مقالة منهجية

طريقة مكررة لتوصيل بليوميسين داخل القصبة الهوائية لنماذج الفئران القابلة للتكاثر وقليلة التوغل للتليف الرئوي

DOI:

10.3791/69131

⸱

يناير 16, 2026

 ,  , 
1State Key Laboratory of Common Mechanism Research for Major Diseases, Department of Biochemistry and Molecular Biology, Institute of Basic Medical Sciences, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا، نقدم بروتوكولا لنمذجة التليف الرئوي في الفئران باستخدام البليوميسين المنبعث من الرذاذ عبر القصبة الهوائية. تتيح هذه الطريقة المحسنة الولادة بشكل منتظم وكمي ودقيق دون شق جراحي، مما يعزز قابلية تكرار وموثوقية التليف الناتج عن البليومايسين.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتميز التليف الرئوي بترسيب تدريجي للأنسجة الندبية الليفية داخل نسيج النسيج الداخلي للرئة، مما يؤدي إلى ضعف شديد في تبادل الغازات. تكمن وراء طيف من أمراض الرئة الخلالية المزمنة، لا سيما التليف الرئوي مجهول السبب، وهي حالة مرتبطة بتوقعات سيئة للغاية. نظرا لنقص العلاجات الفعالة، تعد نماذج الفئران القوية ضرورية لتوضيح الآليات المرضية الأساسية وتقييم تدخلات مضادة للتليف الجديدة. يظل التليف الرئوي الناتج عن البليومايسين هو النموذج التجريبي الأكثر استخداما. تشمل طرق الإعطاء الشائعة في الفئران الحقن الوريدي وداخل الصفاق، وغرس القصبة الهوائية المفتوح الغازي، والتنقيط غير الجراحي في القصبة الهوائية. ومع ذلك، غالبا ما تسبب الطرق الجراحية الغازية إصابات نسيجية ثانوية، مما قد يؤثر على قابلية تكرار النماذج واستقرارها. وعلى العكس، يؤدي التنقيط غير الجراحي في القصبة الهوائية عادة إلى توزيع غير متساو للبليوميسين عبر فص الرئة ويشكل خطر الاختناق، مما يقلل من قابلية التكرار ويزيد من التحديات التقنية. لمعالجة هذه القيود، تم تطوير طريقة مكررة لتوصيل داخل القصبة الهوائية تعتمد على الهباء الجوي وهي أبسط تشغيليا، وأقل توغلا، وقابلة للتكرار عالية، ومتفوقة أخلاقيا من خلال تقليل ضيق بشكل كبير. باستخدام منظار حنجري حيواني صغير لرؤية حلق الريما المزهر مباشرة، يتم إدخال إبرة متخصصة في القصبة الهوائية، وهي أضيق بكثير من قطر القصبة الهوائية للفأر. يتم توصيل محلول البليوميسين تحت ضغط دقيق ومضبوط، مما يولد رذاذا ناعما. وهذا يضمن توزيعا موحدا وفعالا للعامل في جميع أنحاء نسيج الرئة. علاوة على ذلك، يمكن استهداف الرئة اليسرى أو اليمنى بشكل انتقائي عن طريق توجيه الإبرة إلى القصبة الهوائية المناسبة. يتميز هذا النموذج المحسن بعلاقة الجرعة-الاستجابة بشكل واسع من خلال مراقبة منهجية للتغيرات في وظيفة الرئة، والمظاهر النسيجية، ومحتوى هيدروكسي برولين الرئة. من المتوقع أن يسهل هذا البروتوكول التجريبي المحسن توحيد التوحيد في المختبرات، مما يسرع في النهاية تطوير والتحقق قبل السريري للعلاجات المضادة للتليف الجديدة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

التليف الرئوي (PF) هو مجموعة من الأمراض القاتلة التي تتميز بتلف التليج الرئوي المجهول السبب (IPF) بنسبة 30٪-40٪، مع متوسط عمر تشخيص المرضى 65 عاما، وأكثر من 80٪ منهم تزيد أعمارهم عن 60 عاما ويزيدعمرهم عن 60 عاما. 2. مع تصاعد الشيخوخة العالمية، يزداد معدل الإصابة بالتهاب الجلد الداخلي العام عاما بعد عام، حيث يبلغ معدل الإصابة العالمي بين 3-9 من 100,000 سنويا، ووفقا لدراسة أجريت في الولايات المتحدة الأمريكية بين الأشخاص الذين تزيد أعمارهم عن 65 عاما، ارتفع معدل الإصابة في هذه المجموعة إلى 93.7 لكل 100,000 في السنة 3,4.

أول نموذج تم تطويره تاريخيا للتليف الرئوي كان النموذج المحفز بالبليومايسين، والذي يستخدم غالبا في الأوساط الأكاديمية، مع أفضل توصيف وأكثر نموذج حيواني استخداما حاليا5، حيث يلخص العديد من خصائص IPF وأنواع ILD الليفية الأخرى، بما في ذلك التهاب الرئة، وإصابة الظهارة، وتكاثر الأرومات الليفية، والترسيب المفرط في المصفوفة خارج الخلايا (ECM)6. بالإضافة إلى ذلك، يمكن نمذجة كل من التليف الرئوي الحاد والمزمن اعتمادا على جرعة وتكرار إعطاء البليومايسين. تم الإبلاغ عن أن الرئتين تدخل مرحلة التهابية حادة خلال 5-7 أيام من التعرض للبليومايسين، تليها مرحلة ليفية تبدأ حوالي اليوم السابع. بحلول اليوم 21، يلاحظ عادة إعادة تشكيل ليفية واضحة، مما يسمح للنموذج بإعادة تلخيص كل من الاستجابة الالتهابية المبكرة والمرض الليفي في المرحلة المتأخرة بطريقة زمنية محددة7 (الشكل 1A). يتيح ذلك دراسة العملية المرضية كاملة من الإصابة الأولية إلى المرحلة الليفية، وهو أمر مهم جدا لتطوير الأدوية ودراسات الآليات في جميع المراحل8،9.

مسارات نمذجة البليومايسين متنوعة ويمكن أن توصل محليا أو جهازيا، بما في ذلك الطرق الداخلية، الأنفية، الوريدية، وداخل الصفاق. الأكثر استخداما هو حقن القصبة الهوائية. العيب هو أنه يخلق شقوقا في الفئران، مما يؤثر على معدل بقاء الفئران النموذجية10. تم إجراء تحسينات لاحقا للسماح باستخدام إبرة ساكنة للتنبيب في القصبة الهوائية وحقن التنقيط في الفئران11. ومع ذلك، يمكن توزيع الدواء الذي تدفعه المحقنة فقط في الرئتين ككتلة رسمية، مما قد يؤدي إلى توزيع غير متساو للبليوميسين في كل فص رئة، مما يؤدي إلى زيادة الكثافة المحلية وتأثير استقرار نموذج الفأر. بالإضافة إلى ذلك، تم استخدام خراطيش النيبومايك الحجرة لتوصيل البليوميسين، لكن كمية رذاذ البلومايسين المستنشق في كل فأر لا يمكن قياسها بدقة، ومدة الحث الواحد طويلة12. لذلك، تم تطوير طريقة مكررة تعتمد على الرذاذ الهوائي لتوصيل البليوميسين داخل القصبة الهوائية لنماذج الفئران القابلة للتكرار وقليلة التوغل للتليف الرئوي. يتحول البليوميسين إلى رذاذ، مما يتيح انتشارا وترسبا منتظما في الرئتين، وبالتالي يعكس بشكل أفضل أمراض أمراض الرئة. يأمل أن يسرع ظهور هذه الطريقة الأبحاث في الأدوية التي يمكنها علاج التليف الرئوي بشكل كامل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إجراء جميع إجراءات وفقا لإرشادات مؤسسية معتمدة من لجنة رعاية واستخدام المؤسسية (IACUC). تم تنفيذ تدابير مناسبة لرعاية طوال فترة التجربة. تم اختيار الفئران الذكور C57BL/6 تتراوح أعمارهم بين 6-8 أسابيع، ووزنه حوالي 25 جراما، للتجربة. يسرد جدول المواد جميع والكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة ومصادرها التجارية.

1. اختيار وتكييفه

  1. ضع جميع الفئران في ظروف خالية من الممرضات مع دورة ضوء/ظلام لمدة 12 ساعة وإمكانية الوصول إلى الطعام والماء بشكل مرضي .
  2. تعود الفئران على المنشأة لمدة 5-7 أيام قبل بدء النموذج القائم على الهباء الجوي.

2. تحضير محلول البليوميسين

تحذير: البليوميسين هو عامل مضاد للأورام سام للخلايا. قم بجميع الخطوات في خزانة سلامة حيوية معتمدة وارتداء معدات الحماية الشخصية المناسبة.

  1. باستخدام حقنة معقمة بسعة 1 مل، اسحب 3 مل من كلوريد الصوديوم المعقم 0.9٪ وحقنها في قارورة تحتوي على 15 وحدة من هيدروكلوريد بلومايسين.
  2. حرك القارورة بلطف حتى يذوب المسحوق بالكامل للحصول على محلول مخزون بسعة 5 U/m.
  3. أليكوت المحلول الأصلي في أنابيب طرد مركزية دقيقة معقمة بسعة 1.5 مل. تحضير محاليل عملية بسعة 3.75 يورو/مل و2.5 يوروب/مل عن طريق تخفيفها بمحلول ملحي معقم.
    ملاحظة: بالنسبة لفأر يزن 25 جرام، تتوافق هذه التركيزات مع جرعات 7.5 يو/كجم و5 يو/كجم على التوالي. عدل التركيزات إذا كانت أوزان الفأرة تختلف.
  4. تخزين المحاليل العاملة عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى أسبوع أو عند -80 درجة مئوية لمدة تصل إلى شهر واحد. قم بإذابة الطعم ورفعها إلى درجة حرارة الغرفة قبل الاستخدام.

3. توصيل البليوميسين داخل القصبة الهوائية المعتمد على الرذاذ

  1. التحضير للتخدير وإعطاؤه
    1. تحضير محلول التخدير العامل عن طريق إذابة 0.1 جرام من مسحوق بنتوباربيتال الصوديوم في 10 مل من محلول ملحي فسيولوجي معقم. المرشح باستخدام فلتر غشاء PES بحجم 0.22 ميكرومتر. تخزين المحلول عند 4 درجات مئوية في بيئة محمية من الضوء واستخدمها خلال 3 أيام من التحضير.
    2. أعط محلول الصوديوم بنتوباربيتال عبر الحقن داخل الصفاق باستخدام حقنة بسعة 1 مل مع إبرة قياس 26 بجرعة 60 ملغ/كجم من وزن الجسم. إذا كان عمق أو مدة التخدير غير كاف، قم بتعديل الجرعة بناء على استجابة تحت إشراف الطبيب البيطري المعالج.
    3. قيم عمق التخدير بعد عدة دقائق من الحقن عن طريق قرص إصبع القدم بقوة وتأكيد غياب رد فعل الانسحاب قبل المضي قدما في الإجراءات التالية.
  2. تحضير جهاز توصيل الهباء الجوي
    1. جهز جهاز توصيل الهباء الجوي، مع التأكد من أن إبرة السحاب، وحقنة النفخ، وعمود الجرعات كلها موجودة ومعقمة (الشكل 1B).
    2. اغمر حقنة توصيل الهباء الجوي في محلول ملحي معقم. استنشق السائل ببطء وتوقف لمدة 8 ثوان. طرد السائل بسرعة. كرر ذلك ثلاث مرات لملء النظام وتنظيفه.
    3. أعد تعبئة الحقنة بالمحلول الملحي بعد الطرد النهائي. قم بتثبيت إبرة الرذاذ، مع التأكد من أن الوصلة ممتلئة بالمحلول الملحي.
    4. اغمر الإبرة المجمعة في محلول ملحي وكرر دورة التنفس والتوقف والطرد ثلاث مرات أخرى للقضاء على فقاعات الهواء.
      ملاحظة: لتأكيد الجاهزية، قم بإخراج محلول ملحي على خلفية داكنة. تأكد من أن المحلول الملحي المطرد بسرعة يشكل ضبابا على شكل مروحة على خلفية داكنة.
  3. إجراء توصيل الهباء الجوي داخل القصبة الهوائية
    1. قم بتهيئة إبرة الرذاذ باستخدام محلول بليوميسين العامل عن طريق استنشاقها وطردها ثلاث مرات مع توقف لمدة 8 ثوان.
    2. أدخل عمود جرعة بسعة 25 ميكرولتر فوق عمود 50 ميكرولتر لمعايرة الحجم. استنشق الحجم المطلوب (50 ميكرولتر). طرد أي سائل زائد.
      ملاحظة: يضمن هذا التكوين الجرعي توصيل متسق من خلال تقليل الخطأ البشري.
    3. ضع الفأر المخدر على منصة التنبب، مع تعليق القواطع العلوية وتثبيت الأطراف للتثبيت (الشكل 1C).
      ملاحظة: أكد حركات الصدر الإيقاعية. إذا بدا نشطا، أعط جرعة تخدير إضافية.
    4. استخدم ملقط منحني لسحب اللسان برفق. أدخل منظار الحنجرة الحيواني الصغير لكشف الحنجرة (الشكل 1D).
    5. أدخل إبرة الرذاذ عموديا عبر الحلق. توصيل رذاذ البليوميسين بسرعة (الشكل 1E).
      ملاحظة: وجه طرف الإبرة نحو الرئة المطلوبة للولادة المستهدفة. تجنب الإدخال بعمق شديد لمنع الصدمة. يجب وضع طرف إبرة جهاز التنشيح بالقرب من نقطة التفرع (التفرع الأول) في القصبة الهوائية للفأر دون لمسها لتحقيق أفضل تأثير نمذجة. إذا تم إدخال الطرف فقط في منتصف القصبة الهوائية، فقد يصطدم الهباء الجوي بجدار القصبة الهوائية فقط، مكونا قطرات كبيرة يتم سعالها أو ابتلاعها. إذا كان الطرف قريبا جدا من انقسام القصبة الهوائية، فهناك خطر تلف القصبة الهوائية.

4. التعافي بعد الإجراء

  1. ضع الفأرة على وسادة تدفئة للحفاظ على درجة حرارة الجسم. راقب الفأر باستمرار حتى يتعافى من التخدير (عادة من ساعة إلى ساعتين).
  2. قم بقرص إصبع القدم للتحقق من ردود الفعل والتأكد من أن الفأرة على قيد الحياة.
  3. قم بإجراء مراقبة سريرية يومية لمدة 21 يوما، تشمل وزن الجسم، ومستوى النشاط، والعناية البدنية، وعلامات التنفس.
  4. قتل عند استيفاء أي من المعايير التالية: (1) >فقدان 20٪ من وزن الجسم مقارنة بالمعدل الأساسي قبل العلاج، أو فقدان ≥15٪ مصحوبا بعلامات سريرية أخرى للضيق؛ (2) ضيق تنفسي شديد مستمر أثناء الراحة (تنفس متقطع أو بطني، تسارع تنفس أو بطء تنفس ملحوظ، تمدد أنفي، أو تنفس بفم مفتوح)، مع أو بدون الزرقاء في الأطراف؛ (3) عدم القدرة على الحصول على الطعام أو الماء، أو خمول ملحوظ، أو مظهر محتضر (عدم استجابة للتعامل و/أو فقدان رد فعل التصحيح)؛ أو (4) جفاف شديد، انخفاض حرارة الجسم، أو علامات أخرى على تدهور لا رجعة فيه كما يحكم عليه الطبيب البيطري المعالج. عند الوصول إلى هذه النقاط الإنسانية، قم بإعدام بجرعة زائدة من الصوديوم بنتوباربيتال (≥150 ملغ/كغ، i.p.)، تليها طريقة فيزيائية ثانوية (مثل خلع عنق الرحم)، لضمان الموت وتقليل الألم والضيق.

5. قياس وظائف الرئة النهائية وجمع الأنسجة

  1. في اليوم 21، قم بتخدير الفأر بمحلول تخدير 90 ملغ/كغ من نفس محلول التخدير لتحفيز تخدير عميق وتثبيط التنفس.
  2. أكد التخدير الكامل عن طريق قرص إصبع القدم. كشف القصبة الهوائية عن طريق قطع الجلد وفصل العضلات.
  3. قم بعمل شق صغير مشطوف في القصبة الهوائية وأدخل إبرة التنبب. ثبته بربط جراحي.
  4. انقل الفأرة إلى جهاز التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرة الذي يتحكم به الحاسوب. ابدأ التهوية الميكانيكية وتأكد من عدم التنفس التلقائي. استخدم نظام التنفس الصناعي لقياس معلمات وظيفة الرئة.
  5. قم بعمل تروية في البطين الأيمن باستخدام 5-10 مل من محلول ملحي معقم حتى تبدو الرئتان مبتلاتين.
  6. قم بتشريح الرئة بالكامل. ثبت الرئة اليسرى في فورمالين محايد لمدة 24 ساعة.
  7. قم بإدخال نسيج الرئة الثابت في البارافين، وقطعه، وإجراء تلوين H&E، وتلوين ثلاثي الألوان الخاص بماسون، والتلوين الكيميائي المناعي لعلاج COL1A1 و α-SMA.
  8. ضع الرئة اليمنى في أنبوب تجانس بحجم 2 مل مع خرز. أضف الماء وفقا لبروتوكول مجموعة الهيدروكسي برولين. قم بتوحيد الاختبار وتابع الاختبار.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في هذه الدراسة، اقترحنا طريقة توصيل عبر الشعب الهوائية لتحفيز التليف الرئوي في الفئران باستخدام البليومايسين. في التجارب الأولية، تم تحويل صبغة خضراء إلى رئة فئران مختلفة. أظهرت الصبغة نمط توزيع متبقع في جميع أنحاء الرئتين، مما يشير إلى أن الإعطاء الهوائي داخل الشعب الهوائية سمح بتشتت منتظم للعامل عبر جميع فص الرئة (الشكل 1F). تم إجراء توصيل الحبر الأخضر الموضح في الشكل 1F باستخدام نفس الإجراء المستخدم في إعطاء البليوميسين اللاح...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اقترحت هذه الدراسة نموذج استنساخ القصبة الهوائية غير الجراحي المحسن لعلاج التليف الرئوي الناتج عن البليومايسين في الفئران. تم استخدام منظار حنجرة حيواني صغير لتحديد موقع الحنجرة، وتم إدخال إبرة رذاذ صغيرة في مجرى الهواء للفأر. تم تطبيق ضغط يدوي لإدخال الدواء إلى الرئتين، مما قلل من الانزعاج والاختناق المرتبطين بإبرة الاحتجاز المستخدمة في الحقن غير الجراحي13،14. بالإضافة إلى ذلك، يمكن توزيع هذه الهباء الجوي بشكل موحد في نمط منقط ع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لا يوجد تضارب مصالح لدى المؤلفين.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذه الدراسة من قبل مشروع دعم الصناديق الخاصة لإصلاح التعليم والتدريس في الجامعة المركزية لعام 2024 (عنوان المشروع: OSF-الجهاز التنفسي؛ المشروع رقم 2024bkjg036)، وصندوق الابتكار في العلوم الطبية الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية (2021-I2M-1-014)، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81570077). لم يكن للرعاة أي دور في تصميم الدراسة، أو جمع البيانات وتحليلها، أو قرار النشر، أو إعداد المخطوطات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.22 μ m مرشح حقن البولي إيثير سلفونالسيتوسكيCSTPE3320
حقنة ذات مرة واحدة بسعة 1 ملBD300481
أنبوب طرد مركزي دقيق بسعة 1.5 ملسيرفيسبيوEP-150-M
أنبوب تحليل معزز بقطر 2.0 ملسيرفيسبيوHT-200-M
4 & deg; ثلاجة مختبر CمييلينغBCD-402WPCX
أنبوب طرد مركزي مخروطي بقطر 50 ملسيرفيسبيوEP-5001-J
-80 & درجة؛ مجمد درجة حرارة منخفضة جداهاير الطبية الحيويةDW-86L828J
الإيثانول المطلقشركة سينوفارم للكاشف الكيميائي المحدودة100092683
محلول التمايز الحمضيسيرفيسبيوG1039
بخاخ دقيق للرذاذ الصغير للحيوانات الصغيرةشركة شنغهاي يويان إنسترومنتس المحدودةيان-30012
مجموعة الأدوات الجراحية الأساسيةشركة شنغهاي يويان إنسترومنتس المحدودةYAN-21A3
محلول هيدروكلوريد البليوميسينشركة هانهوي للأدوية المحدودةH20055883
كاشف البلوينغسيرفيسبيوG1040
جهاز تنفس ميكانيكي للحيوانات الصغيرة للرئة بتحكم حاسوبشركة EMKA Biotech بكين المحدودةFX-2
شريط العزل الكهربائي3M1500
محلول تلوين إيوسين Yشركة تشوهاي باسو للتكنولوجيا الحيوية المحدودةBA4022
حبر العلامات الأخضرالحلقة التجريبيةشيكو-رين
محلول تلوين الهيماتوكسيلينسيرفيسبيوG1004
مجموعة اختبار قياس كمية الهيدروكسي برولينأبكامAB222941
غطاء التدفق الطبقيHDLDL-CJ-1N
منظار الحنجرة لإجراءات الحيوانات الصغيرةشركة شنزين بيلياد لتقنية الأحياء المحدودةDXSHJ0
المجهر الضوئينيكونE100
محلول إزالة الشمع منخفض السميةسيرفيسبيوG1128
مجموعة التلوين ثلاثية الألوان الخاصة بماسونشركة تشوهاي باسو للتكنولوجيا الحيوية المحدودةBA4079B
قارئ الميكروبليت مع كشف الامتصاصأجيلينتالتآزر H1
الفورمالين المحايد المخزنسيرفيسبيوG1101-3ML
وسط تثبيت محايدشركة سينوفارم للكاشف الكيميائي المحدودة10004160
الأجسام المضادة المضادة لمضاد COL1A1 أحادي النسيلة في الأرنب المؤتلف.هوابيوHA722517
الطرد المركزي المبردإبندورف5424R
مياه خالية من RNaseجنرال بيولTYJC002
منصة التنبيب في القصبة الهوائية الصغيرةشركة شنغهاي يويان إنسترومنتس المحدودةCG-02M
محلول كلوريد الصوديوم المعقم بنسبة 0.9٪شركة الصين أوتسوكا للأدوية المحدودةH12020024
متجانس الأنسجةسيرفيسبيوKZ-III
زيلينشركة سينوفارم للكاشف الكيميائي المحدودة10023418
خرز طحن الزركونياسيرفيسبيوG0203

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Morgan, J. E., Barkman, H. W., Waring, N. P. Idiopathic pulmonary fibrosis. Semin Respir Med. 5 (3), 255-263 (1984).
  2. Jo, H. E., Randhawa, S., Corte, T. J., Moodley, Y. Idiopathic pulmonary fibrosis and the elderly: diagnosis and management considerations. Drugs Aging. 33 (5), 321-334 (2016).
  3. Raghu, G., et al. Idiopathic pulmonary fibrosis in US Medicare beneficiaries aged 65 years and older: incidence, prevalence, and survival, 2001-11. Lancet Respir Med. 2 (7), 566-572 (2014).
  4. Hutchinson, J., Fogarty, A., Hubbard, R., McKeever, T. Global incidence and mortality of idiopathic pulmonary fibrosis: a systematic review. Eur Respir J. 46 (3), 795-806 (2015).
  5. Williamson, J. D., Sadofsky, L. R., Hart, S. P. The pathogenesis of bleomycin-induced lung injury in animals and its applicability to human idiopathic pulmonary fibrosis. Exp Lung Res. 41 (2), 57-73 (2015).
  6. Horowitz, J. C., Thannickal, V. J. Epithelial-mesenchymal interactions in pulmonary fibrosis. Semin Respir Crit Care Med. 27 (6), 600-612 (2006).
  7. Izbicki, G., Segel, M. J., Christensen, T. G., Conner, M. W., Breuer, R. Time course of bleomycin-induced lung fibrosis. Int J Exp Pathol. 83 (3), 111-119 (2002).
  8. Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis. Int J Biochem Cell Biol. 40 (3), 362-382 (2008).
  9. Peng, R., et al. Bleomycin induces molecular changes directly relevant to idiopathic pulmonary fibrosis: a model for "active" disease. PLoS One. 8 (4), e59348(2013).
  10. Gul, A., et al. Pulmonary fibrosis model of mice induced by different administration methods of bleomycin. BMC Pulm Med. 23 (1), 91(2023).
  11. Barbayianni, I., Ninou, I., Tzouvelekis, A., Aidinis, V. Bleomycin revisited: A direct comparison of the intratracheal micro-spraying and the oropharyngeal aspiration routes of bleomycin administration in mice. Front. Med. (Lausanne). 5, 269(2018).
  12. Song, D., et al. A mouse model of pulmonary fibrosis induced by nasal bleomycin nebulization. J. Vis. Exp. (191), e64097(2023).
  13. Li, W., Hu, Y., Yuan, W., Li, L., Huang, W. Comparison of two mouse models of lung fibrosis induced by intratracheal instillation and intratracheal aerosol administration of bleomycin. Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao. 32 (2), 221-225 (2012).
  14. Meng, J., Peng, Z., Tao, L. Murine pulmonary fibrosis model induced by repeated low-dose intravenous injection and intratracheal instillation of bleomycin. Zhong Nan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 38 (12), 1228-1232 (2013).
  15. Kadam, A. H., Schnitzer, J. E. Highly calibrated relationship between bleomycin concentrations and facets of the active phase fibrosis in classical mouse bleomycin model. Int J Mol Sci. 25 (22), (2024).
  16. Orlando, F., et al. Induction of mouse lung injury by endotracheal injection of bleomycin. J Vis Exp. (146), e58922(2019).
  17. Morita, S., et al. Establishment of a stem cell administration imaging method in bleomycin-induced pulmonary fibrosis mouse models. Sci Rep. 14 (1), 18905(2024).
  18. Olsson, I. A., Hansen, A. K., Sandoe, P. Ethics and refinement in animal research. Science. 317 (5845), 1680(2007).
  19. Jenkins, R. G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  20. Degryse, A. L., et al. Repetitive intratracheal bleomycin models several features of idiopathic pulmonary fibrosis. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 299 (4), L442-L452 (2010).
  21. Li, Q., et al. Cellular and molecular mechanisms of fibrosis and resolution in bleomycin-induced pulmonary fibrosis mouse model revealed by spatial transcriptome analysis. Heliyon. 9 (12), e22461(2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة