يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التعافي بعد العملية واستقرار تصوير تخطيط كهربائي الدماغ متعدد الأقطاب داخل الجمجمة المزمن لدى الفئران

153 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/69937

⸱

أبريل 24, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Core Facility Center, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Intensive Care Unit, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Department of Neurosurgery, Anesthesiology, Beijing Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 4First Affiliated Hospital of Jinzhou Medical University, 5Department of Cardiology, Beijing Anzhen Hospital, Capital Medical University, 6Institute of Heart Lung and Blood Vessel Disease, Beijing Key Laboratory of Precision Medicine of Coronary Atherosclerotic Disease, Clinical center for coronary heart disease, Capital Medical University, 7Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University, 8Department of Physiology, Amsterdam University Medical Centre

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يحدد هذا البروتوكول إطارا موحدا للتقييم بعد الجراحة بعد زرع تخطيط الدماغ المزمن متعدد الأقطاب في الفئران، بما في ذلك المراقبة المتسلسلة لجودة الإشارة، والتعافي السلوكي، والعلامات الالتهابية العصبية لتحديد البدء المناسب لتسجيلات طويلة الأمد المستقرة.

الملخص

يتيح زرع الأقطاب المتعددة داخل الجمجمة اكتساب إشارات عصبية متزامنة عبر مناطق الدماغ، لكنه يسبب اضطرابات بعد الجراحة تؤثر على جودة البيانات وتوقيت التجارب. يصف هذا البروتوكول سير عمل موحد لزرع أقطاب تخطيط الدماغ داخل الجمجمة متعددة المواقع المزمن وتقييم منظم بعد الزرع في فئران سبراج-داولي. تزرع أقطاب أسلاك التنجستن بشكل تدريجي في ثلاثة مواقع داخل الجمجمة المحددة مسبقا (القشرة الحزامية الأمامية، الحصين CA1، والقشرة الداخلية) باستخدام استراتيجية جراحية مصممة لتقليل اضطراب الأنسجة.

بعد الزراعة، يحدد البروتوكول التقييم الطولي عبر خمسة مجالات: دقة تحديد موقع الأقطاب، سلامة الجهد الموضعي للحقل، السلوك المرتبط بالألم، سلوك التغذية، وعلامات الالتهاب العصبي. تجرى التقييمات الكهربائية الفسيولوجية والسلوكية في نقاط زمنية محددة مسبقا بعد العملية (الأيام الأساسية وبعد العملية 1، 4، 7، 10، و13) لدعم المراقبة المتسقة للتأثيرات المبكرة بعد الجراحة (n = 3). تستخدم التحليلات النسيجة لتوصيف استجابات الأنسجة المحلية في نهاية الدراسة (n = 3 لكل نقطة زمنية).

يتم توفير معايير تشغيلية وفترات تقييم لتوجيه القرارات المتعلقة بالجاهزية التجريبية وبدء التسجيلات طويلة الأمد. يوفر هذا البروتوكول نهجا منظما لمراقبة ما بعد الزرع ويبلغ التوقيت المناسب للتجارب الفسيولوجية العصبية لاحقا.

المقدمة

يتيح تخطيط كهربائي الدماغ داخل الجمجمة (EEG) قياسا عالي الدقة للنشاط العصبي من خلال تسجيل الإشارات مباشرة من نسيج الدماغ 1,2، مما يوفر مزايا في الخصوصية المكانية ودقة الإشارة مقارنة بطرق تخطيط الدماغ في فروة الرأس3. توفر التسجيلات داخل الجمجمة متعددة المناطق رؤى حول التفاعلات على مستوى الشبكة، والتي تستخدم على نطاق واسع للتحقيق في الديناميكيات العصبية الكامنة وراء الإدراك والمرض، وغالبا ما تطبق في نماذج القوارض للدراسات الميكانيكية والطولية 4,5.

تستخدم أقطاب أسلاك التنجستن عادة في التسجيلات المزمنة بسبب استقرارها الميكانيكي وتوافقها الحيوي 6,7,8. ومع ذلك، يتطلب الزرع جراحة جراحية جراحية يمكن أن تعطل مؤقتا فسيولوجيا الأعصاب، وسلامة الأنسجة، وسلوك الحيوانات 9,10,11. يمكن أن تؤثر تحديات مثل الإجهاد الجراحي الحاد، والالتهاب الموضعي، واستجابات الدبقية، والتغيرات في التغذية أو سلوك الإصابات بالألم على جودة الإشارة والتفسير التجريبي خلال فترة ما بعد الزرع المبكرة 12,13,14. ومع ذلك، تظل فترة التعافي هذه إلى حد كبير تجريبية، حيث تتراوح فترات التعافي المبلغ عنها بين 5 إلى 7 أيام15,16. أما التأخيرات الطويلة، فقد تؤدي إلى مشاكل إضافية مرتبطة بإعادة تشكيل الأنسجة أو إزاحة الأقطابالكهربائية 17.

على الرغم من الاستخدام الواسع لتخطيط الدماغ المزمن، لا يوجد إطار موحد لمراقبة ما بعد الزرع يدمج التقييمات الكهربائية الفيزيولوجية والسلوكية والالتهابية والنسيجية لتوجيه توقيت التجارب. لذلك، يعالج البروتوكول الحالي هذه الفجوة من خلال وضع نهج منظم لتقييم حالة ما بعد الزرع في نموذج زرع متعدد الأقطاب داخل الجمجمة المزمن في فئران سبراج-داولي (SD) المخدرة (6 أسابيع). باستخدام أقطاب أسلاك التنجستن المزروعة في القشرة الحزامية الأمامية (Cg1)، والحصين CA1، والقشرة الداخلية (EC)، يحدد البروتوكول التقييم الطولي لثبات الأقطاب، وخصائص إشارة تخطيط الدماغ، والمؤشرات السلوكية، والعلامات الالتهابية خلال فترة أسبوعين. على الرغم من أن التقييمات تجرى تحت التخدير العام للراحة العملية، إلا أن هذا النهج لا يؤثر على الهدف الأساسي المتمثل في وضع إطار لزرع الأقطاب الكهربائية واستقرارها. يهدف هذا البروتوكول إلى توجيه المراقبة بعد الجراحة ودعم تحديد النقاط الزمنية المناسبة بشكل منتظم لبدء الدراسات الفسيولوجية العصبية لاحقا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم تنفيذ جميع إجراءات الحيوانات وفقا للإرشادات المؤسسية وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في جامعة كابيتال الطبية (رقم الموافقة: AEEI-2024-391).

1. تحضير الحيوانات

  1. احصل على ذكور فئران SD بعمر 6 أسابيع (وزن الجسم 220–230 جم). وضع الحيوانات في بيئة خالية من مسببات الأمراض (24 ± 2 درجة مئوية، 50 ± رطوبة 10٪، دورة ضوء/ظلام 12 ساعة). توفير الطعام والماء حسب الرغبة. تعويد الفئران لمدة 7 أيام قبل الجراحة.
  2. بعد زرع الأقطاب الكهربائية، تقوم الفئران المنزلية بشكل فردي تحت نفس الظروف البيئية لمنع تلف المسرح الرأسي.
    ملاحظة: يتم عرض مخطط الدراسة والقياسات المقابلة في الشكل 1A. يتم إدراج الكواشف والمعدات في جدول المواد.

2. جراحة زرع الأقطاب المتعددة

  1. تخدير الفئران بالإيزوفلوران (3–4٪ تحفيز، 2٪ صيانة) مع الأكسجين عند 2 لتر/دقيقة.
  2. ضع الجرذ في إطار استريوتاكسي وحافظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية باستخدام وسادة تسخين محكومة حراريا. ضع مرهم العيون الإريثروميسين لمنع جفاف القرنية.
  3. احلق فروة الرأس وقم بتعقيم محلول يودوفور بنسبة 0.5٪.
  4. قم بإجراء شق منتصف فروة الرأس (1 × 2 سم) لكشف الجمجمة وإزالة الشاحونة بلطف باستخدام عشايات قطنية معقمة.
  5. تحضير الجمجمة والحفر
    1. تحديد البريغما واللامبدا وتسوية الجمجمة في كل من المستويات الأمامية–الخلفية والوسطى–الجانبية.
    2. حفر ثقوب الشفرات (قطرها ≤2 مم) عند إحداثيات الهدف باستخدام مثقاب أسنان منخفض السرعة مع ري محلول ملحي متقطع.
  6. تحضير الأقطاب الكهربائية وإدخالها
    1. استخدم أقطاب أسلاك التنجستن المعزولة بالبولي إيميد (قطر الساق: 300 ميكرومتر) بطول رأس مكشوف يتراوح بين 4–8 مم (نهاية مقطوعة بشكل سطحي). قس مقاومة القطب (| Z|) عند 1 كيلوهرتز؛ تتراوح القيم المقبولة من 7–10 كيلو أوم مع زاوية طور تتراوح بين 1°–2°.
    2. أدخل الأقطاب الكهربائية ببطء في المناطق التالية: Cg1 (القشرة الحزامية الأمامية): AP +1.2 مم، ML −0.2 مم، DV −2.4 مم; CA1 (الحصين): AP −3.3 مم، ML −1.8 مم، DV −3.0 مم; EC (القشرة الإنتورينالية): AP −6.7 مم، ML −4.0 مم، DV −8.0 مم.
    3. زرع مسمار جمجمة من الفولاذ المقاوم للصدأ فوق منطقة CA1 المقابلة واستخدمها كقطب تأريضي.
  7. تثبيت الأقطاب الكهربائية وإغلاقها
    1. التحقق من عمق الأقطاب الصحيحة والاستهداف باستخدام إحداثيات الستيريوتاكسي أثناء الزراعة؛ تأكيد تحديد موقع الأقطاب بعد الحدوث من خلال التعرف النسيجي على مسارات الأقطاب.
    2. تثبيت الأقطاب الكهربائية والبراغي باستخدام راتنج الأسنان (المعالجة 30–60 ثانية لكل طبقة).
    3. توصيل قطب القطب يؤدي إلى موصل في المقدمة وخياطة الجلد المحيط.
  8. سجل نشاط تخطيط الدماغ الأساسي لمدة 30 دقيقة في النقطة الزمنية المقابلة (الشكل 1A) مع الحفاظ على التخدير.

3. الرعاية والتعامل بعد العملية

  1. دع الفئران تتعافى على وسادة التدفئة حتى تصبح قادرة على المشي بالكامل.
  2. فئران المنزل تحت درجة حرارة ورطوبة مضبوطة مع فراش ناعم وتوفر الطعام والماء بحرية لتخفيف التوتر.
  3. افحص مواقع الشق، وثبات الأقطاب الكهربائية، وسلامة رأس المسرح يوميا.
  4. الحيوانات المنزلية بشكل فردي، تقدم رعاية الجروح يوميا (محلول يودوفور 0.5٪)، وتراقب الرفاهية بدون عوامل دوائية لتجنب الآثار المربكة، وفقا للدراسات السابقة 6,18.

4. تسجيل تخطيط الدماغ الطولي

  1. قم بإجراء تسجيلات تخطيط الدماغ في الأيام 1، 4، 7، 10، و13 بعد الزرع.
  2. تخدير الفئران بالإيزوفلوران (3–4٪ حث، 1.5٪ صيانة).
  3. تثبيت كابلات التسجيل لتقليل تشوهات الحركة والضوضاء الكهرومغناطيسية.
  4. سجل تخطيط دماغ كهربائي لمدة 30 دقيقة بدءا من الساعة 9:00 صباحا للتحكم في تغير الساعة البيولوجية.
  5. استخدم معلمات الاكتساب التالية: معدل العينة: 1,000 هرتز؛ مرشح تمرير النطاق المادي (b-pass-pass): 0.5–40 هرتز؛ الكسب: 8–10. إجراء ترشيح إضافي ورفض العيوب الأثرية في حالة عدم الاتصال.
  6. تظهر إشارات تخطيط الدماغ المقبولة خطوط أساس مستقرة، وضوضاء أو انحراف بسيط، وسعة ومحتوى تردد فسيولوجيا معقول؛ تستبعد التسجيلات التي لا تستوفي هذه المعايير.

5. تحليل إشارات تخطيط الدماغ

  1. تحليل إشارات تخطيط الدماغ باستخدام البرنامج المشار إليه.
  2. افحص الإشارات بصريا وأزل الأجزاء التي تحتوي على حركة أو تشوهات كهربائية.
  3. حساب كثافة الطيف الطاقي (PSD) باستخدام دالة FFT (دالة البولش).
  4. قم بقياس النشاط التذبذبي عن طريق حساب المساحة تحت منحنى PSD (AUCpsd) لنطاقات التردد المحددة مسبقا.
  5. احسب نسبة الإشارة إلى الضوضاء (SNR) كنسبة الطاقة في نطاق الإشارة المستهدف (0.5–40 هرتز) إلى نطاق الضوضاء الخلفية (40–80 هرتز).
    ملاحظة: تظهر الإشارات المستقرة ملفات PSD متسقة عبر أيام تسجيل متتالية.

6. تقييم الألم

  1. قيم الألم باستخدام مقياس جريم الجرذان19,20 قبل يوم واحد من الجراحة (القاعدة الأساسية) وفي جميع أيام التسجيل.
  2. استخدم غرفة مراقبة (25 سم × 15 سم × 15 سم) ووضع الكاميرا في الزاوية العلوية اليسرى بزاوية 45°.
  3. التقط صور الوجه، وترتيب الصور عشوائيا، وسجل شد الحجاج، وتسطيح الأنف/الخد، وتغير الشارب، ووضعية الأذن (بمقياس 0–2).
  4. جمع النقاط لتوليد مجموع نقاط الألم لكل حيوان لكل نقطة زمنية.

7. سلوك التغذية ووزن الجسم

  1. وزن الفئران وقس كمية الطعام يوميا. احسب كمية الطعام عن طريق طرح الطعام المتبقي من الطعام الموزن مسبقا بعد 24 ساعة.
  2. تسجيل سلوك الفئران بشكل مستمر لمدة 24 ساعة باستخدام نظام تسجيل فيديو. تحليل سلوك التغذية غير المتصلة من قبل المجربين الذين يعميون عن ظروف التجارب.
  3. راقب التغذية بشكل مستمر. عرف فترة التغذية بأنها حدث ≥1 تستمر من 5 ثوان إلى 15 دقيقةو21 دقيقة.
  4. حساب الكمية المعدلة حسب وزن الجسم (g × 100/g وزن الجسم); متوسط الاستهلاك لكل وجبة (g/عدد أحداث الوجبات); ومعدل الاستهلاك (g/مدة التغذية الكلية بالأدنى من حيث السعر).

8. تقييم التهاب الأعصاب

  1. قتل الفئران بجرعة زائدة من الإيزوفلوران تليها قطع الرأس.
  2. اجمع أنسجة الدماغ من نصفي الكرة المزروعة في الأيام الأساسية وبعد العملية 1، 4، 7، 10، و13 (n = 3 لكل نقطة زمنية).
  3. البلوط الغربي
    1. استخلاص البروتين الكلي من نسيج الدماغ وقياس تركيز البروتين باستخدام اختبار حمض البيسينشونيك (BCA). ضبط جميع العينات إلى تركيز نهائي يبلغ 2 ميكروغرام/ميكرولتر وقم بتغيير الطبيعة عند 100 درجة مئوية لمدة 5 دقائق.
    2. فصل البروتينات بنسبة 10٪ SDS-PAGE عند 120 فولت لمدة 90 دقيقة، مع تحميل 20 ميكروغرام من البروتين في كل مسار.
    3. ينقل البروتينات إلى غشاء PVDF بسرعة 300 مللي أمبير لمدة ساعة واحدة.
    4. حجب الأغشية واحتضن النوم طوال الليل عند 4 درجات مئوية باستخدام الأجسام المضادة الأولية ضد عامل نخر الورم-α (TNF-α) والإنترلوكين-6 (IL-6) (1:1,000).
    5. حضن الأجسام المضادة الثانوية المرتبطة ب HRP (1:20,000، ساعتان، درجة حرارة الغرفة).
    6. تصور النطاقات باستخدام ECL والصورة باستخدام نظام تصوير كيميائي للضوء باستخدام وضع التعريض التلقائي.
    7. قم بقياس الكثافة باستخدام ImageJ.

9. السلامة والتخلص من النفايات

  1. التعامل مع الأيزوفلوران باستخدام نظام تنظيف نشط.
  2. تخلص من القطع الحادة والأنسجة البيولوجية في حاويات مخصصة للخطر البيولوجي.
  3. التخلص من الكواشف الكيميائية وفقا للوائح السلامة المؤسسية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تحملت جميع فئران SD ال 21 زرع الأقطاب داخل الجمجمة وأكملت بروتوكول الدراسة. تم جمع المقاييس الطولية (تخطيط الدماغ، وزن الجسم، سلوك التغذية، ودرجات الألم) من نفس الحيوانات عبر نقاط زمنية (n = 3)، بينما كانت تقييمات الالتهاب العصبي مقاييس نهائية في كل نقطة زمنية (n = 3 فئران يوميا: خط الأساس، 1، 4، 7، 10، 13). تم تقييم البيانات للاستقرار باستخدام اختبارات شابيرو-ويلك. يتم التعبير عن البيانات الموزعة عادة كمتوسط ± SEM ومقارنة باستخدام تحليل جديد أحادي الاتجاه أو مقاييس متكررة مع تصحيح بونفي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يظل زرع الأقطاب الكهربائية المزمنة داخل الجمجمة لمراقبة تخطيط الدماغ الكهربائي في القوارض تقنية أساسية للتحقيق في الديناميكيات العصبية بدقة زمنية عالية. إن إنشاء نافذة مراقبة وتعافي مناسبة بعد العملية أمر بالغ الأهمية لضمان موثوقية الإشارة ورفاهية الحيوان. توفر هذه الدراسة إطارا منظما لتقييم الاستقرار الفيزيولوجي الكهربائي، والنتائج السلوكية، والاستجابات الالتهابية بعد زرع الأقطاب الكهربائية المتعددة في فئران SD، مما يوفر إرشادات عملية للتنفيذ في بروتوكولات التسجيل طويلة الأمد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون لا يفرضون أي تضارب مصالح.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل مشروع المواهب الشابة الممتازة التابع لجامعة كابيتال الطبية (A2308).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
نظام إزالة الإيزوفلوران النشطRDWR510-31-6
الحيواناتنهر تشارلز
مجموعة اختبار BCAسولاربيولوجياPC0020
نظام تصوير ChemiDocبيو-راد17001401
راتنج الأسنانالرأسXG473P03
كاشف كشف ECLسولاربيولوجياPE0010
مرهم العين بإريثروميسينرينهي1.00E+11
الأجسام المضادة الثانوية المضادة للأرانب في الماعزبروتين تكSA00001-2
جراف باد بريزم 9.0برنامج جراف بادبرنامج التحليل الإحصائي
مضخم الصوت في المسرح الرأسيBIOPAC Systems IncEEG100C
وسادة التدفئةتقنية يويانS-100
ImageJالمعاهد الوطنية للصحةبرنامج تحليل الصور
الأجسام المضادة متعددة النسيلات IL-6بروتين تك21865-1-AP
اليودوفوركلينبوم430-DFXDY100
إيزوفلورانالدفع الخلفيR510– 31
جهاز تسجيل الأعصاب مع NeuroExplorer (الإصدار 5.012)بليكسونOPX-A1600-128-16Cبرنامج تحليل البيانات الفيزيولوجية الكهربائية
غشاء PVDFسيتيفاRPN303F
نظام SDS-PAGEبيو-راد1658004
جهاز الستيريوتاكسيكتكنولوجيا العلوم في تشونغ شيZS-PDC
TNF-&; الأجسام المضادة متعددة النسيلاتبروتين تك17590-1-AP
جهاز النقلبيو-راد1703937
سلك التنغستنأنظمة A-M785500
نظام تسجيل الفيديوباسلرacA1920
الأجسام المضادة وحيدة النسيلة &بيتا;-أكتينبروتين تك2D4H5

المراجع

  1. Adewole, D. O., et al. The evolution of neuroprosthetic interfaces. Crit Rev Biomed Eng. 44 (1-2), 123-152 (2016).
  2. Patil, A. C., Thakor, N. V. Implantable neurotechnologies: a review of micro- and nanoelectrodes for neural recording. Med Biol Eng Comput. 54 (1), 23-44 (2016).
  3. Ball, T., Kern, M., Mutschler, I., Aertsen, A., Schulze-Bonhage, A. Signal quality of simultaneously recorded invasive and non-invasive EEG. Neuroimage. 46 (3), 708-716 (2009).
  4. Gao, R., Peterson, E. J., Voytek, B. Inferring synaptic excitation/inhibition balance from field potentials. Neuroimage. 158, 70-78 (2017).
  5. Wang, Z., Peng, Y. B. Multi-region local field potential signatures in response to the formalin-induced inflammatory stimulus in male rats. Brain Res. 1778, 147779(2022).
  6. Morales-Villagrán, A., Medina-Ceja, L., López-Pérez, S. J. Simultaneous glutamate and EEG activity measurements during seizures in rat hippocampal region with the use of an electrochemical biosensor. J Neurosci Methods. 168 (1), 48-53 (2008).
  7. Bragin, A., Azizyan, A., Almajano, J., Wilson, C. L., Engel, J. Jr Analysis of chronic seizure onsets after intrahippocampal kainic acid injection in freely moving rats. Epilepsia. 46 (10), 1592-1598 (2005).
  8. Andiné, P., Rudolphi, K. A., Fredholm, B. B., Hagberg, H. Effect of propentofylline (HWA 285) on extracellular purines and excitatory amino acids in CA1 of rat hippocampus during transient ischaemia. Br J Pharmacol. 100 (4), 814-818 (1990).
  9. Jech, R., et al. Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus affects resting EEG and visual evoked potentials in Parkinson's disease. Clin Neurophysiol. 117 (5), 1017-1028 (2006).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Transl Vis Sci Technol. 4 (2), 15(2015).
  11. York, M. K., et al. Cognitive declines following bilateral subthalamic nucleus deep brain stimulation for the treatment of Parkinson's disease. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 79 (7), 789-795 (2008).
  12. Zhang, D., et al. Tenuigenin promotes non-rapid eye movement sleep via the GABA(A) receptor and exerts somnogenic effect in a MPTP mouse model of Parkinson's disease. Biomed Pharmacother. 165, 115259(2023).
  13. Sun, X., et al. Longitudinal analysis of sleep-wake states in neonatal rats subjected to hypoxia-ischemia. Nat Sci Sleep. 14, 335-346 (2022).
  14. Rensing, N., Moy, B., Friedman, J. L., Galindo, R., Wong, M. Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse. PLoS One. 13 (11), e0207031(2018).
  15. Bastianini, S., et al. Ageing-related modification of sleep and breathing in orexin-knockout narcoleptic mice. J Sleep Res. 34 (2), e14287(2025).
  16. Cao, Q., et al. a saponin derived from Radix Polygalae, exhibits sleep-enhancing effects in mice. Phytomedicine. 23 (14), 1797-1805 (2016).
  17. Chiprés-Tinajero, G. A., Núñez-Ochoa, M. A., Medina-Ceja, L. Changes in physiological and pathological behaviours produced by deep microelectrode implantation surgery in rats: a temporal analysis. Behav Neurol. 2020, 4385706(2020).
  18. Bragin, A., et al. Pathologic electrographic changes after experimental traumatic brain injury. Epilepsia. 57 (5), 735-745 (2016).
  19. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  20. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  21. Barahona, M. J., Rojas, J., Uribe, E. A., García-Robles, M. A. Tympanic membrane rupture during stereotaxic surgery disturbs the normal feeding behavior in rats. Front Behav Neurosci. 14, 591204(2020).
  22. Moss, J., Ryder, T., Aziz, T. Z., Graeber, M. B., Bain, P. G. Electron microscopy of tissue adherent to explanted electrodes in dystonia and Parkinson's. Brain. 127 (Pt 12), 2755-2763 (2004).
  23. Kronenbuerger, M., et al. Brain alterations with deep brain stimulation: new insight from a neuropathological case series. Mov Disord. 30 (8), 1125-1130 (2015).
  24. Bishop, B. Neural plasticity: part 3. Responses to lesions in the peripheral nervous system. Phys Ther. 62 (9), 1275-1282 (1982).
  25. Bui, A., Kim, H. K., Maroso, M., Soltesz, I. Microcircuits in epilepsy: heterogeneity and hub cells in network synchronization. Cold Spring Harb Perspect Med. 5 (11), a022889(2015).
  26. Gaire, J., et al. The role of inflammation on the functionality of intracortical microelectrodes. J Neural Eng. 15 (6), 066027(2018).
  27. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  28. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. J Neural Eng. 6 (5), 056003(2009).
  29. Radeen, K. R., et al. A cost-effective and minimally invasive protocol for chronic multi-site electroencephalography recording in freely moving mice. J Vis Exp. (224), e69314(2025).
  30. Gulino, M., Kim, D., Pané, S., Santos, S. D., Pêgo, A. P. Tissue response to neural implants: the use of model systems toward new design solutions of implantable microelectrodes. Front Neurosci. 13, 689(2019).
  31. Green, R. A., Lovell, N. H., Wallace, G. G., Poole-Warren, L. A. Conducting polymers for neural interfaces: challenges in developing an effective long-term implant. Biomaterials. 29 (24-25), 3393-3399 (2008).
  32. Wang, Z., et al. Cortical complexity and connectivity during isoflurane-induced general anesthesia: a rat study. J Neural Eng. 19 (3), 036012(2022).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الفيديو قريباً
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.