مقالة منهجية

تأسيس وتحليل الرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة في زراعة القلب في الفأر

273 مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/70191

⸱

فبراير 13, 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Research Institution, Division of Kidney Transplantation, Department of Surgery, The Third Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

أسست هذه الدراسة نموذجا عمليا للفأر للرفض الحاد بوساطة الأجسام المضادة بعد زراعة القلب، يتميز بإنتاج قوي ل DSA، وتغيرات مرضية نموذجية، وبقاء متوسط على اللوغرافات.

الملخص

أحد المساهمين الرئيسيين في فشل الغراف لدى متلقي زراعة القلب هو الرفض المرتبط بالأجسام المضادة (AMR). لذلك، يعد نموذج مقاومة الميكروفون للفأر أداة حيوية لفك شفرة آلياته الأساسية وتعزيز تطوير علاجات مبتكرة. في هذه الدراسة، تم تقسيم الفئران المتلقية إلى ثلاث مجموعات: غير متحسس (NS)، متحسس مسبقا (PS)، ومتحسس مسبقا بعلاج السيكلوسبورين A (PS + CsA). أظهرت مجموعة NS، التي أظهرت متوسط بقاء على قيد الحياة في اللوغرافات 6.8 ± 0.7 يوم، عدم زيادة في مستويات DSA في المصل وصبغة C4d السلبية خلال أربعة أيام بعد زراعة القلب (CT)، مما يشير إلى مرض يهيمن عليه رفض الخلايا الحاد. أسست هذه الدراسة نموذج مقاومة الحمض النووي الحاد من خلال تحسس المتلقين بزراعة الجلد (ST) قبل أسبوع من التصوير المقطعي، مما أدى إلى تنشيط الجهاز المناعي مسبقا. نجح هذا النهج في تحفيز نمط مضاعف AMR شديدا، كما يتضح من بقاء قصير على اللوغراف 2.8 ± 0.4 يوم، وارتفاع كبير في مستويات DSA-IgG بعد ST وبعد التصوير المقطعي، والعلامات المرضية المبكرة لالتهاب الأوعية الدموية وترسيب C4d المكثف خلال 12 ساعة من الأشعة المقطعية. ومع ذلك، فإن شدة هذا النموذج الشديدة تحد من تطبيقه الأوسع. لتقليل تنشيط الخلايا التائية المتزامن الناتج عن ST وتحديد نموذج أكثر تحديدا لمقاومة AMR الحادة، أعطيت هذه الدراسة السيكلوسبورين A. وبالتالي، أظهرت مجموعة PS + CsA وقت بقاء على الطيران اللوغرافي 5.2 ± 0.4 يوم. كانت مستويات DSA-IgG في المصل مرتفعة بشكل ملحوظ بحلول اليوم السابع بعد التصوير المقطعي وظلت مرتفعة خلال خمسة أيام بعد التصوير المقطعي. أكد التقييم المرضي في اليوم الثاني بعد التصوير المقطعي الالتهاب الوعائي الوعائي الكبير وترسيب C4D، وهما نتائج تلبي معا معايير التشخيص لحدوث مقاومة التصلب المقاومي المقاوم الحدة الحادة متوسطة الشدة. في الختام، أسست هذه الدراسة نموذجا عمليا وقابلا للترجمة للفأر لمقاومة الحمض النووي الحاد بعد الأشعة المقطعية، ويتميز بإنتاج قوي لتحليل الحمض الدوعي، والتغيرات المرضية المميزة، وبقاء متوسط في المضوط.

المقدمة

تظل زراعة القلب (CT) العلاج القياسي الذهبي لأمراض القلب في المرحلة النهائية1. على الرغم من أن متوسط البقاء بعد الزراعة يتجاوز الآن 13 سنة، إلا أن فشل الطعم طويل الأمد لا يزال أمرا حتميا2. يعد رفض الأجسام المضادة (AMR) سببا رئيسيا في فقدان الطعم المتأخر بعد الأشعةالمقطعية 3. أظهرت الدراسات أن معدل فقدان الطعم بسبب AMR يتجاوز المعدل الناتج عن رفض الخلايا التائية، وخطر فشل الطعم في AMR المتأخر يكون تقريبا ضعف خطر AMR المبكر 4,5. لذلك، فإن التعرف المبكر والتدخل في الوقت المناسب على مقاومة الطعوم المقاوم المقاوم أمران حاسمان لتحسين بقاء الطعم.

يتم دفع مقاومة المقاومة المضادة بواسطة الأجسام المضادة الخاصة بالمتبرع (DSA)، التي تسبب فشل الطعم من خلال تنشيط المكملات، والالتهاب الوعائي، والإصابة الإقفاري6. ارتباط DSA بطانة الأوعية الدموية يبدأ تلف البطانة، ويعزز التجلط، ويحفز استجابات التهابية حادة ومزمنة. تشمل الآليات الرئيسية للإصابة التي تتوسط DSA مسارات سمية خلوية تعتمد على المكملة ومسارات سمية الخلايا المعتمدة على الأجسام المضادة7. على الرغم من تطوير علاجات مستهدفة مثل الأجسام المضادة المضادة لفيتامين C5 eculizumab وعامل استنزاف الخلايا B ريتوكسيماب، إلا أن النتائج السريرية في AMR في المراحل المتأخرة لا تزال غير مرضية 7,8,9. لذلك، فإن المزيد من التحقيق الميكانيكي باستخدام نماذج الحيوانات الحادة ضروري لفهم تطور المرض بشكل أفضل وتحديد أهداف علاجية جديدة.

نموذج التصوير المقطعي المقطعي غير المتجانس الوعائي للفأر هو منصة راسخة لدراسة الأشعة المقطعية، خاصة في إصابات ورفض نقص التروية والتروية10،11،12. عادة ما يتم مراقبة وظيفة الطعم من خلال اللمس اليومي لشدة ضربات القلب، مما يعكس الحالة الوظيفية ويحدد فشل الطعم13. ومع ذلك، غالبا ما تفشل النماذج التقليدية في اكتشاف ظهور مقاومة المضادة بعد فترة وجيزة من الزراعة، وبالتالي تتطلب تحسيسا مسبقا لتحفيز تكوين DSA وتحفيز مقاومة المقاومة المقاومة الدماغية الحادة. علاوة على ذلك، تختلف سلالات الفئران في التفاعل المناعي؛ على سبيل المثال، تظهر فئران C57BL/6 تنشيط أقوى للمكملات، بينما تفضل فئران BALB/c استجابات مائلة ل Th214,15. وبالتالي، فإن كل من استراتيجية التحسس المسبق واختيار الإجهاد من المستلم هما من المحددين الحاسمين لأداء النموذج.

في دراسات سابقة، استخدم فريق الدراسة سلالات فئران مختلفة لزراعة الكلى بعد زراعة الجلد، وأسس نموذج AMR، وحلل خصائصه، محققا خبرة كبيرة 16,17,18. في عام 2021، أسس هذا الفريق أيضا نموذج فأر AMR حاد ناتج عن ST في الأشعة المقطعية للأبحاث الأساسية، والذي أظهر استقرارا عاليا19. على عكس التعزيزات المبدئية غير الفعالة نسبيا عبر نقل الدمالألوجيني 20 أو تسريب الخلايا اللمفاويةالطحالية 21 الأكثر تعقيدا واستهلاكا للوقت، يقدم ST بروتوكول تحسيس قوي ومستقر وأبسط. يسهل هذا النموذج الكشف المبكر بعد الزراعة عن ارتفاع مستويات DSA في المصل وإصابة الطرافات المرئية الملحوظة الناتجة عن AMR الحاد، مما يجعله مناسبا بشكل خاص للدراسات التدخلية على AMR الحاد. ومع ذلك، فإن مقاومة المقاومة الدماغية الحادة الناتجة عن العدوى عادة ما تكون شديدة، حيث تسبب ضررا كبيرا في الأنسجة غالبا ما يخفي تقدم الإصابة المزمنة. تهدف هذه الدراسة إلى تقديم وصف مفصل للمنهجية والإجراءات المستخدمة لتأسيس هذا الوضع، وتحليل الخصائص المناعية والمرضية للنموذج، وتلخيص التجارب العملية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت جميع التجارب الحيوانية وفقا للوائح إدارة الحيوانات التجريبية في قوانغدونغ، وإعلان هلسنكي، ومبادئ 3Rs. تمت الموافقة على البروتوكول التجريبي من قبل لجنة شركة قوانغتشو جينيو للتكنولوجيا الحيوية المحدودة (رقم الموافقة JENNIO-IACUC-2024-A027). تم الحصول على فئران ذكرية من نوع Balb/c وC57BL/6 (عمرها 6-8 أسابيع، تزن 20-25 جرام)، جميعها من فئة خالية من مسببات الأمراض المحددة (SPF)، من مصدر تجاري. تم تفصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة في جدول المواد.

1. تحضير الحيوانات

  1. ضع الفأر من درجة حماية الحماية في نظام منشأة الحيوانات المناسب.
  2. قسم الفئران إلى ثلاث مجموعات تجريبية كما هو موضح في الشكل 1
    1. المجموعة غير المتحمسة (NS): استخدم فئران Balb/c كمتبرعين وفئران C57BL/6 كمتلقي للأشعة المقطعية.
    2. المجموعة المجهزة مسبقا (PS): استخدم فئران Balb/c كمتبرعين وفأر C57BL/6 كمتلقي للعلاج المقطعي المقطعي، تليها الأشعة المقطعية بعد أسبوع.
    3. مجموعة A متحسنة مسبقا + سيكلوسبورين (PS + CsA): استخدم فئران Balb/c كمتبرعين وفأر C57BL/6 كمتلقي للسيكلوسبورين، تليها الأشعة المقطعية بعد أسبوع. من يوم الزراعة العصي، يتم حقن الفئران المتلقية تحت الجلد بفيتامين CsA بجرعة 2 ملغ/(كجم·يوم) حتى فشل الطعم أو جمع عينة الطعم.

2. التحضير قبل العملية

  1. تأكد من عدم حرمان الفئران المتبرعة من الطعام أو الماء قبل الجراحة، بينما تصوم الفئران المتلقية لمدة 8 ساعات دون حرمان من الماء.
  2. التخدير
    1. ضع الفأر في غرفة تحفيز التخدير للتحفيز (تركيز الإيزوفلوران: 3٪-4٪؛ معدل التدفق: 300-500 مل/دقيقة) (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). اهز غرفة الحث للتحقق مما إذا كان الحيوان مخدرا بالكامل.
      ملاحظة: إذا قلب الحيوان على جانبه ولم يحاول العودة إلى وضعية الاستلقاء، فهذا يشير إلى تخدير كامل.
    2. بعد ضبط تركيز الصيانة على منصة الجراحة، أخرج الفأر من غرفة الحث، وثبت أنفه في قناع التخدير (تركيز الإيزوفلوران: 1.0٪-2.5٪؛ معدل التدفق: 100-200 مل/دقيقة)، وتحقق مما إذا كان الفأر مخدرا بالكامل (اضغط على الكف أو الذيل بإصبع؛ إذا لم يكن هناك استجابة، فهذا يشير إلى تخدير كامل).

3. التحسس المسبق عبر ST (للمجموعتين 2 و3)

  1. حصاد جلد ذيل المتبرع
    1. عقم جلد ذيل الفئران المتبرعة المخدرة بنسبة 75٪ كحول.
    2. استخدم مشرط لبتر الذيل (عند الثلث البعيد)، ثبت الجذع بالملقط في اليد اليسرى، واستخدم المشرط في اليد اليمنى لقطع الجلد بين عروق الذيل، كاشفا عن الوتر الأبيض الأساسي. ثم، ثبت عظم العصعص بالملقط، واستخدم ملقط منحني لتثبيت الجلد عند الشق، وقم بإزالته بحذر.
    3. ضع الجلد المقشر في كأس يحتوي على محلول ملحي مثلج معقم، مع توجيه النسيج للأعلى. اقطع قطعة جلد بطول 1.0 سم × 1.0 سم لاستخدامها لاحقا.
  2. ST الظهري المستلم
    1. احلق فراء المنطقة الظهرية للفئران المخدرة باستخدام مقص شعر، وتعقيم بالكحول بنسبة 75٪، ووضع ستارة معقمة.
    2. استخدم مشرطا لشق الجلد، أمسك حواف الجلد بملقط مسنن، واقطع قطعة من الجلد أكبر قليلا من 1.0 سم × 1.0 سم باستخدام مقص الأنسجة لصنع سرير الطعم.
    3. ضع طعم جلد الفأر المتبرع على سرير الطعم بحيث يكون جانب النسيج للأسفل. بعد تقليم الطعم، قم بخياطة جلد المتبرع بجلد المتلقي تحت المجهر باستخدام 8-0 خيط نايلون، لضمان وضع جلد المتبرع بشكل متساو على سرير الطعم.
    4. غط الجرح بضمادة لاصقة معقمة، وضع الفأر في قفص داخلي بعد أن يستعيد وعيه.

4. CT

  1. حصاد القلب من المتبرع
    1. احلق فراء الصدر والبطن للفئران المتبرعة المخدرة باستخدام مقص الشعر، وتعقيم بنسبة 75٪ كحول، ووضع ستائر معقمة.
    2. قم بعمل شق بطني في منتصف الخط باستخدام مشرط، كاشفا الجزء العلوي من الوريد الأجوف السفلي، وحقن 1 مل من محلول ملحي بارد 50 U/mL (4 °C) في الوريد الأجوف السفلي باستخدام حقنة.
    3. استخدم مقص الأنسجة لفتح تجويف الصدر وكشف القلب. عزل الشريان الأبهر الصاعد واقطعه قبل أول فرع له؛ عزل الشريان الرئوي وقطعه عند انفصاله؛ ربط الوريد الأجوف السفلي والنسيج الضام عند الحافة الرئوية باستخدام 6-0 غرز غير معرضة للصدمات؛ اقطع النسيج البعيد عند موقع الربط باستخدام مقص الأنسجة وقم بإزالة القلب.
    4. ضع القلب المحصود بسرعة في 2 مل من محلول سيترات الأدينين عالي التوتر (HCA) وخزنه في خليط ماء مثلج لاستخدامه لاحقا. قتل الفأر المتبرع باستخدام طريقة خلع عنق الرحم.
  2. التصوير المقطعي للمستلم
    1. احلق فراء بطن الفئران المخدرة باستخدام مقص الشعر، وتعقيم بنسبة 75٪ كحول، ووضع ستارة معقمة.
    2. ارفع الجلد باستخدام الملقط المسنن وقم بعمل شق منتصف في جدار البطن من عملية الزايفوئيد إلى قاعدة المثانة باستخدام مقص الأنسجة. ضع شاشا معقما ورطبا على جانبي الجرح لحمايته.
    3. استخدم عشايات قطنية معقمة لدفع حلقات الأمعاء إلى الجانب الأيمن من الشق ولفها بشاش رطب. بعد تشريح الصفاق بشكل مباشر، كشف الوريد الأجوف السفلي والأبهر البطني، ربط الأوردة القطنية، واستخدم مشبك وعائي لإيقاف تدفق الدم إلى الأطراف البعيدة والقريبة من الشريان الأبهر والوريد الأجوف.
    4. تحت المجهر، استخدم المقص الدقيق لقطع جدار الوريدي بحوالي 2 مم، مطابقا لقطر الشريان الرئوي القلبي المتبرع؛ وبالمثل، اقطع جدار الشريان بمقدار 1-2 مم، ليتناسب مع قطر الشريان الأبهر الصاعد في القلب المتبرع.
    5. خذ قلب المتبرع وقم بإجراء تشريح من طرف إلى جانب بين الشريان الرئوي القلبي للمتبرع والوريد الأجوف السفلي للمتلقي باستخدام غرز غير مؤلمة 12-0. وبالمثل، قم بإجراء تشريح من طرف إلى جانب بين الشريان الأبهر القلبي الصاعد للمتبرع والشريان الأبهر البطني للمستلم (عند ربط العقدة الأخيرة، استخدم محلول ملحي لطرد الهواء من التلومين؛ وقم بقطره محلول ملحي بدرجة 4 °C بشكل متقطع على سطح قلب المتبرع أثناء التشريح لتبريده).
    6. حرر المشبك الوعائي وأعد إمداد الدم إلى القلب (يظهر ملء طبيعي للشرايين التاجية، ويتحول القلب إلى اللون الوردي، ويستأنف النبض خلال دقيقة إلى دقيقتين). بعد إعادة إدخال الحلقات المعوية، أغلق تجويف البطن بغرز نايلون 4-0.
      ملاحظة: إذا تجاوز النزيف أثناء العملية 0.5 مل، أعط محلول ملحي طبيعي تحت الجلد للحفاظ على حجم السوائل.
    7. بعد العملية، ضع الفئران على منصة تسخين بدرجة حرارة 37 درجة مئوية للمراقبة. بمجرد أن يستعيد الفأر المستلم وعيه، أعده إلى قفص السكن. يستأنف الفأر الأكل والشرب بشكل طبيعي بعد العملية.

5. الرعاية والمراقبة بعد العملية

  1. ملاحظة الحالة العامة
    1. تأكد من مراقبة حالة ألم الفأر يوميا بعد الجراحة، سواء كان هناك انخفاض في الشهية، أو انخفاض في النشاط، أو لعق أو خدش مفرط للجرح، أو زيادة في العدوانية.
    2. تأكد من المراقبة اليومية للجرح بعد الجراحة من خلال فحص الاحمرار أو التورم أو الأعراض المفرزة أو العدوى القذية. إذا لزم الأمر، نظف وتعقيم الجرح.
  2. ملاحظة بقاء الطعم القلبي
    1. تأكد من المراقبة اليومية واللمس لفحص وتسجيل قوة ضربات القلب المزروعة. إذا لزم الأمر، قم بتخدير الفأر وعمل شق لمراقبة خفقان القلب.
      ملاحظة: عندما يتوقف نبض القلب المزروع تماما، يسجل ذلك كفشل في الطعم، ويسجل وقت البقاء.

6. تقييمات ما بعد العملية

  1. كشف مستوى DSA
    1. في مجموعة NS، احصل على عينات دم في الأيام 0 و4 و7 بعد العملية بعد التصوير المقطعي لمراقبة مستويات DSA بعد الزراعة. في مجموعة PS، يجمع عينات في الأيام 0 و4 و7 بعد ST وفي اليومين 1 و3 بعد الأشعة المقطعية لتقييم ديناميكيات DSA بعد التحسس المسبق. في مجموعة PS+CsA، اجمع الدم في الأيام 0 و4 و7 بعد ST وفي الأيام 1 و3 و5 بعد CT لتقييم تأثيرات CsA على مستويات DSA.
    2. قم بطرد مركزي عينة الدم الكاملة من الفأر المستقبل وجمع المصل (2000 × ج، 10 دقائق، 4 درجات مئوية); قم بتخفيف المصل 10 مرات باستخدام PBS وحضنه بخلايا طحال الفئران المتبرعة على درجة حرارة 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
    3. بعد الطرد المركزي عند 350 × جرام و4 درجات مئوية لمدة 5 دقائق، تخلص من السوبرناتان. اغسل الخلايا بسحب أنبوب بلطف بمقدار 1 مل من PBS، وكرر هذه الخطوة مرتين بعد الطرد المركزي التالي.
    4. حضن الخلايا بأجسام مضادة مضادة للفئران (FITC) وIgG مضادة للفئران (FITC) والجسم المضاد IgM المضاد للفئران الفيكوإيريثرين (PE) عند 4 درجات مئوية لمدة ساعة واحدة.
    5. بعد غسل الخلايا ب PBS، أعد تعليقها إلى تركيز 5 × 106 /مل.
    6. استخدم قياس تدفق الخلايا للكشف عن الجسمين المضادين بشكل منفصل وتحليل متوسط شدة الفلورة (MFI) لتقييم مستويات DSA (IgG، IgM) في الفأر المستقبل (إعدادات المعلمات: احصل على 10,000 حدث للتحليل). استخدم FSCA مقابل SSCA لاستبعاد الحطام، ثم طبق FSCA مقابل FSCH لإزالة الدوبلت. أضف تحكم سالب وضبط جهد كل قناة لوضع السكان السالبين ضمن نطاق 100 إلى 101 .
  2. الفحص النسيجي المرضي لطعم القلب
    1. اجمع الطعوم في الساعة 6 ساعات، 12 ساعة، يوم واحد، يومين، 3 أيام، 4 أيام، و5 أيام بعد الأشعة المقطعية. بعد الجمع، ثبت الطعوم في بارافورمالديهايد بنسبة 4٪، ثم غرس بشكل روتيني في البارافين، ثم قطع، وصبغ بالهيماتوكسيلين-إيوزين (H&E). راقب التغيرات المرضية للطعوم تحت مجهر ضوئي بقوة 400x.
  3. تلوين C4d
    1. قم بتقطيع العينات المدمجة بالبارافين إلى أقسام بحجم 4 ميكرومتر، ثم تسطيح الأقسام في الماء عند درجة حرارة 42 درجة مئوية، وجففها في الفرن على حرارة 60 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
    2. قم بإزالة البارافين وترطيب الأنسجة باستخدام زيلين I، وزيلين II، والإيثانول، والماء منزوع الأيونات بشكل متسلسل.
    3. اغمر الأقسام في محلول استرجاع مستضدات EDTA، وسخن على حرارة 95-100 درجة مئوية لمدة تقارب 15 دقيقة، ثم برد إلى درجة حرارة الغرفة.
    4. حضن الأقسام بمحلول بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 3٪ في درجة حرارة الغرفة لمدة 10-15 دقيقة لتعطيل بيروكسيداز الداخلي.
    5. قم بتخفيف الأجسام المضادة المضادة للC4d (1:200) بمخفف الأجسام المضادة وحضن الأقسام عند 4 درجات مئوية خلال الليل. بعد الحضانة، اغسل الأقسام ب PBS.
    6. أضف الأجسام المضادة الثانوية المقابلة وحضن في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة، ثم اغسله باستخدام PBS.
    7. أضف محلول الكروموجين DAB وحضنه في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 ثانية للتلوين.
    8. قم بإجراء التلوين العكسي باستخدام الهيماتوكسيلين، وجففه بالإيثانول، وغمره في الزيلين، وركب الريزن المحايد.
    9. راقب نتائج التلوين للطعوم تحت مجهر ضوئي بقوة 400x.

7. التحليل الإحصائي

  1. استخدم متوسط ± انحراف معياري لعرض جميع البيانات.
  2. استخدم اختبار t للمقارنات الجماعية للبيانات المستمرة مع توزيع طبيعي، بينما استخدم اختبار مان-ويتني U للمقارنات الجماعية للبيانات المستمرة التي لا تتبع توزيعا طبيعيا.
  3. استخدم تحليل كابلان-ماير لمقارنة زمن بقاء الطيور القلبية بين المجموعات.
  4. استخدم الإصدار 27.0 من SPSS لتحليل جميع البيانات إحصائيا، واعتبر قيمة P <0.05 ذات دلالة إحصائية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

زمن البقاء على قيد الحياة في الطواف القلبي
عند تأسيس نموذج الفأر بنجاح، تم تقييم أوقات بقاء الطعم عبر المجموعات باستخدام تحليل كابلان-ماير. كما هو متوقع، أظهرت فئران مجموعة PS متوسط بقاء أقصر بشكل ملحوظ لطيور القلب مقارنة بتلك في مجموعة NS (2.8 ± 0.4 يوم مقابل 6.8 ± 0.7 يوما، P < 0.01)، ويعزى ذلك إلى AMR الحاد. لتسهيل التقييم المستقبلي للاستراتيجيات العلاجية لعلاج AMR الحاد، تم إعطاء CsA لإطالة بقاء الطيور المضطربة وتوسيع نافذة العلاج. أظهرت النتائج أن مجموعة PS + CsA...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

حاليا، لا تزال علاجات مقاومة الحمض النووي المقاومي في المراحل المتأخرة غير فعالة، وتفتقر طرق موثوقة لتشخيصه المبكرإلى 22،23،24،25. لمعالجة هذه الفجوة، أنشأت هذه الدراسة نموذج فأر AMR حاد لتسهيل التحقيق الميكانيكي. تم تثقيم المتلقين مسبقا ب ST وتم إعطاؤهم CsA لقمع aTCMR المصاحب. أظهر التحليل المرضي أن الطيور التلبية في مجموعة PS+CsA طورت آفات نموذجية لمقاومة مقا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

وقد دعمت هذه الدراسة المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82200847)، ومشروع العلوم والتكنولوجيا في مدينة قوانغتشو (رقم 2024A03J0765)، وصندوق أبحاث العلوم الطبية في قوانغدونغ (رقم A2025268).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الأجسام المضادة أحادية النسيلة المضادة للC4Dهيكولت بيوتيك (هولندا)HP8034للكيمياء المناعية النسيجية (اكتشاف ترسيب المتملاء)
مجموعة كاملة من أدوات الجراحة المجهريةشركة قوانغتشو تشيهوا للمعدات الطبية المحدودةيستخدم لإجراء جراحة زراعة قلب الفأر
المجهر الجراحي المجسم بالتكبير المستمرشركة بكين تشونغتيان قوانغتشنغ للتكنولوجيا المحدودة.TS-39NKيستخدم لإجراء جراحة زراعة قلب الفأر
السيكلوسبورين أنوفارتيس للأدوية (سويسرا)H20100673يستخدم لتثبيط TCMR في الفئران المستقبلة
أجسام مضادة مضادة للفأر من FITC من نوع IgGأسطورة بيو (الولايات المتحدة الأمريكية)406001يستخدم في قياس التدفق الخلوي لمستويات DSA-IgG
مقياس التدفق الخلويبيكتون ديكنسون، الولايات المتحدة الأمريكيةBD FACScaliburيستخدم لتقييم مستويات DSA في المصل لدى الفئران المتلقية
الجسم المضاد IgM مضاد للفأر من PEأسطورة بيو (الولايات المتحدة الأمريكية)406507يستخدم في قياس التدفق الخلوي لمستويات DSA-IgM
نظام تخدير غازات الحيوانات الصغيرةشركة أنهوي تشنغهوا لمعدات الأجهزة الحيوية المحدودة.ZH-MZJمزود بإيزوفلوران للتخدير العام
مشابك بولدوغ الأوعائيةشركة روبوز للأدوات الجراحية.RS-5481Tيستخدم لمنع تدفق الدم أثناء زراعة القلب

المراجع

  1. Zhu, Y., et al. The Stanford experience of heart transplantation over five decades. Eur Heart J. 42 (48), 4934-4943 (2021).
  2. Truby, L. K., et al. Donation after circulatory death in heart transplantation: History, outcomes, clinical challenges, and opportunities to expand the donor pool. J Card Fail. 28 (9), 1456-1463 (2022).
  3. Yalcintas, A., et al. Risk factors of antibody-mediated rejection and predictors of outcome in kidney transplant recipients. Exp Clin Transplant. 18 (Suppl 1), 29-31 (2020).
  4. Everitt, M. D., et al. Clinical outcomes after a biopsy diagnosis of antibody-mediated rejection in pediatric heart transplant recipients. J Heart Lung Transplant. 44 (1), 82-91 (2025).
  5. Fernando, S. C., Polkinghorne, K. R., Lim, W. H., Mulley, W. R. Early versus late acute AMR in kidney transplant recipients - A comparison of treatment approaches and outcomes from the ANZDATA Registry. Transplantation. 107 (11), 2424-2432 (2023).
  6. Reed, E. F., et al. Acute antibody-mediated rejection of cardiac transplants. J Heart Lung Transplant. 25 (2), 153-159 (2006).
  7. Halverson, L. P., Hachem, R. R. Antibody-mediated rejection: Diagnosis and treatment. Clin Chest Med. 44 (1), 95-103 (2023).
  8. Coutance, G., et al. Intermediate-term outcomes of complement inhibition for prevention of antibody-mediated rejection in immunologically high-risk heart allograft recipients. J Heart Lung Transplant. 42 (10), 1464-1468 (2023).
  9. Piñeiro, G. J., et al. plasma exchange and immunoglobulins: An ineffective treatment for chronic active antibody-mediated rejection. BMC Nephrol. 19 (1), 261(2018).
  10. Lu, C., et al. Y4 RNA fragment alleviates myocardial injury in heart transplantation via SNRNP200 to enhance IL-10 mRNA splicing. Mol Ther. 33 (4), 1735-1748 (2025).
  11. Zhao, J., et al. Monotherapy with anti-CD70 antibody causes long-term mouse cardiac allograft acceptance with induction of tolerogenic dendritic cells. Front Immunol. 11, 555996(2021).
  12. Lin, C. M., Gill, R. G., Mehrad, B. The natural killer cell activating receptor, NKG2D, is critical to antibody-dependent chronic rejection in heart transplantation. Am J Transplant. 21 (11), 3550-3560 (2021).
  13. See, H. L. E., et al. Heart transplantation from brain dead donors: A systematic review of animal models. Transplantation. 104 (11), 2272-2289 (2020).
  14. Van Averbeke, V., et al. Host immunity influences the composition of mouse gut microbiota. Front Immunol. 13, 828016(2022).
  15. Leão, A. C., et al. Different responses involving Tfh cells delay parasite-specific antibody production in Trypanosoma cruzi acute experimental models. Front Immunol. 16, 1487317(2025).
  16. Liao, T., et al. In vivo attenuation of antibody-mediated acute renal allograft rejection by ex vivo TGF-β-induced CD4⁺Foxp3⁺ regulatory T cells. Front Immunol. 8, (2017).
  17. Zhao, D., et al. Triptolide inhibits donor-specific antibody production and attenuates mixed antibody-mediated renal allograft injury. Am J Transplant. 18 (5), 1083-1095 (2018).
  18. Zhao, D., et al. Mouse model established by early renal transplantation after skin allograft sensitization mimics clinical antibody-mediated rejection. Front Immunol. 8, 1356(2018).
  19. Ma, M., et al. Blockade of IL-6/IL-6R signaling attenuates acute antibody-mediated rejection in a mouse cardiac transplantation model. Front Immunol. 12, 778359(2021).
  20. Qian, Z., et al. Antibody and complement-mediated injury in transplants following sensitization by allogeneic blood transfusion. Transplantation. 82 (7), 857-864 (2006).
  21. Mang, Y., Zhang, S., Zhao, J., et al. Characteristics of pre-sensitization-related acute antibody-mediated rejection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Ann Transl Med. 10 (19), 1066(2022).
  22. Böhmig, G. A., et al. Antibody-mediated rejection - treatment standard. Nephrol Dial Transplant. 40 (8), 1615-1627 (2025).
  23. Massat, M., et al. Do anti-IL-6R blockers have a beneficial effect in the treatment of antibody-mediated rejection resistant to standard therapy after kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1641-1649 (2021).
  24. Nickerson, P. W. Rationale for the IMAGINE study for chronic active antibody-mediated rejection (caAMR) in kidney transplantation. Am J Transplant. 22 (Suppl 4), 38-44 (2022).
  25. Lee, B. T., Fiel, M. I., Schiano, T. D. Antibody-mediated rejection of the liver allograft: An update and a clinico-pathological perspective. J Hepatol. 75 (5), 1203-1216 (2021).
  26. Alegre, M. L., Atkinson, C., Issa, F., Valujskikh, A., Zhang, Z. J. Best practices of heart transplantation in mice. Am J Transplant. 25 (9), 1820-1829 (2025).
  27. Liu, Y., et al. Donor MHC-specific thymus vaccination allows for immunocompatible allotransplantation. Cell Res. 35 (2), 132-144 (2025).
  28. Charmetant, X., et al. Inverted direct allorecognition triggers early donor-specific antibody responses after transplantation. Sci Transl Med. 14 (663), eabg1046(2022).
  29. Ma, N., et al. Targeting TFH cells is a novel approach for donor-specific antibody desensitization of allograft candidates: An in vitro and in vivo study. Haematologica. 109 (4), 1233-1246 (2024).
  30. Charreau, B. Cellular and molecular crosstalk of graft endothelial cells during AMR: Effector functions and mechanisms. Transplantation. 105 (11), e156-e167 (2021).
  31. Nankivell, B. J., P'Ng, C. H., Shingde, M. Glomerular C4d immunoperoxidase in chronic antibody-mediated rejection and transplant glomerulopathy. Kidney Int Rep. 7 (7), 1594-1607 (2022).
  32. Manral, P., Caza, T. N., Storey, A. J., Beck, L. H. Jr, Borza, D. B. The alternative pathway is necessary and sufficient for complement activation by anti-THSD7A autoantibodies, which are predominantly IgG4 in membranous nephropathy. Front Immunol. 13, 952235(2022).
  33. Zarantonello, A., Revel, M., Grunenwald, A., Roumenina, L. T. C3-dependent effector functions of complement. Immunol Rev. 313 (1), 120-138 (2023).
  34. Hubler, F., et al. Discovery and characterization of a new class of C5aR1 antagonists showing in vivo activity. J Med Chem. 67 (5), 4100-4119 (2024).
  35. Luan, D., et al. FOXP3 mRNA profile prognostic of acute T cell-mediated rejection and human kidney allograft survival. Transplantation. 105 (8), 1825-1839 (2021).
  36. Carter, N. M., Pomerantz, J. L. Calcineurin inhibitors target Lck activation in graft-versus-host disease. J Clin Invest. 131 (11), e149934(2021).
  37. Notarantonio, A. B., et al. Differential clinical and immunological impacts of anti-T-lymphocyte globulin (ATLG) vs. anti-thymocyte globulin (ATG) in preventing graft-versus-host disease post-allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: A comparative study. Am J Hematol. 100 (4), 626-637 (2025).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

IgG C4d

مقالات ذات صلة