أجريت هذه الدراسة وفقا لمعايير تصنيف EULAR / ACR لعام 2019. تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل مستشفى شنتشن الشعبي (رقم موافقة لجنة الأخلاقيات LL-KY-2019514).
تحليل التوزيع العشوائي المندلي (MR)
مصادر بيانات GWAS
تم الحصول على بيانات الارتباط الجيني لمرض الذئبة الحمراء و 565 مستقلبا من قاعدة بيانات OpenGWAS (https://gwas.mrcieu.ac.uk/). يتم تلخيص مجموعات بيانات GWAS للمرض في الجدول 1 ، بينما يتم تفصيل المصادر وأحجام العينات لبيانات GWAS للمستقلب في الجدول 2. قدمت مجموعات البيانات هذه الأساس لتحليل التصوير بالرنين المغناطيسي لاستكشاف العلاقات السببية بين المستقلبات و SLE13،14،15،16.
اختيار المتغيرات الآلية
تم اختيار المتغيرات الجينية المرتبطة بمستقلبات الدم ومرض الذئبة الحمراء كمتغيرات مفيدة (IVs) لتحليل التصوير بالرنين المغناطيسي. تم اختيار IVs بناء على الافتراضات الأساسية الثلاثة ل MR: الملاءمة والاستقلالية وتقييد الاستبعاد17. على وجه التحديد ، تم اختيار تعدد أشكال النوكليوتيدات المفردة (SNPs) المرتبطة بالمستقلبات عند عتبة أهمية على مستوى الجينوم تبلغ P < 5 × 10-8 18. لضمان الاستقلال بين الوريدات ، تم إجراء تكتل عدم توازن الارتباط (LD) بحتبةr 2 < 0.001 ومسافة مادية قدرها 10,000 كيلوبايت باستخدام السكان الأوروبيين كلوحة مرجعية19. أدت هذه العملية إلى تقليل التكرار وضمنت أن كل IV يوفر معلومات فريدة لتحليل التصوير بالرنين المغناطيسي.
التحليلات الإحصائية
كان المنهج الإحصائي الأولي لتحليل التصوير بالرنين المغناطيسي هو طريقة التباين العكسي المرجح (IVW) ، والتي تجمع بين تأثيرات الوريدات المتعددة لتقدير التأثير السببي للمستقلبات على مرض الذئبة الحمراء20. لحساب تعدد الأشكال المحتمل ، أجريت تحليلات الحساسية باستخدام انحدار MR-Egger21. تم تقييم قوة كل IV باستخدام إحصائيات F ، مع الاحتفاظ فقط بتعدد الأشكال التي تظهر F > 10 لضمان قوة الأداةالقوية 22. تم استبعاد SNPs ذات إحصائيات F أقل لتجنب تحيز الأداة الضعيف. تم إجراء تحليلات التصوير بالرنين المغناطيسي النهائية فقط عندما لم يتم الكشف عن عدم تجانس أو تعدد الأشكال بشكل كبير ، مما يضمن موثوقية التقديرات السببية23.
تحليلات الحساسية
تم استخدام العديد من تحليلات الحساسية لتقييم متانة نتائج التصوير بالرنين المغناطيسي. تم تقييم عدم التجانس بين الوريدين باستخدام اختبار كوكران Q ، بينما تم تقييم تعدد الأشكال عبر انحدار MR-Egger24. بالإضافة إلى ذلك ، تم إجراء تحليل ترك واحد لتحديد ما إذا كانت نتائج MR قد تأثرت بشكل غير متناسب بأي SNP25 واحد. تم إنشاء قطع أراضي الغابات لتصور التأثيرات الفردية والمشتركة للوريد. ضمنت هذه التحليلات بشكل جماعي أن نتائج التصوير بالرنين المغناطيسي لم تكن متحيزة بسبب تأثيرات تعدد الاتجاهات أو تعدد الأشكال المتطرفة.
مصدر بيانات التمثيل الغذائي
تم اشتقاق بيانات التمثيل الغذائي المستخدمة في هذه الدراسة من دراسة نشرت سابقا من قبل مجموعتناالبحثية 10. في تلك الدراسة ، أجرينا تحليلات التمثيل الغذائي على عينات مصل الدم من 121 مريضا بمرض الذئبة الحمراء و 106 من الأفراد الأصحاء. تم إجراء تنميط التمثيل الغذائي غير المستهدف باستخدام كروماتوغرافيا سائلة فائقة الأداء مقترنة بقياس الطيف الكتلي (UHPLC-MS). تمت معالجة البيانات باستخدام سير عمل التمثيل الغذائي القياسي ، بما في ذلك اكتشاف الذروة والمحاذاة والتطبيع ، لتحديد المستقلبات المرتبطة بشكل كبير بمرض الذئبة الحمراء. ثم تمت الإشارة إلى هذه المستقلبات مع نتائج تحليل التصوير بالرنين المغناطيسي لتحديد المستقلبات المتداخلة. يمكن العثور على مزيد من المعلومات التفصيلية في المنشور السابق10. تم تعيين المستقلبات المرتبطة بشكل كبير في تحليل التمثيل الغذائي وتلك التي لها ارتباطات سببية كبيرة في تحليل التصوير بالرنين المغناطيسي إلى معرفات HMDB الخاصة بها باستخدام منصة MetaboAnalyst. ثم تم تحديد المستقلبات الشائعة عن طريق تقاطع مجموعتين من معرفات HMDB.
قياسات السيتوكين ومقايسة موت الخلايا المبرمج
تم تسجيل ما مجموعه 3 مرضى من مرض الذئبة الحمراء (الجدول 3) ، وفقا لمعايير تصنيف EULAR / ACR لعام 2019.
جمع عينات الدم المحيطية وعزل الخلايا الليمفاوية
تم جمع عينات الدم المحيطية (3-6 مل) من المشاركين باستخدام أنابيب مفرغة تحتوي على الهيبارين الصوديوم كمضاد للتخثر. تم عزل خلايا الدم المحيطية أحادية النواة (PBMCs) عن طريق الطرد المركزي المتدرج بكثافة Ficoll-Paque (400-800 × جم لمدة 20-30 دقيقة). تم غسل الخلايا المعزولة مرتين باستخدام محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS ، HyClone) عن طريق الطرد المركزي منخفض السرعة (250 × جم لمدة 10 دقائق) وأعيد تعليقها في وسط RPMI-1640 كامل مكمل ب 10٪ مصل أبقار الجنين. تم تعديل كثافة الخلية إلى 1 × 106 خلايا / مل ، كما تم التحقق منها بواسطة عداد الخلايا التلقائي. تم زرع معلق الخلية في ألواح الاستزراع واحتضانه مسبقا لمدة ساعتين عند 37 درجة مئوية في جو 5٪ من ثاني أكسيد الكربون2 لتعزيز الالتصاق. بعد ما قبل الحضانة ، تم جمع الخلايا غير الملتصقة في المادة الطافية المزرعة بعناية وإخضاعها لعزل الخلايا الليمفاوية. تم وضع نظام التعليق الذي تم جمعه برفق فوق Ficoll-Paque وتم طرده بالطرد المركزي مرة أخرى عند 400 × جم لمدة 20 دقيقة بدون فرامل. تم شفط طبقة الخلية أحادية النواة في واجهة البلازما وفيكول بعناية ، وغسلها مرتين بمحلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) ، وأعيد تعليقها في وسط RPMI-1640 يحتوي على 10٪ من مصل أبقار الجنين. تم تقييم صلاحية الخلية وتركيزها باستخدام عداد الخلايا الأوتوماتيكي ، وتم استخدام الخلايا الليمفاوية لاحقا للتطبيقات النهائية.
العلاج الخلوي والثقافة
تم تقسيم الخلايا إلى خمس مجموعات للعلاج: المجموعة الضابطة: عولجت بحجم متساو من DMSO. مجموعة معالجة الكوليسترول: تعامل بالكوليسترول بتركيز 1.5 مليمول / لتر. تم اختيار تركيز 1.5 مليمول / لتر من الكوليسترول الحر المستخدم في هذه الدراسة لمحاكاة بيئة مكروية غنية بالدهون تتجاوز المستويات الفسيولوجية. عادة ما يتراوح تعميم الكوليسترول الحر لدى الأفراد الأصحاء من 0.9-1.3 مليمول / لتر. كان الغرض من التركيز المرتفع قليلا المستخدم في هذه التجارب هو تقليد تراكم الدهون المرضي الذي قد يحدث في الأنسجة الملتهبة أو المضطربة أيضيا في مرض الذئبة الحمراء. مجموعات معالجة الستيراميد: تعامل بالستيياراميد بتركيزات 5 ميكرول/لتر و10 ميكرول/لتر. تم اختيار تركيزات الستيياراميد (5 و 10 ميكرول/لتر) بناء على تقرير سابق26 ، والذي أشار إلى أن مستويات الستيراميد في حدود 5-10 ميكرول/لتر قد تحاكي تراكم الدهون المرتفع في ظل الظروف المرضية. كان القصد هنا هو استكشاف التأثيرات المؤيدة لموت الخلايا المبرمج والمناعة للتعرض للدهون عالية التركيز على الخلايا الليمفاوية الذئبة الحمراء ، ومحاكاة الحالات الالتهابية أو غير المنظمة الأيضية. تم إذابة الكوليسترول والستيئاراميد أولا في DMSO لتحضير محاليل مخزون عالية التركيز ، والتي تم تخفيفها بعد ذلك في وسط الاستزراع لتحقيق التركيزات المستهدفة. لم يتجاوز التركيز النهائي ل DMSO في جميع المجموعات 0.1٪ (حجم / حجم). بعد إضافة المعالجات المعنية ، تم هز الألواح برفق لضمان التوزيع المتساوي واحتضانها لمدة 48 ساعة عند 37 درجة مئويةفي بيئة 5٪ من ثاني أكسيد الكربون.
مقايسة موت الخلايا المبرمج
بالنسبة لتجارب موت الخلايا المبرمج ، تم جمع 1 ×10 6 إلى 3 × 106 خلايا وغسلها مرتين باستخدام PBS المبردة مسبقا. تم إعداد مجموعة تحكم إيجابية عن طريق تعليق الخلايا في 500 ميكرولتر من محلول التحكم الإيجابي لموت الخلايا المبرمج المبرد مسبقا واحتضانها على الثلج لمدة 30 دقيقة ، متبوعا بغسل آخر من PBS. عولجت المجموعات التجريبية كما هو موضح في القسم 1.7 ، مع معالجات الكوليسترول (1.5 مليمول / لتر) والستيراميد. بعد المعالجة ، تم جمع 1-10 × 105 خلايا (بما في ذلك تلك الموجودة في الطافق المزرعة) وتعليقها في 500 ميكرولتر من 1× Binding Buffer (تم تحضيرها عن طريق تخفيف محلول مخزون 5× بالماء المقطر المزدوج). تم خلط كل عينة بعدد متساو من الخلايا الحية غير المعالجة ، وتم تعديل الحجم إلى 1.5 مل مع 1× Binding Buffer المبرد مسبقا. ثم تم تقسيم التعليق إلى ثلاثة أنابيب: واحد للتحكم الفارغ واثنان للتعويض عن البقعة المفردة (الملحق V-FITC و PI). تمت إضافة 5 ميكرولتر من Annexin V-FITC و 10 ميكرولتر من محلول تلطيخ PI لكل أنبوب تجريبي ، متبوعا بالدوامة والحضانة في درجة حرارة الغرفة في الظلام لمدة 5 دقائق. تم إجراء قياس التدفق الخلوي باستخدام ليزر الإثارة 488 نانومتر للكشف عن Annexin V-FITC (الانبعاث عند 530 نانومتر) و PI (الانبعاث عند 615 نانومتر). تم استخدام أنبوب التحكم الفارغ لضبط التشتت الأمامي (FSC) ، والتشتت الجانبي (SSC) ، وفولتية قناة التألق ، بينما تم استخدام الأنابيب أحادية البقعة لتعويض التألق. تم تحليل موت الخلايا المبرمج باستخدام مخططات تشتت مزدوجة المعلمات لتقييم نسبة الخلايا المبرمج27،28.
كشف العوامل المناعية
بعد الحضانة لمدة 48 ساعة ، تم طرد معلقات الخلايا (250 × جم لمدة 5 دقائق) لجمع المواد الطافية المزرعة ، والتي تم تخزينها عند -80 درجة مئوية حتى التحليل. تم إجراء القياس الكمي للسيتوكين باستخدام لوحة الاستجابة المناعية الأساسية البشرية التجارية ، باتباع تعليمات الشركة المصنعة مع تحسينات للأداة. باختصار ، تمت إضافة 25 ميكرولتر من مخزن الفحص و 25 ميكرولتر من المعايير (تتراوح من 2.4 إلى 10,000 بيكوغرام / مل) أو عينات إلى كل بئر من صفيحة دقيقة. تم دوامة خليط الخرزة لمدة 30 ثانية وإضافته إلى الآبار ، ليصل حجم التفاعل الإجمالي إلى 75 ميكرولتر. تم تحضين اللوحة بالاهتزاز (800 دورة في الدقيقة) في درجة حرارة الغرفة لمدة ساعتين في الظلام. بعد غسلتين آليتين (1× مخزن مؤقت للغسيل ، 250 × جم لمدة 5 دقائق) ، تمت إضافة 25 ميكرولتر من الجسم المضاد للكشف عن البيوتينيل إلى كل بئر واحتضانته لمدة ساعة واحدة. بعد ذلك ، تمت إضافة 25 ميكرولتر من الستربتافيدين فيكواريثرين (SA-PE) لمدة 30 دقيقة لتضخيم الإشارة.
تم الحصول على البيانات باستخدام مقياس التدفق الخلوي المزود بليزر إثارة 488 نانومتر ومرشح 575/26 نانومتر للكشف عن PE. قبل كل تجربة ، تم استخدام حبات المعايرة لتحسين الفولتية الأنبوبية الضوئية والتعويض الطيفي. تم تحليل البيانات باستخدام برنامج LEGENDplex v8.0 ، مع تحديد تركيزات السيتوكين من خلال تركيب منحنى لوجستي من خمس معلمات (5PL). تراوحت حدود الكشف لكل سيتوكين من 0.68 بيكوغرام / مل إلى 1.97 بيكوغرام / مل ، وأجريت التجارب بشكل مكرر لضمان الدقة (معامل التباين بين الآبار <10٪). تم التعبير عن النتائج كمتوسط ±± انحراف معياري ، وتم تقييم الاختلافات الإحصائية بين المجموعات باستخدام ANOVA أحادي الاتجاه متبوعا باختبار Tukey اللاحق في برنامج تحليل إحصائي مناسب. تم اختيار فترة الحضانة البالغة 48 ساعة بناء على التغيرات الديناميكية في إفراز السيتوكين لالتقاط الاستجابة المناعية بشكل شامل. ضمنت معايرة الأدوات اليومية والتحكم في تركيز DMSO (≤0.1٪) موثوقية النتائج وقابليتها للتكرار29،30،31.