مقالة منهجية

تطوير نموذج تثبيت داخلي جديد لكسور الكعبرة في الفئران: تقييم شفاء الكسور وعزل عقد الجذر الظهري

DOI:

10.3791/69707

⸱

مارس 13, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Affiliated Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3School of Pharmacy, Nanjing University of Chinese Medicine, 4Nantong Tongzhou Hospital of Traditional Chinese Medicine, 5Institute of Modern Biology, Nanjing University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تجمع الدراسة بشكل مبتكر بين الغرز وإبر التيتانيوم لتحقيق تثبيت داخلي مستقر في نموذج الكسر الكعبري للفئران. تم تقييم شفاء الكسور عبر التصوير المقطعي الدقيق المحوسب (micro-CT)، وتم عزل وزراعة خلايا العقد الجذرية الظهرية الأولية (DRG) لإجراء المزيد من التحقيقات.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد نموذج الكسور الكعبري للفئران ذا أهمية كبيرة في أبحاث العظام، خاصة لدراسة آليات شفاء الكسور، وفحص الأدوية، وتقييم المواد البيولوجية. على الرغم من بعض القيود، لا يزال دوره في البحث العلمي لا يمكن الاستغناء عنه. نظرا لأن نصف قطر الفئران رقيق نسبيا، فإن الصفائح والبراغي الفولاذية المستخدمة حاليا في الممارسة السريرية غير مناسبة لعلاج كسور الكسور الكعبرية لدى الفئران. لمعالجة هذا القيد، تستخدم هذه الدراسة بشكل مبتكر تقنية تثبيت الإبر بالخياطة والإبرة التيتانيومية، وهو نموذج تثبيت داخلي للكسور الكعبرية يوفر تثبيتا مستقرا نسبيا ويؤسس نموذجا حيوانيا قويا للتحقيق في التثبيت الداخلي لمثل هذه الكسور. تم إجراء التصوير الحي باستخدام نظام التصوير المقطعي الدقيق للحيوانات الحية للكشف عن شفاء الكسور الكعبري في فئران سبراج-داولي (SD). يعد استخراج وتطبيق DRG للفئران خطوات مهمة في أبحاث علم الأعصاب، ويستخدم على نطاق واسع في مجالات مثل علم الأعصاب، علم الأمراض، وعلم الأحياء الخلوي. هذا البروتوكول مناسب للزراعة الأولية لخلايا عصبية العقدة الجذرية الظهرية من الفئران المصابة بكسور الكعبرية، ويمكن استخدامه لدراسة آليات إصابة الأعصاب وإصلاحها بعد الكسور، مثل الاستماتة العصبية وإطلاق الناقلات العصبية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تعد الكسور الكعبرية من أكثر الكسور السريرية شيوعا، مع حدوث عالمي كبير، وتعتبر سببا رئيسيا لكسور العظم الطويل في الأطراف 1,2,3. تكشف دراسات السكان عن توزيع ثنائي النمط للعمر للكسور الكعبرة، ويبلغ ذروته عادة في كل من السكان الأطفال وكبار السن4. غالبا ما يؤدي التأخير في العلاج إلى خلل في دوران الساعد، مما يؤثر بشكل كبير على الأنشطة اليومية (ADLs)5,6. لا تزال هناك جدل مستمر في إدارة الكسور الكعبرية، ويركز بشكل أساسي على أنظمة تصنيف الكسور واختيار طريقة العلاج 7,8. تشير الأدلة السريرية إلى أن التثبيت الداخلي المفتوح (ORIF) يحسن بشكل كبير نطاق حركة مفصل الكوع أو المعصم واستعادة القوة9؛ ومع ذلك، يرتبط هذا النهج بمعدلات أعلى من العدوى بعد العملية والمضاعفات المرتبطة بالتثبيت الداخلي10,11.

يعمل DRG كجسر تشريحي ووظيفي حيوي لنقل المعلومات الحسية بين الجهاز العصبي الطرفي والجهاز العصبي المركزي. بعيدا عن دوره الأساسي في جمع ونقل الإشارات الحسية الطرفية (مثل اللمس، درجة الحرارة)، ينظم DRG بنشاط الإحساسات غير الطبيعية مثل الألم، مما يجعله بنية رئيسية تكمن وراء كل من الوظيفة الحسية الطبيعية وإدارة الألم السريرية 12,13,14. التغيرات المرضية مثل الإصابة، الالتهاب، أو التنكس العصبي في DRG يمكن أن تحفز اضطرابات حسية (مثل الخدر، التنميل) أو الألم المزمن، مما يجعله نقطة محورية في أبحاث علم الأعصاب وطب الألم.

هنا، تم اختيار ذكور جرذان SD البالغين من العمر 8 أسابيع ويزن حوالي 200 جرام لبناء (1) نموذج تثبيت داخلي للكسور العرضية الكعبرة في الفئران والتقييم اللاحق بعد الشفاء، و(2) عزل وزراعة DRGs في المختبر من الفئران باستخدام نموذج تثبيت داخلي لكسور الكعبرة. تم تصميم هذا البروتوكول لتسهيل التجارب القابلة للتكرار في دراسات تستكشف آليات شفاء الكسور، والتغيرات الحسية التي تعبر عنها DRG، والأهداف العلاجية المحتملة للألم أو الخلل بعد الكسر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على جميع التجارب الحيوانية من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان في جامعة نانجينغ للطب الصيني (رقم 202508A046). جميع الفئران المستخدمة في الفحوصات التالية تم الحفاظ عليها في ظروف خالية من مسببات الأمراض (SPF) محددة. يظهر مخطط يمثل البروتوكول في الشكل 1.

1. إنشاء نموذج تثبيت داخلي للكسور الكعبرية في الفئران

ملاحظة: كانت الفئران تعتاد على بيئة هادئة مع إضاءة ناعمة ومشتتة قبل الجراحة، مما يحميها من الضوضاء والإضاءة القاسية. أثناء التعامل، كان بطن الفئران وصدرها مدعومين بضبط يدي لطيف، متجنبين الإمساك بالذيل، وهو ممارسة معروفة بأنها تسبب الألم والضيق وتقلل من الانزعاج المرتبط بالمقاومة.

  1. جهز الأدوات الجراحية كما هو موضح في الشكل 2. تشمل الأدوات الجراحية شفرة مشرط، ومقبض مشرط، ومقص للعمليات، وحامل إبرة، وملقط دموي، وملقط نسيجي مسنن. كان ذكر فأر سبراج-داولي (SD) عمره حوالي 8 أسابيع ووزنه حوالي 200 جرام.
  2. تخدير الجرذ باستخدام جهاز تخدير غازي إيزوفلوران. للتحفيز، استخدم 4٪ إيزوفلوران وحافظ على تخدير التنفس (2٪ إيزوفلوران) باستخدام مخروط أنف طوال فترة العملية. حافظ على درجة حرارة غرفة العمليات عند حوالي 28 درجة مئوية.
    ملاحظة: حدد نجاح التخدير من خلال فحص العلامات الحيوية (مثل التنفس ومعدل ضربات القلب)، وردة فعل القرنية (عدم الاستجابة تشير إلى فعالية تخدير)، وردة فعل الرمش (الغياب)، واستجابة انقباض إصبع القدم (عدم انكماشات بعد التحفيز).
  3. ضع الفأر في الوضع الجانبي، كشف الطرف الأمامي الأيمن، واحلق الشعر باستخدام ماكينة قص الشعر. ضع غطاء معقم ولف رباط ضيق حول الطرف الأمامي الأيمن القريب لتقليل النزيف الجراحي.
  4. جهز البشرة بالتناوب بين الكحول والبيتادين ثلاث مرات.
  5. قم بعمل شق طولي بطول 1.5 سم على الجانب الكعبري الظهري من الساعد الأيمن، كما هو موضح في الشكل 3. افصل العضلات واكشف بالكامل نصف قطر الطرف الأمامي الأيمن.
    ملاحظة: يتم كشف نصف الكعبرة عن طريق فصل العضلات بشكل غير مباشر على طول المساحة العضلية. فقط العضلات الظهرية في العظم مكشوفة دون أن يتم تجريد العضلات المحيطة بالكامل.
  6. استخدم مقص التشغيل لقطع نصف القطر لخلق كسر عرضي. المقص موجه بزاوية 90 درجة بالنسبة لنصف القطر (الشكل 4).
  7. خذ إبرة تيتانيوم قطرها 0.8 مم وطولها 10 مم وأدخلها في الكسر الكعبري على طول محوره الطولي (الشكل 5). ثبت نصف القطر وإبرة التيتانيوم بخياطة (4-0 [1.5 متر] مضفر من الحرير غير قابل للامتصاص)، كما هو موضح في الشكل 6.
  8. اربط الغرز بثلاث عقد متتالية، وثبت إبرة التيتانيوم في نصف القطر عبر أربع غرز متقطعة.
    ملاحظة: يتم تثبيت الطرفين القريبين والبعيد من الكسر مرتين على التوالي.
  9. خياطة (4-0 [1.5 متر] مضفرة من الحرير غير قابلة للامتصاص) على الجلد، وقطع الخياطة الزائدة، وأغلق الجرح. عقم الجلد باستخدام مقشرات بيتادين.
  10. غط الجرح بشاش معقم وثبته بالضمادات. ضع الفأر في قفص ليستعيد وعيه حتى يتعافى.
  11. إدارة الألم بعد العملية:
    1. إذا أظهر الحيوان علامات ألم، أو لا يأكل، أو تردد في المشي على أطرافه الخلفية، استشر الأطباء البيطريين وأعطه مسكنات إضافية.
      ملاحظة: يستخدم سيفوروكسيم الصوديوم في علاج العدوى البكتيرية. يستخدم هيدروكلوريد ترامادول لإعطاء المسكنات.

2. تصوير الأشعة المقطعية الدقيقة

  1. تخدير الجرذ باستخدام جهاز تخدير غاز إيزوفلوران (جرعة الحث 4٪).
  2. ضع الفأر في وضعية الاستلقاء داخل غرفة المسح، وضبط وضعية الطرف والرأس ليكون في مركز منطقة المسح المستهدف في مجال الرؤية، وحافظ على التهوية والتخدير المستمر (2٪ إيزوفلوران) طوال الإجراء.
  3. ادفع سرير الحيوان الثابت إلى غرفة المسح وأغلق باب الحجرة.
  4. اضبط معلمات المسح الميكرو-CT كما يلي. وضع المسح: قياسي؛ مدة التعرض: دقيقتان؛ مجال الرؤية: 72 مم؛ حجم الفوكسل: 144 ميكرومتر؛ الجهد: 90 كيلوفولت؛ التيار الحالي: 88 ميكروأمبير; الفلتر: ثلاثي الأبعاد-سوفت.
    ملاحظة: يتم نقل بيانات المسح تلقائيا إلى البرنامج، ويتم توليد صورة CT ثلاثية الأبعاد.
  5. افصل الأنسجة المستهدفة.
    1. تحليل منطقة نسيج العظم المختارة من الصور الأصلية للأشعة المقطعية الدقيقة. حرك خط وظيفة النقل لفصل العظم عن العضلة، مع تجنب وجود الكثير من نسيج العضلات. قم بإعادة بناء عالية الدقة على منطقة نسيج العظم المقسم لإنشاء نموذج ثلاثي الأبعاد.
  6. تصدير الصور المعالجة.
    1. بعد معالجة الصور، حدد زر النهاية وانقر عليه لإنهاء سير العمل الحالي.
    2. ستظهر نافذة منبثقة، أولا اختر الوضع الثابت للتأكد من أنك تريد تصدير صورة ثابتة (وليس تسلسلا ديناميكيا).
    3. اختر jpeg كتنسيق ملف الإخراج من الخيارات المتاحة.
    4. اختر الحجم الكبير لضمان احتفاظ الصورة المصدرة بدقة عالية مناسبة للتحليل أو التوثيق.
    5. انقر موافقا لإكمال عملية التصدير.

3. عزل وزراعة DRG في الفئران المصاحبة لكسور الكعبرة

ملاحظة: يتم إعطاء القتل الرحيم مع تخدير استنشاق الأيزوفلوران بنسبة 4٪، يليه خلع عنقي عنق الرحم بسرعة لقتل الحيوانات. يتم استخراج DRGs بعد 20 يوما من تأسيس نموذج الكسر الكعبري.

  1. اقطع العمود الفقري، وأزل الفقرات C1-C7. اقطع العمود الفقري العنقي على طول الخطين الأماميين والخلفيين الأوسط، وقسمه إلى نصفين أيسر وأيمن. إذا لزم الأمر، اقطع الحركات الشوكية لتسهيل العملية.
  2. نظف بلطف نسيج الحبل الشوكي والألياف العصبية داخل الفتحة بين الفقرات. شطف الفتحة بين الفقرات بحقنة مملوءة ب PBS لإزالة الدم وكشف التجاويف الجانبية.
    ملاحظة: يقع DRG داخل التجاويف الجانبية، ويظهر كعقدة صفراء فاتحة، مع ألياف عصبية متصلة في كلا الطرفين.
  3. استخدم ملقط الأنسجة المسننة لالتقاط ال DRG، ثم ارفعه بلطف، ثم استخدم مقص التشغيل لقطع ألياف الأعصاب من كلا الطرفين.
  4. نقل أجهزة DRG المستخرجة إلى أنبوب طرد مركزي بسعة 1.5 مل مع وسط استخراج؛ المكان على الثلج.
    ملاحظة: حضر وسط الاستخلاص بإضافة مصل البقر الجيني بنسبة 2٪ (FBS) إلى الوسط الأساسي الأدنى α (α-MEM). يتم حضن DRGs في وسط الاستخراج لمدة حوالي 30 دقيقة قبل الانتقال إلى الخطوة التالية.
  5. استنشق ببطء وتخلص من وسط الاستخلاص. أضف 1 مل من محلول إنزيم الهضم المختلط العامل. اهضمه في حمام ماء بدرجة حرارة 37 درجة مئوية لمدة 60-70 دقيقة.
    ملاحظة: لتحضير محلول إنزيم الهضم المختلط العامل، قم بإذابة 100 ملغ من كولاجناز النوع الأول و100 ملغ من ديسباز في 1 مل من محلول ملحي فوسفات مخزن (PBS). عند الاستخدام، خففها إلى محلول يعمل بمقدار 5 ملغ/مل وخزنها على الثلج.
  6. غطى طبق بتري عن طريق توصيل حجم مناسب من محلول الفيبرونكتين العامل، ثم حضن عند 37 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة.
    ملاحظة: يتم تحضير محلول عمل الفيبرونكتين في بلازما الإنسان (محلول عمل الفيبرونكتين) عن طريق تخفيف محلول مخزون الفيبرونكتين بسعة 1 ملغ/مل مع ddH₂O إلى محلول عمل فيبرونكتين بقوة 0.02 ملغ/مل.
  7. بعد الهضم، استنشق وتخلص من محلول الإنزيم الهضمي المختلط العامل. أضف 1 مل من الوسط الكامل، وقم بعمل ماصة برفق على نسيج DRG عدة مرات.
    ملاحظة: لتحضير وسط كامل، اخلط 45 مل من وسط MEM-α، و4.5 مل من FBS، و0.5 مل من محلول البنسلين-ستربتوميسين (PS)، ثم قم بالتعقيم عن طريق الترشيح عبر غشاء دقيق مسام بدرجة تعقيم بحجم 0.22 ميكرومتر.
  8. اجمع الترشيح، استخدم الطرد المركزي عند 75 × جرام لمدة 8.5 دقيقة عند 25 درجة مئوية.
  9. بعد الطرد المركزي، يتم استنشاق المادة الفائقة وتخلصها من أنبوب الطرد المركزي، وإضافة 1 مل من الوسط الكامل لإعادة تعليق الترسبات.
  10. أخرج طبق بتري. تخلص من محلول الفيبرونكتين العامل واغسله ب PBS مرتين.
  11. قم بتلقيح الخلايا في طبق بتري المطلي، وإضافة 1 مل من وسط كامل، وحضن في حاضنة بدرجة حرارة ثابتة عند 37 درجة مئوية مع 5٪ CO₂ لمدة 8-12 ساعة.
  12. بعد 8-12 ساعة، استبدل الوسط الكامل بالوسط البديل. ثم استبدل نصف الحجم بالوسط البديل كل يومين إلى ثلاثة.
    ملاحظة: لتحضير وسط بديل، اخلط 44.5 مل من وسط MEM-α، و4.5 مل من FBS، و0.5 مل من محلول البنسلين-ستريبتوميسين (PS)، و0.5 مل من ديوكسيوريدين. التعقيم عن طريق الترشيح عبر غشاء دقيق مسامي بدرجة تعقيم بحجم 0.22 ميكرومتر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أكدت صور الأشعة المقطعية الدقيقة نجاحا في إنشاء نماذج الفئران الكسورية الكعبرية في الشكل 7 ونموذج التثبيت الداخلي لكسور الكسور الكعبرية لدى الفئران في الشكل 8. تمت مقارنة صور التصوير المقطعي المقطعي الدقيق بين يوم بناء نموذج التثبيت الداخلي للكسر وعشرين يوما بعد تأسيس النموذج. بعد عشرين يوما من النمذجة، كشف تحليل الأشعة المقطعية الدقيقة لفئران SD في مجموعة نموذج الكسر عن توقعات إيجابية. أظهرت الصور خط كسر ضبابي في المنطقة النموذ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكسور الكعبرة هي واحدة من أكثر كسور العظام الطويلة شيوعا في الممارسة السريرية. تتضمن عملية شفاؤه تفاعلات معقدة بين إصلاح نسيج العظام وتنظيم الأعصاب (مثل تنظيم الخلايا العظمية/الكلمات/الدهنات بواسطة الببتيدات العصبية والعوامل العصبية المغذية التي تطلق من عقدة الجذر الظهري)15،16،17،18. تعد الفئران نموذجا كلاسيكيا لدراسة آلية شفاء الكسور بسبب خلفيتها الجينية الوا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يصرح جميع المؤلفين بعدم وجود تضارب محتمل في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم دعم هذا العمل بمنح من مشروع البحث العلمي التابع لجمعية الطب الصيني التقليدي في جيانغسو (XYLD2024038) ومشروع البحث العلمي التابع للجنة الصحة والعافية في نانتونغ (QNZ2023115).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
5-فلورو-2' ديوكسيوريدينسيغماF0503
سيفوروكسيم الصوديوم شركة شاندونغ رونزي للأدوية المحدودة، الصينغوياو تشونزي H20205058
حل تلوين DAPIبيوتايمC1005
التشتتشركة شنغهاي يواني للتكنولوجيا الحيوية المحدودة.S25046
مصل البقر الجنيني (FBS)الترمو16000-044
ملقط دموي شركة شنغهاي الطبية للأدوات (مجموعة) المحدودة.J31070
فيبرونكتين بلازما الإنسان (فيبرونكتين بشري) سيغماF0895
إيزوفلورانالدفع الخلفيR510-22-10 
نظام تصوير الحيوانات الحية بالتصوير المقطعي المقطعيبيركين إلمر في الولايات المتحدة الأمريكيةكوانتوم GX 
وسيط ثقافة MEM-ألفا BIC3060
حامل الإبرة شركة شنغهاي الطبية للأدوات (مجموعة) المحدودة.200622
تشغيل المقصات  شركة شنغهاي الطبية للأدوات (مجموعة) المحدودة.J21130
البنسلينسولاربيولوجيا140051251
محلول البنسلين-ستربتوميسين نوفا سيلزN-PSS125
بوفيدون-يودينميلونبيوMB1313800g
شفرة المشرطشركة شنغهاي للأدوات الطبية (مجموعة) المحدودة.RYY070
مقبض المشرطشركة شنغهاي الطبية للأدوات (مجموعة) المحدودة.J11010
Suture جونسون & جونسون ميديكال (الصين) المحدودة SA84G
إبرة الغرزشنغهاي شياويو للمعدات الطبية.Δ 3/8 وmiddot; 3× 6
إبرة التيتانيومجهاز تيانجين يوتونغ الطبي  2-0X250 
ملقط الأنسجة المسننة شركة شنغهاي الطبية للأدوات (مجموعة) المحدودة.J41055
هيدروكلوريد ترامادولشركة جيانغسو جيوكسو للأدوية، الصينCYHB2201997
توبولين بيتا-3سيغماCBL412X
النوع الأول من الكولاجناز الترمو17100-017
مجهر Zeiss Axio Vert A1 للفلورة المقلوبةزايسأكسيو فيرت A1

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. GBD 2019 Fracture Collaborators. Global, regional, and national burden of bone fractures in 204 countries and territories, 1990-2019: a systematic analysis from the Global Burden of Disease Study 2019. Lancet Healthy Longev. 2 (9), e580-e592 (2021).
  2. Zeng, Y., et al. The incidence, prevalence, and health burden of forearm fractures in China from 1992 to 2021 and forecasts for 2036. Front Public Health. 13, 1566421(2025).
  3. Miskiewicz, M., Hakimi, A., Ling, K., Tesoriero, J., Komatsu, D., Wang, E. Epidemiology, risk factor, and economic analysis of peripheral nerve injury following distal radius fractures. Eur J Orthop Surg Traumatol. 35 (1), 292(2025).
  4. Olech, J., Ciszewski, M., Morasiewicz, P. Epidemiology of distal radius fractures in children and adults during the COVID-19 pandemic - a two-center study. BMC Musculoskelet Disord. 22 (1), 306(2021).
  5. Liu, K., Grigor, E. J. M., Antflek, D., Ho, G., Baltzer, H. L., Paul, R. Time to surgical management of distal radius fractures: effects on health care utilization and functional outcomes. Can J Surg. 67 (4), E286-E294 (2024).
  6. Khan, S., Persitz, J., Shrouder-Henry, J., Khan, M., Chan, A., Paul, R. Effect of time-to-surgery on distal radius fracture outcomes: A systematic review. J Hand Surg Am. 48 (5), 435-443 (2023).
  7. Hunt, J. J., Lumsdaine, W., Attia, J., Balogh, Z. J. AO type-C distal radius fractures: the influence of computed tomography on surgeon's decision-making. ANZ J Surg. 83 (9), 676-678 (2013).
  8. Gutiérrez-Espinoza, H., et al. Effectiveness and safety of different treatment modalities for patients older than 60 years with distal radius fracture: A network meta-analysis of clinical trials. Int J Environ Res Public Health. 20 (4), 3697(2023).
  9. Rozental, T. D., Blazar, P. E., Franko, O. I., Chacko, A. T., Earp, B. E., Day, C. S. Functional outcomes for unstable distal radial fractures treated with open reduction and internal fixation or closed reduction and percutaneous fixation: A prospective randomized trial. J Bone Joint Surg Am. 91 (8), 1837-1846 (2009).
  10. Bentohami, A., De Burlet, K., De Korte, N., Selles, R. W., Goslings, J. C., Schep, N. W. Complications following volar locking plate fixation for distal radial fractures: a systematic review. J Hand Surg Eur. 39 (7), 745-754 (2014).
  11. Jiang, J. J., Phillips, C. S., Levitz, S. P., Benson, L. S. Risk factors for complications following open reduction internal fixation of distal radius fractures. J Hand Surg Am. 39 (12), 2365-2372 (2014).
  12. Qiu, X., et al. Satellite glial cells in sensory ganglia play a wider role in chronic pain via multiple mechanisms. Neural Regen Res. 19 (5), 1056-1063 (2024).
  13. Krames, E. S. The role of the dorsal root ganglion in the development of neuropathic pain. Pain Med. 15 (10), 1669-1685 (2014).
  14. Sapunar, D., Kostic, S., Banozic, A., Puljak, L. Dorsal root ganglion-a potential new therapeutic target for neuropathic pain. J Pain Res. 5, 31-38 (2012).
  15. Liang, T. Z., et al. Targeting the central and peripheral nervous system to regulate bone homeostasis: mechanisms and potential therapies. Mil Med Res. 12 (1), 13(2025).
  16. Tuzmen, C., Campbell, P. G. Crosstalk between neuropeptides SP and CGRP in regulation of BMP2-induced bone differentiation. Connect Tissue Res. 59 (sup1), 81-90 (2018).
  17. He, H., et al. CGRP may regulate bone metabolism through stimulating osteoblast differentiation and inhibiting osteoclast formation. Mol Med Rep. 13 (5), 3977-3984 (2016).
  18. Wang, L., et al. Calcitonin-gene-related peptide stimulates stromal cell osteogenic differentiation and inhibits RANKL induced NF-kappaB activation, osteoclastogenesis and bone resorption. Bone. 46 (5), 1369-1379 (2010).
  19. Harris, I., Hatfield, A., Donald, G., Walton, J. Outcome after intramedullary nailing of femoral shaft fractures. ANZ J Surg. 73 (6), 387-389 (2003).
  20. Lin, C., Sun, J. S., Hou, S. M. External fixation with or without supplementary intramedullary Kirschner wires in the treatment of distal radial fractures. Can J Surg. 47 (6), 431-437 (2004).
  21. Board, T. N., Yang, L., Saleh, M. Why fine-wire fixators work: an analysis of pressure distribution at the wire-bone interface. J Biomech. 40 (1), 20-25 (2007).
  22. Bäcker, H. C., Heyland, M., Wu, C. H., Perka, C., Stöckle, U., Braun, K. F. Breakage of intramedullary femoral nailing or femoral plating: how to prevent implant failure. Eur J Med Res. 27 (1), 7(2022).
  23. Lethaby, A., Temple, J., Santy-Tomlinson, J. Pin site care for preventing infections associated with external bone fixators and pins. Cochrane Database Syst Rev. 2013 (12), CD004551(2013).
  24. Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. Implant infections: adhesion, biofilm formation and immune evasion. Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).
  25. Box, M. W., et al. Intramedullary nail fixation versus open reduction and internal fixation for treatment of adult diaphyseal forearm fractures: a systematic review and meta-analysis. J Orthop Surg Res. 19 (1), 719(2024).
  26. Burnikel, A., Faucher, G. Treatment of metacarpal and phalangeal fractures: Intramedullary screw technique. JBJS Essent Surg Tech. 15 (4), e23.00032(2025).
  27. Aktan, C., Ertan, M. B., Turan, A., Kose, O. Fixation of small osteochondral fragments in a comminuted distal humerus fracture with magnesium bioabsorbable screws: A case report. Cureus. 10 (12), e3752(2018).
  28. Shyamalan, G., Theokli, C., Pearse, Y., Tennent, D. Volar locking plates versus Kirschner wires for distal radial fractures-a cost analysis study. Injury. 40 (12), 1279-1281 (2009).
  29. Wang, D., Huang, X., Lv, W., Zhou, J. The toxicity and antibacterial effects of povidone-iodine irrigation in fracture surgery. Orthop Surg. 14 (9), 2286-2297 (2022).
  30. Shiels, S. M., Muire, P. J., Wenke, J. C. FK506 increases susceptibility to musculoskeletal infection in a rodent model. BMC Musculoskelet Disord. 23 (1), 716(2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة