تم إيواء ثلاثين فأرا ذكرا من نوع C57BL/6J، تتراوح أعمارهم بين 7-8 أسابيع ووزنهم بين 18-22 جرام (انظر جدول المواد)، في منشأة حماية من الشمس في مركز تقييم الأدوية الجديد التابع لمعهد أبحاث الأدوية في خبي ييلينغ. تم الحفاظ على درجة الحرارة المحيطة بين 20-26 درجة مئوية مع رطوبة نسبية تتراوح بين 40٪-70٪، وذلك ضمن دورة ضوء/ظلام تتراوح بين 12/12 ساعة. كان لدى الفئران إمكانية الوصول بحرية إلى طعام القوارض المختبري القياسي والمياه النظيفة. بعد فترة تأقلم مدتها أسبوع واحد، تم توزيع الفئران عشوائيا إلى ثلاث مجموعات (n = 10): مجموعة الضابطة الطبيعية (Con)، مجموعة نموذج نقص الأكسجين المزمن (CH)، ومجموعة علاج نقص الأكسجة المزمن مع العلاج بالإبر الكهربائية (CH+EA). تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية من قبل لجنة أخلاقيات أبحاث الحيوانات في معهد أبحاث الأدوية في خبي ييلينغ (رقم الموافقة: TTN-2025001) وتمت إدارتها بدقة وفقا للإرشادات الخاصة برعاية واستخدام الحيوانات المختبرية.
تأسيس نموذج فأر مزمن بسبب نقص الأكسجين (الشكل 1)
تم تأسيس نموذج نقص الأكسجة المزمن للفئران بناء على طريقة موصوفة سابقا معتعديلات 17. تم استخدام نظام تحكم وتوصيل الغاز الآلي لتوليد والحفاظ على بيئة منخفضة الأكسجين. تمت برمجة هذا النظام لتنظيم صمامات الملف اللولبي بدقة التي تخلط الأكسجين النقي والنيتروجين بنسبة محددة، مما ينقل الخليط إلى غرفة نقص الأكسجين مصنوعة خصيصا من الفولاذ المقاوم للصدأ. مكن هذا الإعداد من التحكم الدقيق في توقيت وتركيز توصيل الغاز. تم مراقبة تركيز الأكسجين داخل الحجرة باستمرار باستخدام محلل أكسجين رقمي وتم الحفاظ عليه عند 10.0٪ ± 0.5٪ عبر آلية تغذية راجعة تعدل معدل تدفق الغاز وفقا لذلك. تم وضع الفئران في مجموعتي CH+ EA معا في غرفة نقص الأكسجين وتعرضت لظروف نقص الأكسجين لمدة 8 ساعات يوميا (من 9:00 صباحا حتى 5:00 مساء)، وبعدها أعيدت إلى الظروف الطبيعية لبقية اليوم. تم تكرار هذا البروتوكول يوميا لمدة 12 أسبوعا. خلال فترة التعرض لنقص الأكسجين، كان لدى الحيوانات إمكانية الوصول إلى الطعام والماء بشكل عشوائي. تم اتخاذ عناية خاصة أثناء تسريب النيتروجين الأولي لتقليل تركيز الأكسجين؛ تم تنفيذ هذه العملية تدريجيا لمنع الموت الحاد للحيوانات الناتج عن الانخفاض السريع في مستويات الأكسجين. تم إسكان الفئران في مجموعة Con تحت ظروف طبيعية في غرفة مجاورة، مع جميع ظروف السكن الأخرى التي كانت مطابقة لتلك الخاصة بالمجموعات التجريبية.
التخدير (الشكل 2)
لضمان استقرار الحيوانات أثناء التدخل بالإبر الكهربائية وتقليل التداخل الناتج عن الضغط الفسيولوجي على النتائج، تم استخدام الإيزوفلوران المستنشق للتخدير في هذه الدراسة17. تم إعطاء التخدير لجميع الفئران عبر مجموعات التجارب خلال الإجراءات لضمان ظروف تشغيلية متسقة. قبل التخدير، تم تجهيز جهاز تخدير الحيوانات الصغيرة (انظر جدول المواد) ووسادة تسخين مضبوطة حراريا على 37 درجة مئوية لمنع انخفاض حرارة الجسم في الحيوانات أثناء الإجراء. تم إجراء تحريض التخدير في غرفة حث محكمة الإغلاق باستخدام 2٪-2.5٪ من الإيزوفلوران (انظر جدول المواد) لمدة تقارب دقيقة واحدة. بعد فقدان الحركة التلقائية وانخفاض كبير في قوة العضلات، تم نقل كل فأر إلى وسادة التسخين. تم وضع قناع مصغر مصمم خصيصا بلطف فوق خطمه للحفاظ على التخدير بنسبة 0.5٪-1.2٪ من الأيزوفلوران. تم تحديد عمق التخدير الفعال من خلال غياب منعكس الرمش وغياب منعكس انسحابي مهم استجابة للتحفيز الأخمصي. حافظ هذا البروتوكول المخدر على حالة تخدير مستقرة في الفئران لأكثر من 30 دقيقة، وهو ما كان كافيا لإكمال جميع الإجراءات التالية.
العلاج بالإبر الكهربائية
بدأ التدخل بالإبر الكهربائية لمجموعة CH+EA من الفئران في الأسبوع الحادي عشر من التعرض لنقص الأكسجين المزمن. كانت نقاط الوخز المختارة هي بايهوي (GV20) وشينتينغ (GV24) على الرأس، إلى جانب زوسانلي الثنائي (ST36). تقع GV20 على الخط الأوسط للرأس الجمجمي، تقريبا عند نقطة المنتصف بين قمتي الأذن18. يقع GV24 على خط منتصف الجبهة، على ارتفاع حوالي 1-2 مم فوق منتصف الخط الذي يربط الكانثي الداخلي للعينين19. يوجد ST36 في الطرف الخلفي، السفلي والجانبي لمفصل الركبة، في انخفاض يقع على عمق حوالي 2 مم أسفل الحافة السفلية للرأس الشظاني20,21. بعد أن وصلت الفئران إلى حالة تخدير مستقرة، كان المشغل يمسك بإبرة الوخز بالإبر المعقمة من الفولاذ المقاوم للصدأ (المواصفات: 0.18 × 7 مم؛ انظر جدول المواد) في اليد اليمنى. بالنسبة لنقاط الوخز الرأسية (GV24 وGV20)، تم رفع فروة الرأس بلطف باليد اليسرى، وتم إدخال الإبرة تحت الجلد بزاوية 15-30°، متقدمة خلفيا إلى عمق حوالي 2 مم. بالنسبة لنقطة ST36 في الطرف السفلي، تم إدخال الإبرة عموديا إلى عمق يقارب 3-4 مم. ثم تم توصيل أقطاب الإخراج لجهاز الوخز بالإبر الكهربائية (انظر جدول المواد) بمقابض الإبر: مجموعة من الأسلاك ربطت GV20 وST36 اليسرى، بينما المجموعة الأخرى ربطت GV24 وST36 اليمنى. تم تطبيق تحفيز الوخز بالإبر الكهربائية المتزامن عبر مجموعتين من الأسلاك. تم تعيين معلمات EA كما يلي: موجة مستمرة، تردد 2 هرتز 22,23. تم زيادة شدة التيار تدريجيا من 0.1 مللي أمبير حتى لوحظت ارتعاشات إيقاعية طفيفة في الطرف المحلي (عادة ما تحافظ على حوالي 2 مللي أمبير). تم إجراء الوخز بالإبر الكهربائية مرة واحدة يوميا لمدة 30 دقيقة، وبشكل متواصل لمدة 6 أيام مع يوم راحة واحد، ليكون المسار الإجمالي لمدة أسبوعين. وفي الوقت نفسه، خضعت فئران مجموعتي Con وCH للتخدير والتقييد بنفس المدة والظروف المختلفة، ولكن دون إدخال الإبرة أو تفعيل جهاز الوخز بالإبر الكهربائية.
اختبار الملعب المفتوح
أجري اختبار الحقل المفتوح (OFT) لتقييم النشاط الحركي التلقائي، والسلوك الاستكشافي، والاستجابات الشبيهة بالقلق لدى الفئران في بيئة جديدة24. كان جهاز OFT عبارة عن كبينة بيضاء (50 سم 50 سم 30 سم)، وكان أرضيته مقسمة فعليا إلى شبكة من 25 مربعا (كل مربع 10 سم 10 سم) للتحليل السلوكي. قبل الاختبار الرسمي، كانت جميع الفئران تتكيف مع غرفة الاختبار لمدة ساعة واحدة لتقليل تأثير التوتر الناتج عن التغير البيئي على نتائج السلوك. خلال الاختبار، تم وضع كل فأر برفق في وسط الجهاز. بعد فترة تعود مدتها دقيقتان، تم تسجيل سلوكه رسميا لمدة 10 دقائق. تم تسجيل الجلسة بالكامل باستخدام نظام تتبع فيديو (انظر جدول المواد) لتتبع مسار الحركة تلقائيا. شملت المعايير المحللة المسافة الكلية المقطوعة، والوقت الذي قضى في المنطقة المركزية، والسرعة في المنطقة المركزية، وعدد المدخلات إلى المنطقة المركزية. بدأت جميع الفئران الاستكشاف من نفس الموقع المركزي، وتم اختبار كل فأر مرة واحدة فقط. لمنع التداخل الشمي، تم تنظيف الجهاز جيدا بنسبة 75٪ إيثانول بعد اختبار كل فأر
متاهة موريس المائية (MWM)
اختبار متاهة الماء موريس (MWM)، وهو طريقة قياسية لتقييم وظيفة الذاكرة، استخدم بشكل أساسي لتقييم قدرات التعلم المكاني والذاكرة في فئران25. تكون الجهاز من بركة دائرية، قطرها 120 سم وعمقها 30 سم، مقسمة مفهوميا إلى أربعة أرباع متساوية (I، II، III، IV). لتقليل المشتتات الخارجية، تم تعليق ستائر تعتيم حول المسبح، وتم تثبيت إشارات بصرية مميزة على الجدران فوقه، وظلت ثابتة طوال التجربة. تم ملء المسبح بالماء مع الحفاظ على درجة حرارة 22-24 درجة مئوية، وتم الحفاظ على مستوى المياه على ارتفاع حوالي 1 سم فوق سطح المنصة. تمت إضافة مسحوق ثاني أكسيد التيتانيوم غير السام إلى الماء بتركيز 20٪ لجعله معتما، مما يعزز التباين بين الفأر والخلفية لتتبع الفيديو بدقة أكبر. استمر الإجراء التجريبي لمدة 6 أيام متتالية، شملت مرحلة تدريب على الاستحواذ المكاني لمدة 5 أيام تلتها تجربة مسبار مكاني لمدة يوم واحد. خلال مرحلة التدريب، تم وضع منصة دائرية بقطر 10 سم في الربع الثالث، لتكون موقع الهدف. في اليوم الأول، وضعت المنصة قليلا فوق سطح الماء (~1 سم) لتعريف الفئران بهدف الهروب. من اليوم الثاني إلى الخامس، تم غمر المنصة على عمق حوالي 1 سم تحت سطح الماء لتقييم التعلم المكاني. كل يوم، كان يوضع كل فأر بشكل متسلسل في الماء المواجه لجدار المسبح من كل من الأرباع الأربعة بترتيب محدد مسبقا. غادر المجرب الغرفة فورا بعد وضع الحيوان لتجنب أن يصبح إشارة مكانية غير مقصودة. تم تسجيل الوقت المستغرق لتحديد موقع المنصة المخفية (زمن الهروب من الكمون) في كل تجربة. إذا فشل الفأر في العثور على المنصة خلال زمن التوقف البالغ 90 ثانية، كان يوجه بلطف إلى المنصة ويسمح له بالبقاء هناك لمدة 30 ثانية لتعزيز التعلم المكاني، ويتم تسجيل زمن تأخرها على أنه 90 ثانية. إذا وجد الفأر المنصة خلال 90 ثانية، يسمح له بالبقاء عليها لمدة 10 ثوان. بعد كل جلسة تدريب، كان يجفف الفأر بمنشفة ويعاد إلى قفصه المنزلي. تم تغيير تسلسل الربع الابتدائي بشكل منهجي، مع فترة بين التجارب حوالي 20 دقيقة لكل فأرة. يقوم نظام تتبع الفيديو (انظر جدول المواد) بتسجيل معلمات مثل مسافة السباحة، والسرعة، وكمون الهروب. في اليوم السادس، أجريت تجربة استكسابية لتقييم الذاكرة المكانية. تمت إزالة المنصة من الربع المستهدف (الربع الثالث)، وتم إطلاق جميع الفأر من الربع المقابل للموقع السابق للهدف (الربع الأول) وسمح له بالسباحة بحرية لمدة 90 ثانية. تم تسجيل الوقت الذي قضى في الربع المستهدف (حيث كانت المنصة موجودة سابقا)، وعدد العبور فوق الموقع الدقيق للمنصة السابقة، ومسار السباحة. مباشرة بعد تجربة المجس، تم تجفيف الفأر جيدا وأعيد إلى قفصه الرئيسي تحت مصدر حرارة لمنع انخفاض حرارة الجسم. طوال التجربة بأكملها، بقيت مواقع جميع الإشارات البصرية المحيطة بالمتاهة دون تغيير لضمان الاتساق في ظروف التجارب.
تخطيط صدى القلب
تخطيط صدى القلب في الفئران هو تقنية تصوير غير جراحية في الوقت الحقيقي وحيوية لتقييم بنية ووظيفة القلب، وقد تم تطبيقه بشكل واسع في أبحاث نماذج أمراض القلب والأوعية الدموية. يتم إجراء الفحص تحت التخدير العام، مع الحفاظ على حالة التخدير طوال فترة العملية باستخدام البروتوكول المذكور سابقا. يوضع الفأر مستلقيا على منصة يتم التحكم بها حراريا ومضبوطة عند 37 درجة مئوية. بعد تثبيت الأطراف بلطف، يوضع كريم إزالة الشعر بشكل منتظم على منطقة الصدر والبطن. تزال جميع الشعر والكريم المتبقي تماما بعد دقيقة إلى دقيقتين لضمان جودة انتقال الموجات فوق الصوتية المثلى. للمراقبة الفسيولوجية في الوقت الحقيقي، تستخدم رقع الأقطاب الكهربائية المتصلة بالأطراف عبر هلام موصل لتسجيل تخطيط القلب ومعدل التنفس بشكل مستمر. للحصول على مشاهد الموجات فوق الصوتية القياسية، يتم تعديل وضع الفأر بحيث يكون رأسه أعلى قليلا من ذيله، مما يضمن أن محور القلب الطويل مواز للمنصة. يتم حرص خاص على تجنب الضغط المفرط على جدار الصدر باستخدام المجوس، لأن ذلك قد يغير هندسة القلب ويؤثر على دقة القياس. يتم تطبيق كمية سخية من جل الموجات فوق الصوتية الخالي من الفقاعات (بسماكة 2-5 مم) على المنطقة المحلوقة. يستخدم مسبار مصفوفة خطية عالي التردد (30-50 ميجاهرتز)، حيث يشير مؤشر اتجاه المجس باستمرار نحو رأس الفأرة. يتم وضع المسبار في البداية موازيا للمحور الطويل لجسم الفأر ثم يدور عكس عقارب الساعة بزاوية تقارب 30°-45°. تجرى تعديلات دقيقة للحصول على رؤية واضحة من محور ما فوق القصي للبطين الأيسر. يبدأ التقاط الصورة الديناميكية بمجرد أن تظهر صورة الموجات فوق الصوتية بوضوح الحجرة البطينية اليسرى، وصمامات الأبهر والميترال، وتظهر المحاذاة الأفقية للقمة القلبية مع مجرى خروج الشريان الأبهري. يتم التقاط جميع الصور بواسطة مشغل ذو خبرة باستخدام إعدادات معلمات متسقة لضمان قابلية مقارنة البيانات. بعد الفحص، يتم تنظيف المجس بالموجات فوق الصوتية وفقا للإجراءات المعتادة، ويتم مسح أي هلام متبقي من جسم الفأر. ثم ينقل الفأر إلى قفص دافئ للمراقبة الدقيقة حتى يتعافى تماما من التخدير ويستعيد حركة الطيران الطبيعية.
تحضير مقاطع البارافين
بعد الانتهاء من اختبارات السلوك، تم تخدير الفئران عن طريق حقن الصوديوم بنتوباربيتال داخل الصباغ (20 ملغ/كغ). ثم تم تحقيق التثبيت الجهازي عن طريق التروية عبر القلب باستخدام محلول ملحي، تليها 10٪ بارافورمالديهيد (انظر جدول المواد). بعد استخراج أنسجة الدماغ بعناية، تم غمرها في 10٪ بارافورمالديهايد لمدة 72 ساعة من التثبيت في درجة حرارة الغرفة. من المهم ملاحظة أنه نظرا لأن التروية القلبية تغير البنية الدقيقة لعضلة القلب، فقد تم الحصول على عينات القلب المستخدمة للتحليل النسيجي في هذه الدراسة تحديدا من فئران لم تخضع لإجراء التروية، بينما بقيت جميع حالات التعامل الأخرى متطابقة. عند الانتهاء من التثبيت، تم شطف الأنسجة تحت الماء الجاري لمدة 6 ساعات. تم إجراء التجفيف التدريجي اللاحق باستخدام معالج أنسجة آلي (انظر جدول المواد)، حيث تم غمر متسلسل في 60٪، 70٪، و90٪ إيثانول لمدة ساعة لكل منهما، تلاها 95٪ و100٪ إيثانول لمدة ساعتين لكل منهما. ثم تم تنظيف العينات المجففة في الزيلين لمدة ساعتين وترشبها بالبارافين عند 60 درجة مئوية لمدة 3 ساعات. وأخيرا، تم تضمين الأنسجة في البارافين باستخدام آلة تضمين، لضمان التوجيه التشريحي القياسي. بعد أن تصلب الكتل المدمجة تماما، تم قطع مقاطع متسلسلة بسماكة 4 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم دوار، وتركيبها على شرائح زجاجية مغلفة بالبولي-إل-ليسين، وتجفيفها بالهواء، وتخزينها للتلوين والتحليل لاحقا.
صبغة الهيماتوكسيلين-إيوزين
تم إجراء الفحص النسيجي لأنسجة الدماغ والقلب باستخدام صبغة الهيماتوكسيلين والإيوسين (HE) لتقييم إصابة نقص الأكسجين وتقييم التأثيرات العلاجية لتدخل الوخز بالإبر الكهربائية. تم إزالة البارافين من أقسام الأنسجة بسماكة 4 ميكرومتر، أولا في زيلين I وزيلين II (10 دقائق لكل منهما) ثم أعيد ترطيبها عبر سلسلة إيثانول متدرجة (100٪، 95٪، و80٪، دقيقتين لكل منهما)، تلاها شطف نهائي بالماء المقطر. للصبغ، تم غمر الأقسام في محلول الهيماتوكسيلين لمدة 3-8 دقائق حتى يتم التلوين النووي الشفاف، ثم شطفها تحت الماء الجاري لتحفيز اللون الأزرق، ثم صبغت بالإيوزين لمدة 1-3 دقائق للحصول على لون وردي مناسب في السيتوبلازم. وأخيرا، تم تجفيف الأجزاء الملونة بالكحول المطلق، وإزالتها بالزيلين، وتركيبها على بلسم محايد.
تلوين نيسل
لتقييم حالة بقاء الخلايا العصبية في منطقة الحصين، تم استخدام صبغة Nissl لمراقبة توزيع أجسام Nissl وشكل الخلايا داخل الخلايا العصبية. بعد إزالة البارافين وإعادة ترطيب أقسام البارافين في أنسجة الدماغ، تم غمر الشرائح في محلول تلوين أزرق مسخن مسبقا من تولويدين وحضنتها عند حرارة 56 درجة مئوية في حاضنة بدرجة حرارة ثابتة لمدة ساعة واحدة. بعد التلوين، تم شطف الأقسام بلطف بالماء المقطر ثم نقلها إلى محلول تمايز Nissl لعدة ثوان حتى دقيقتين. تمت مراقبة عملية التمايز بعناية تحت المجهر حتى أصبحت الخلفية شبه عديمة اللون. لاحقا، تم تجفيف المقاطع المتمايزة بسرعة عبر سلسلة إيثانول مطلقة، وتم تنظيفها في الزيلين، وأخيرا تركيبها براتنج محايد للحفاظ على الحفظ والمراقبة بشكل دائم.
تلوين ماسون ثلاثي الألوان
تم استخدام تقنية تلوين ماسون ثلاثية الألوان، وهي تقنية كلاسيكية لتلوين الأنسجة الضامة، بشكل أساسي لتمييز ألياف الكولاجين عن ألياف العضلات في أنسجة القلب. بعد إزالة البارافين وإعادة ترطيب أقسام البارافين القلبية، تم إجراء عملية التلوين وفقا لتعليمات الشركة المصنعة المرفقة مع مجموعة التلوين الثلاثي الكلومي ماسون (انظر جدول المواد). تم تنفيذ بروتوكول التلوين كما يلي. في البداية، تم غمر الأقسام في محلول عمل هيماتوكسيلين الحديد من ويغرت جاهز حديثا لمدة 4 دقائق لصبغ النوى، مع تطبيق تحريك لطيف لضمان تلوين متساو. بعد ذلك، تم شطف الأقسام تحت الماء الجاري، وتمايزها في كحول حمضي بنسبة 1٪ لمدة 5-10 ثوان، ثم عولجت بمحلول تفتيت لمدة 4 دقائق للحصول على صبغة نووية صافية باللون الأزرق-البنفسجي. تم صبغ الأقسام لاحقا بمحلول فوكسين بحمض بونسو لمدة 5 دقائق، تلاها التمايز في محلول حمض فوسفوموليبدي بنسبة 0.2٪ لمدة دقيقة واحدة. بعد شطف قصير بمحلول حمضي ضعيف لمدة دقيقة واحدة، تم صبغ الأقسام بمحلول أزرق أنيلين بنسبة 0.2٪ (درجة حموضة 6.8) لمدة دقيقتين لإبراز ألياف الكولاجين. عند الانتهاء من خطوات التلوين، تم تجفيف الأقسام عبر سلسلة إيثانول متدرجة، وتم تنظيفها بالزيلين، وأخيرا تركيبها على بلسم محايد. تم التقاط جميع الأقسام المركبة رقميا باستخدام نظام مسح شرائح آلي بالكامل (انظر جدول المواد) للتحليل لاحقا.
التحليل الإحصائي
تعرض النتائج التي تم الحصول عليها كمتوسط ± SEM. تم تحليل البيانات باستخدام تحليل أنوفاي أحادي الاتجاه تليها اختبار LSD بعد الاختبار أو اختبار t. تم استخدام ANOVA ثنائي الاتجاه لتحليل بيانات OFT وMWM. تم اعتبار P < 0.05 كمستوى أهمية. تم إنشاء التحليل الإحصائي والمخططات بواسطة برنامج GraphPad Prism 9.0.