل موجة الضغط الشرياني الغازي بالتزامن مع تقييم التروية الجلدية قبل وأثناء وبعد انسداد الأوعية الدموية. استخدم هذه البيانات لحساب MAP والتوصيل الوعائي الجلدي (انظر أدناه).
  6. الحصول على قيم Speckle Perfusion باستخدام خوارزمية مكتوبة في بيئة برمجية. تتمثل الخطوة الأولى في تحويل الصور أحادية اللون الأولية إلى صور تباين بقع. احسب متوسط تباين البقع باستخدام الصيغة ( 1):
    figure-protocol-1    (1)
    حيث الكثافة هي شدة كل بكسل في وقت معين.
    ملاحظة: يمكن أن يؤثر عدد الصور التي يتم حساب التباين عليها بشكل كبير على نتيجة المعالجة. في هذه الدراسة ، تم استخدام خوارزمية LSCI الزمنية التي يبلغ متوسطها أكثر من 90 صورة.
  7. قم بتحويل قيم تباين Speckle إلى قيم Speckle Perfusion باستخدام الصيغة (2):
    figure-protocol-2  (2)
  8. حدد منطقة مستطيلة تتضمن منطقة الاهتمام (رسغ ومشط القدم) لحساب متوسط قيم Speckle Perfusion (داخل هذه المنطقة المستطيلة). استخدم التطور الزمني (الرسم البياني) لتروية البقع التي تم الحصول عليها بواسطة مثل هذا الإجراء لمزيد من الحساب للمعلمات المدروسة.
  9. بناء على قيم نضح الجلد المقاسة ، احسب معلمات PORH الرئيسية ( الشكل 3).
  10. احسب التوصيل الوعائي الجلدي (CVC) باستخدام الصيغة (3):
    figure-protocol-3   (3)
    حيثبقية LSCI هي متوسط قيمة تروية بقع الجلد المسجلة في خط الأساس (وحدات تعسفية = AU) ؛ MAP هو متوسط الضغط الشرياني (mmHg) المسجل خلال نفس الفترة الزمنية.
  11. احسب ذروة التوصيل الوعائي الجلدي (CVCmax) باستخدام الصيغة (3) واستبدال القيم المناسبة لذروة احتقان الدم (LSCImax) و MAP.

8. الإجراءات التجريبية والقياسات المتكررة

  1. بعد تسجيل تروية الجلد ، PORH ، والمتغيرات الفسيولوجية الأخرى ذات الأهمية في خط الأساس ، قم بإجراء التدخل التجريبي وفقا لبروتوكول الدراسة المعتمد (على سبيل المثال ، نمذجة العملية المرضية و / أو إعطاء دواء نشط للأوعية).
  2. إعادة تقييم PORH والمتغيرات الفسيولوجية الأخرى في النقطة الزمنية التالية للدراسة بعد تطوير العملية المرضية المحاكاة أو تحقيق تأثير الدواء المعطى.

9. نهاية التجربة

  1. عند الانتهاء من التجربة الحادة ، قم بالقتل الرحيم للفئران عن طريق الحقن داخل الشرايين من 2٪ ليدوكائين (2 مل) تحت التخدير العام العميق (تيليتامين + زولازيبام وزيلازين). اعتمادا على القوانين والبروتوكولات المحلية ، استخدم طريقة بديلة للقتل الرحيم الإنساني للقوارض المختبرية التي تمت الموافقة عليها من قبل لجنة رعاية واستخدامها المؤسسية (IACUC).
    ملاحظة: من أجل إجراءات البقاء على قيد الحياة والتعافي المخطط له للحيوان من التخدير، يجب توفير الرعاية المناسبة والتقييم المنتظم لحالة، بما في ذلك الوقاية من انخفاض حرارة الجسم والتسكين الكافي بعد الجراحة (على سبيل المثال، كيتوبروفين 5-10 ملغ/كجم عضلي).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تطبيق الطريقة الموصوفة أعلاه لتقييم وظيفة الأوعية الدموية الدقيقة من قبلنا في سلسلة من التجارب مع نمذجة الصدمة النزفية (فقدان الدم بنسبة 35٪ من حجم الدم المحسوب) في ذكور فئران Wistar التي تزن 250-300 جم. في مجموعة المصابة بالنزيف (HS ، ن = 13) ، تم إجراء تقييم معلمات PORH مع المراقبة المتزامنة لضغط الدم الغازي بعد 30 دقيقة من الانتهاء من النزيف. في المجموعة الضابطة من التي يتم تشغيلها بواسطة الوسادة (الوسادة ، ن = 10) ، لم يتم إحداث نزيف ، ولكن تم إجراء نفس القياسات خلال فترة زمنية مما...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نصف هنا تقنية حديثة لتقييم دوران الأوعية الدقيقة الجلدية وتفاعل الأوعية الدموية في تجربة في الجسم الحي في القوارض. من أجل الاستخدام الناجح والموحد لهذه الطريقة في الدراسات الفسيولوجية والدوائية ، يجب مراعاة العديد من الاعتبارات الإضافية. في البروتوكول أعلاه ، يتم تخدير الفئران بمزيج من التيليتامين + الزولازيبام + الزيلازين ، والذي تمليه بشكل أساسي المعايير المحلية للعمل مع المختبر والوصول المحدود إلى البوبرينورفين والكيتامين وغيرها من المسكنات والتخدير عن طريق الحقن شائعة الاستخدام. بالن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى أصحاب البلاغ تضارب في المصالح للإعلان.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة العلوم الروسية في إطار المشروع 24-25-00310.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
إبرة غير رضحية مع نايلون خياطة جراحية ، 4C-0.5x16-4 / 0-NMedtekhnika ، روسياغير متاحأزرق. الطول 75 سم. USP 4/0 (MP1.5). لخياطة الجرح الجراحي
قسطرة لشريان السباتي للفئران بإبرة حقنة غير حادة 22 جمSciCat ، روسيا   ؛غير متاحPE-50 ، الطول 12 سم ، OD = 0.9 مم ، معرف = 0.6 مم. مع حلقة تثبيت واحدة
محول الضغط القابل للتصرف Deltranيوتا للمنتجات الطبية ، الولايات المتحدة   ؛6069كابل 12 بوصة
DiscofixC محبس 3 اتجاهات للعلاج بالتسريب والمراقبةب. براون، ألمانيا 16494 ج
الهيبارينBelmedpreparaty, بيلاروسيا  غير متاحهيبارين صوديوم 5000 وحدة دولية / مل ، أمبولات 5 مل
ليدوكائينفيلفارم ، روسياغير متاحمحلول للحقن 20 مجم / مل ، أمبولات 2 مل
الكفة الهوائية "الانقباض"Neurobotics, روسياغير متاحجزء من قياس ضغط الدم غير الجراحي للقوارض. ذيل من النوع 5-10 مم (الفئران)
كلوريد الصوديومفارماسينتيز ، روسيا   ؛غير متاحمحلول للتسريب 0,9٪ ، 250 مل
برنامج LabChart8  ADnstruments ، أسترالياغير متاحالإصدار 8.1.13
البرمجيات MATLAB شركة MathWorks Inc. ، الولايات المتحدةN / A  الإصدار R2019b
حقنة معقمة للاستخدام الفردي ، 1 مل ، 3 أجزاءمدينة هويان Hengchun المنتجات الطبية المحدودة ، الصينN / A  إبرة 27 جرام
حقنة معقمة للاستخدام الفردي ، 2 (2.5) مل ، 3 أجزاءVogt Medical Vertrieb GmbH ، ألمانيا1310524إبرة 23 جرام
خياطة الحرير - SPolytechmed ، روسيا   ؛غير متاحغير قابلة للامتصاص ، مضفرة ، مصنوعة من الحرير الطبيعي مع طلاء السيليكون ، أسود في الكاسيت. USP 4/0 (MP1.5). الطول 100 م. لربط السفن
زيلاInterchemie, هولنداN / A  زيلازين 20 مجم / مل ، 50 مل
زوليتيل 100فيرباك ، فرنسا   ؛N / A  تيليتامين هيدروكلورايد 50 مجم / مل ، زولازيبام هيدروكلورايد 50 مجم / مل ، 5 مل

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roustit, M., Cracowski, J. Non-invasive assessment of skin microvascular function in humans: an insight into methods. Microcirculation. 19 (1), 47-64 (2012).
  2. Duranteau, J., et al. The future of intensive care: the study of the microcirculation will help to guide our therapies. Crit Care. 27 (1), 190(2023).
  3. Basak, K., Manjunatha, M., Dutta, P. K. Review of laser speckle-based analysis in medical imaging. Med Biol Eng Comput. 50 (6), 547-558 (2012).
  4. Goldberg, J., et al. Intraoperative laser speckle contrast imaging to assess vessel flow in neurosurgery: a pilot study. Neurosurgery. 94, 983-992 (2024).
  5. Paramasivam, R., et al. Laser speckle contrast imaging for intraoperative assessment of intestinal microcirculation in normo- and hypovolemic circulation in a porcine model. Eur Surg Res. 65 (1), 1-8 (2023).
  6. Linkous, C., et al. Applications of laser speckle contrast imaging technology in dermatology. JID Innov. 3 (5), 100187(2023).
  7. Golubova, N., et al. Effect of thinned-skull cranial window on monitoring cerebral blood flow using laser speckle contrast imaging. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 31 (4), 1-8 (2025).
  8. Golubova, N., Potapova, E., Seryogina, E., Dremin, V. Time-frequency analysis of laser speckle contrast for transcranial assessment of cerebral blood flow. Biomed Signal Process Control. 85, 104969(2023).
  9. Escobar, S., et al. Evaluation of systemic endothelial-dependent and endothelial-independent microvascular reactivity in metabolically healthy obesity: an observational study. Microvasc Res. 148, 104553(2023).
  10. Shirazi, B. R., Valentine, R. J., Lang, J. A. Reproducibility and normalization of reactive hyperemia using laser speckle contrast imaging. PLoS One. 16 (1), e0244795(2021).
  11. Tew, G. A., Klonizakis, M., Crank, H., Briers, J. D., Hodges, G. J. Comparison of laser speckle contrast imaging with laser Doppler for assessing microvascular function. Microvasc Res. 82 (3), 326-332 (2011).
  12. Yuan, X., et al. A comparison of the cutaneous microvascular properties of the spontaneously hypertensive and the Wistar-Kyoto rats by spectral analysis of laser Doppler. Clin Exp Hypertens. 41 (4), 342-352 (2019).
  13. Dubensky, A., et al. Post-occlusive reactive hyperemia variables can be used to diagnose vascular dysfunction in hemorrhagic shock. Microvasc Res. 152, 104647(2024).
  14. Meglinski, I. V., Kal'chenko, V. V., Kuznetsov, Y. L., Kuznik, B. I., Tuchin, V. V. Towards the nature of biological zero in the dynamic light scattering diagnostic modalities. Dokl Phys. 58, 323-326 (2013).
  15. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. J Vis Exp. (95), e51881(2015).
  16. Henninger, N., Heimann, A., Kempski, O. Electrophysiology and neuronal integrity following systemic arterial hypotension in a rat model of unilateral carotid artery occlusion. Brain Res. 1163, 119-129 (2007).
  17. Souza-Silva, E., Ascenso, R., Tonussi, C. R., Da Silva-Santos, J. E. Detection of blood flow perfusion and post-occlusive reactive hyperemia in the skeletal muscle of rats. Life Sci. 278, 119571(2021).
  18. Roustit, M., Millet, C., Blaise, S., Dufournet, B., Cracowski, J. L. Excellent reproducibility of laser speckle contrast imaging to assess skin microvascular reactivity. Microvasc Res. 80 (3), 505-511 (2010).
  19. Nilsson, M., et al. Day-to-day variability in cutaneous microcirculation measured with multi-exposure laser speckle contrast imaging and multispectral imaging. Microvasc Res. 160, 104819(2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة