مقالة منهجية

نظام التمارين المنظم في ارتفاع ضغط الدم الرئوي - فشل البطين الأيمن في نموذج أوفين

DOI:

10.3791/70664

⸱

مايو 5, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 2Vanderbilt University, 3Department of Pulmonary Medicine, Vanderbilt University Medical Center, 4Department of Thoracic Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تصف هذه المخطوطة نظام التمارين المنظم الذي تم تطويره لدراسة تأثيرات التمارين على الفيزيولوجيا المرضية لارتفاع ضغط الدم الرئوي - فشل القلب في البطين الأيمن في نموذج أبيض الجسم.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

فشل القلب الأيمن (RHF) هو سبب رئيسي للمراضة والوفيات الناتجة عن ارتفاع ضغط الدم الرئوي (PH). لفهم أفضل للفيزيولوجيا المرضية وتبعات التوتر الناتج عن التمارين، طبقنا نظام تمارين لتوصيف هذا المرض بشكل أفضل باستخدام نموذجنا السابق من البويض لارتفاع ضغط الدم الرئوي المزمن - فشل البطين الأيمن (PH-RVF). لهذا الغرض، خضع ثمانية أغنام دورست المتقاطع لنموذج PH-RVF عبر ربط الشريان الرئوي الأيسر (LPA) والإغلاق التدريجي للشريان الرئوي الرئيسي (MPA) باستخدام كفة قابلة للنفخ. تم حفر خطوط ضغط الكفة والبطين الأيمن (RV) تحت الجلد إلى منفذ للوصول إليه. على مدى ثمانية أسابيع، خضع كل خروف لبرنامج تمارين أسبوعي وفحص الكفة (CC). تكون نظام التمرين من سرعات عمل وسرعات تعافي لمدة 10 دقائق لكل منهما. أثناء التمرين، كنا نستخدم كلا المنفذين لتحويل ضغط الكف، والديناميكا الدموية، وأخذ غازات الدم من RV. عند نهاية التمرين، تم نفخ كفة PA بمقدار 150-200 مم زئبق لزيادة الحمل اللاحق للRV. تم إجراء تجميع وغاز دم RV بعد عدة أيام من النفخ لتأكيد ضغط الكفة وضمان التعويض. على مدار ثمانية أسابيع، ظل SمقابلO 2 مستقرا نسبيا عند أقصى شدة في الأسبوع الأول مقابل الأسبوع الثامن: 62.7 ± 4.5٪ مقابل 69.8 ± 4.0٪ رغم زيادة RVSP من الأسبوع الأول إلى الأسبوع الثامن: 78 ± 8 ملم زئبق مقابل 96 ± 8 ملم زئبق. بالإضافة إلى ذلك، زادت المسافة المقطوعة من الأسبوع الأول إلى الأسبوع الثامن: 1390 ± 297 متر مقابل 1834 ± 189 متر، رغم زيادة ضغط الكفة في الصوت في الأسبوع الثامن إلى 777 ± 98 ملم زئبق. يشير هذا إلى أنه رغم زيادة الحمل اللاحق للRV، قد تساعد التمارين في الاستجابة التكيفية والتعويض عن التمرين في بيئة PH-RVF. يوفر هذا النظام الرياضي معلومات جديدة حول تأثيرات التمارين في PH-RVF ويتيح دراسات معقدة لفسيولوجيا التمرين في نموذج حيواني كبير لPH-RVF.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ارتفاع ضغط الدم الرئوي (PH) هو مرض معقد يسبب مجموعة واسعة من الأعراض. يمكن أن تكون الأعراض خفيفة، مثل ضيق التنفس وعدم تحمل التمارين، إلى شديدة، مثل تدهور التنفس وفشل البطين الأيمن الظاهر (RVF). مع زيادة الحمل اللاحق للقلب الأيمن، يبدأ البطين الأيمن (RV) في التوسع، مما يسبب خللا في الوظائف الانقباضية وتقليل نسبة القذف. هذا التفاوت في الطلب والإنتاج القلبي يجعل الأنشطة اليومية والتمارين لا تطاق، مما يؤدي إلى تدهور جسدي وعقلي. سابقا، كان يعتقد أن التمارين في بيئة ارتفاع ضغط الدم الرئوي ضارة2. مؤخرا، أظهرت العديد من الدراسات أن برنامج إعادة التأهيل الرئوي مع ممارسة الرياضة يمكن أن يقلل من ضيق التنفس ويحسن جودة الحياة بشكل عام جسديا وذهنيا 2,3,4. ومع ذلك، اقتصر دراسة التمارين على مرضى الحموضة الحموضة على من يعانون من مرض مستقر بسبب احتمال حدوث تدهور في القلب والرئة.

التراجع السريع هو مضاعفة مخيفة في PH-RVF. بعض الأشخاص المصابين بالحموضة قد يحظون بفترة تعويض كاف ولديهم أعراض خفيفة فقط، مع حدوث فقدان التعويض تدريجيا على مدى أشهر إلى سنوات. وآخرون، للأسف، قد يعانون من ارتفاع ضغط الريفريوم الشديد وقد يتراجعون بسرعة مع أي نوع من الجهد. يمكن أن تزيد التمارين من تفاقم المرض وتسبب انهيار سريع في القلب والرئة بسبب دورة من زيادة الطلب الأيضي على العربة الطويلة، وانخفاض نسبة القذف، واستمرار نقص التروية في القناة الريكية. وهذا مضاعفة خطيرة جدا لأن المرضى الذين يصابون بالتهاب الويد الرضعي التعويضي يحتاجون إلى دخول المستشفى وتصل معدلات الوفاة إلى 40٪5. يمكن أن يؤثر الحموضة الحموضة على الأشخاص من جميع الأعمار، حيث تتطور معظم الحالات من أمراض القلب الأيسر (المجموعة 2) وأمراض الرئة (المجموعة 3). في حالات نادرة، يمكن أن يتطور الحموضة الحموضة من أسباب مجهولة السبب، وهي أكثر شيوعا لدى الإناث في العقد الرابع من حياتهن (المجموعة 1)6. بينما يمكن تخفيف تقدم المرض بالإدارة الطبية، لا يوجد علاج دوائي نهائي. بمجرد وصول المرضى إلى المرحلة النهائية من RVF، يكون العلاج الوحيد النهائي هو زراعة الرئة أو القلبوالرئة 7.

بسبب المرض والوفيات الناتجة عن الحموضة الحموضة والخلفيات اللاحقة، أنشأنا سابقا نموذجا سريريا لعلاج PH-RVF في الأغنام لتطوير علاجات جديدة8. في هذا النموذج، قمنا بربطها الشريان الرئوي الأيسر (LPA) ووضعنا كفة قابلة للنفخ تعمل كحاجز وعائي حول الشريان الرئوي الرئيسي (MPA). على مدار 8 أسابيع، زدنا الضغط داخل هذا الكفة لتقليل تدفق الدم عبر الشريان الرئوي الرئيسي لزيادة الحمل اللاحق للRV وتحفيز إعادة تشكيل RV. وقد تم تطوير هذا النموذج الآن بشكل أكبر من خلال دمج نظام تمارين لدراسة التفاعل بين الحموضة الحموضة والتمرين بشكل أفضل. يتميز هذا البروتوكول بأنه يلتقط التغيرات في المعايير الديناميكية الدموية مثل ضغط الانقباض في البطين الأيمن (RVSP) ومعدل ضربات القلب (HR) في الوقت الحقيقي. تم استخدام دم RV كبديل للدم الوريدي المختلط لتحليل التغيرات في SvO2 لمقارنة استخراج الأكسجين بسرعات تمارين مختلفة. يتم توضيح نظام التمارين وطرق جمع البيانات أدناه كمصدر للباحثين لتطوير فهم أفضل للفسيولوجيا المرضية المعقدة ل PH-RVF.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وافقت لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في مركز جامعة فاندربيلت الطبي على البروتوكول التالي. تم إجراء الإجراءات الموصوفة وفقا لدليل المجلس الوطني للبحوث الأمريكية لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية9. جميع الأغنام كانت من نوع دورست المتقاطع من الإناث، ووزنها بين 55–65 كجم، وتتراوح أعمارها بين سنة وسنتين. انظر الشكل 1 للجدول الزمني الكامل للنظام وبروتوكول جلسة التمرين.

1. التكيف على جهاز المشي

  1. بعد الحجر الصحي المناسب داخل المنزل وقبل الجراحة، ابدأ التكيف مع جهاز المشي.
  2. انقل الأغنام إلى غرفة التمارين عبر قفص النقل.
  3. ضع الحمامة على الخروف ووجهها برفق إلى جهاز المشي.
  4. بعد أن يشعر الخروف بالراحة، اجعل الخروف يضع ساقيه الأمامية على صندوق جهاز المشي ويربط الحبل بمقدمة جهاز المشي.
  5. شغل جهاز المشي، وقم بتدوير المؤشر السريع إلى أدنى نقطة له وهي 10، وشجع الأغنام على الطعام المعتمد من الحيوانات.
  6. أثناء تشغيل جهاز المشي، يجب أن تتحرك فقط أرجل الخروف الخلفية لأن الأرجل الأمامية تستند على صندوق جهاز المشي (فيديو تكميلي 1).
  7. بعد دقيقة من المشي، أطفئ جهاز المشي. كرر تشغيل جهاز المشي ومشي الأغنام لمدة دقيقة، وزيادة السرعة إلى 30.
  8. كرر الخطوات 1.2–1.7 مرتين إلى ثلاث مرات قبل الجراحة.

2. النموذج الجراحي لبدء نموذج PH-RVF

  1. راجع منشورنا السابق الذي يقدم تفاصيل عن هذه الجراحة، بالإضافة إلى الصيانة الدورية وتعديل القياس لجهاز PAكفة 8. ومع ذلك، يتضمن هذا البروتوكول الخطوات الرئيسية في هذه الجراحة الأولى حتى يتمكن القارئ من وضعها في سياقها أثناء التمرين.
  2. التعرض الجراحي
    1. أجر عملية صغيرة لفتح الصدر الأمامي الأيسر.
    2. اسحب الرئة اليسرى وشق التامور طوليا لكشف الهياكل الرئيسية: البطين الأيمن والشريان الرئوي.
  3. ربط LPA ووضع انسداد MPA
    1. قم بتحليل حول القاعدة الرئيسية وعزله.
    2. اتبع الميكروفون الرئيسي إلى التفرع لكشف LPA. ثم عزل وربط LPA بشريط السرية.
    3. ضع مسبار السيليكون القوي القوي ومجسات تدفق الأوعية حول المحيط بالأوعية الدموية حول منطقة MPA. يشار إلى هذا الانسداد أيضا باسم كفة PA.
  4. خط ضغط المركبات الترفيهية
    1. اتبع الشريان المحيط الهادئ عبر جدار خروج القناة الحرة لمنطقة RV لتحديد موقع RV.
    2. اختر موقعا يمكن فيه تثبيت خط ضغط في وسط المركبة. سيستخدم هذا الخط لتحويل ضغط المركبات الترفيهية وأخذ عينات من غازات الدم.
      ملاحظة: غاز الدم المأخوذ من المركبة السكنية سيعمل كغاز وريدي مختلط بديل. بينما الدم من الالتهاب الوريدي هو دم وريدي مختلط حقيقي، فإن دم RV هو أيضا مزيج من الدم من الدورة الدموية الجهازية والجيوب التاجية. في غياب المناورة داخل القلب، يكون الفرق بين SمقابلO2 من مصدر PA أو RV ضئيلا10,11.
  5. حفر الميناء
    1. انقل ضغط RV وخطوط انسداد PA عبر فراغ بين الأضلاع أسفل الشق والنفق في الطبقة تحت الجلد إلى الظهر الأيسر للخروف.
    2. اربط كلا الخطين بمنفذين منفصلين وثبت المنافذ تحت طبقة من الأنسجة تحت الجلد. منفذ الصوت سيكون أقرب إلى الرأس ومنفذ RV أقرب إلى الذيل.

3. التعافي بعد العملية

  1. اسمح للخراف بالتعافي لمدة أسبوع بعد العملية مع إدارة الألم المناسبة والمضادات الحيوية حسب البروتوكول.
  2. بمجرد أن يتعافى الخروف بشكل مناسب، تابع أول جلسة تمرين.

4. استعد لجلسة التمرين وفحص الكفة

  1. قم بعمل تفريغ هيبارين الذي سيحتاجه لتشغيل خط العربات المتنقلة.
    1. احصل على 3 قطرات محلول ملحي طبيعية.
    2. أزل 1 مل من المحلول الملحي الطبيعي من التدفقات.
    3. أضف 1 مل من الهيبارين (1000 وحدة) إلى الحقن.
    4. كرر هذه العملية لعمل 3 تدسحات.
  2. جمع الإمدادات لعينات غازات الدم، وجهاز لجمع البيانات، وعينات مخبرية.
    1. جهز حقنتين بسعة 10 مل: واحدة ستستخدم للنفايات، والأخرى لإزالة 10 مل من الدم للمختبرات (CBC، CMP).
    2. جهز خمس حقن بحجم 1 مل لعينات غازات الدم ليتم تشغيلها على جهاز غاز الدم الشرياني المختار.
  3. أعط الهيبارين والألتيبلاز.
    1. استخدم حقنة بسعة 5 مل لسحب 5 مل من الهيبارين (5000 وحدة) ليتم استخدامها لقفل خط العربة في نهاية التمرين أو لفحص الكفة لمنع التجلط.
    2. لن يكون هناك حاجة لألتيبلاز إلا إذا كان خط RV قد تجمع أو تم تخميد شكل الموجة.
    3. إذا كانت هناك حاجة إلى ألتيبلاز، فسيحتاج إلى إعادة تشكيله ب 2.2 مل من الماء المعقم لإنتاج 2 ملغ من الألتيبلاز.
  4. قم بإعداد وصول خط الذراع (الشكل 2) في الذراع.
    1. احصل على حقنة واحدة بسعة 1 مل وحقنة واحدة بسعة 5 مل.
    2. باستخدام إبرة صغيرة (20–22 جرام)، املأ كلا المحقنين بمحلول ملحي عالي التوتر. استخدم حقنة 1 مل لنفخ الكفة وحقنة 5 مل لتمهيد الخط.
    3. احصل على محول ضغط وقم بتوصيل طرف أنبوب الضغط الأنثوي من أنبوب الضغط (على الأقل 36 بوصة) بطرف اللور الذكري من المحول.
    4. تأكد من أن طرف لوير السفلي من المحول مغلق (الشكل 2A).
    5. اربط الطرف الذكري من أنبوب الضغط بوصلة لوير الأنثوية التي تحتوي على غطاء أبيض على صمام توقف ثلاثي الاتجاهات.
    6. وصل إبرة هوبر 22 جيجابايت إلى الطرف الذكوري من صمام التوقف ثلاثي الاتجاهات.
    7. باستخدام حقنة 5 مل من محلول ملحي فائق التوتر، وصل إلى منفذ محول الضغط وافتحه على مجموعة إبر هوبر.
    8. اغسل خط الضغط وإبرة هوبر حتى يخرج محلول ملحي عالي التوتر من الإبرة.
    9. قم بتدوير صمام الإيقاف ثلاثي الاتجاه نحو إبرة هوبر لقفل صمام التوقف لضمان عدم دخول الهواء إلى الحبل للوصول إلى كفة الصوت (الشكل 2B). قم بتدوير صمام الإيقاف ثلاثي الاتجاه نحو الغطاء الأزرق لفتح الوصول إلى السوار (الشكل 2C).
  5. قم بإعداد وصول خط العربة الترفيهية.
    1. أزل 2 مل من المحلول الملحي العادي من كيس محلول عادي بسعة 1 لتر وأضف 2 مل من الهيبارين (2000 وحدة) ليصبح تركيز إجمالي 2 وحدة/مل.
    2. ضع كيس المحلول الملحي العادي في كيس ضغط وكيس وصول مع مسمار وريدي.
    3. قم بتدوير صمام الإيقاف ثلاثي الاتجاهات على كيس الضغط بحيث يكون المقبض عموديا على الأنبوب، ثم قم بنفخ الكيس باستخدام مضخة اليد حتى يتحول مؤشر الضغط إلى اللون الأخضر عند حوالي 250 مم زئبق.
    4. قم بتدوير صمام الإيقاف ثلاثي الاتجاه نحو الكيس للحفاظ على الضغط وضع الكيس على عمود الوريد على ارتفاع حوالي 2 متر فوق الأرض.
    5. وصل الطرف الذكري من خط الوريد على كيس الضغط بالطرف الأنثوي من محول الضغط.
    6. اربط طرف أنبوب الضغط الأنثوي من أنبوب الضغط (على الأقل 36 بوصة) بالطرف الذكري للمحول الكهربائي.
    7. وصل الطرف الذكوري من أنبوب الضغط باتصال لوير الأنثوي على صمام توقف ثلاثي الاتجاهات.
    8. وصل إبرة هوبر بسعة 22 جيجابايت إلى الطرف الذكوري من صمام التوقف ثلاثي الاتجاهات.
    9. افتح خط كيس الهيبارين الوريدي واغسل الخط بالكامل حتى يخرج محلول ملحي هيبارين من إبرة هوبر. قم بقفل صمام الإيقاف ثلاثي الاتجاه المتصل بإبرة هوبر عن طريق تدويرها نحو إبرة هوبر لضمان عدم دخول الهواء إلى الخط للوصول إلى منفذ العربة.
  6. انقل الخراف.
    1. انقل الأغنام إلى غرفة التمارين عبر قفص النقل.
    2. انقل الخروف بلطف إلى جهاز المشي وضع حبل على الخروف.
    3. استخدم حنكة لتثبيت الأغنام في مقدمة جهاز المشي مع الأرجل الأمامية على صندوق صغير.
  7. الوصول إلى منافذ نظام PA وRV.
    1. قم بلمس المنافذ وابحث عن مركز المنفذ، ونظف الجلد العلوي جيدا بمناديل كحولية.
    2. يمكنك الوصول إلى منفذ الصوت باستخدام إبرة هوبر.
    3. كرر الخطوات 4.7.1 و4.7.2 للوصول إلى منفذ RV.
  8. إعداد الكمبيوتر النهائي.
    1. شغل الكمبيوتر، افتح مخطط المختبر، واستخدم المواصفات في الطرق الإضافية (الملف التكميلي 1، الشكل التكميلي 1، الشكل التكميلي 2، والشكل التكميلي 3) لإعداد القنوات التالية: كفة PA، ضغط RV، ضغط الانقباض RV، ومعدل ضربات القلب (الشكل 3A).
    2. تأكد من الوصول إلى كل شيء بشكل صحيح مع وجود منفذ PA أقرب إلى الرأس ومنفذ RV أقرب إلى الذيل (الشكل 3B).
    3. يجب أن تكون المحولات بين الحاسوب والخروف، مع محولات على مستوى قلب الخروف (الشكل 3C).
    4. قم بتوصيل محولات الضغط بكابل الواجهة وقم بصفر/معايرة المحولات كما هو محدد في الطرق التكميلية (الملف التكميلي 1، الشكل التكميلي 1، الشكل التكميلي 2، والشكل التكميلي 3).

5. الوصول إلى المنفذ

  1. تأكد من اكتمال الخطوة 4.8، وانقر على زر Start في أعلى يمين نافذة البرنامج لبدء تسجيل برنامج جمع البيانات لالتقاط موجات ضغط ال RV وPA عند 400 هرتز.
  2. افتح كفة الذراع عن طريق رفع صمام الإيقاف لتحويل موجة ضغط الكفة في نظام الصوت (الشكل 4A) ثم أطفئ صمام الإيقاف باتجاه الغروف لإغلاق الموجة (الشكل 4B).
    1. حافظ على صمام التوقف لضغط الكفة في الذراع الهوائي مغلقا معظم الوقت لضمان عدم انكماشات الكفة بسبب الضغط العالي.
  3. ضع أحد فتحات الهيبارين على صمام التوقف ثلاثي الاتجاه لخط العربة المتنقلة وامسح الخط بالكامل في منفذ العربة.
  4. اسحب الحقنة بلطف حتى يعود الدم الداكن.
    1. إذا كان من الصعب سحب الدم، قم بسحب 5–10 مل من المحلول الملحي الهيباريني ثم سحب المضخة بحقنة كبيرة فارغة مثل 20 مل أو 30 مل.
    2. إذا استمر الانسداد، حقن 1–2 ملغ من الألتيبلاز في الخط وانتظر حوالي 10 دقائق.
  5. افتح صمام التوقف ثلاثي الاتجاهات المتصل بخط RV لتحويل ضغط وشكل الموجة الخاص ب RV. تتغير الموجات أثناء الراحة، والتمارين الرياضية، وسرعات التعافي (الشكل 4C).

6. نظام التمارين

  1. اسحب الدم لغاز الدم الأساسي عند السرعة الأولية 0 عن طريق إيقاف صمام الإيقاف باتجاه المحول، واستخدم حقنة فارغة بسعة 10 مل لسحب 10 مل من دم RV للنفايات، ثم 0.2–0.4 مل من دم RV مع حقنة 1 مل لأخذ عينة الدم.
  2. استخدم عينة 1 مل من دم RV لتحليل غازات الدم ثم أعد 10 مل من دم RV إلى الخروف.
  3. قم بتدوير صمام التوقف إلى الوضع المرتفع. قم بغسل خط RV عن طريق سحب اللسان الأزرق في محول ضغط RV لفتح الصمام حتى يتخلص الدم من خط الضغط.
  4. ابدأ أول سرعة تمرين عند زر جهاز المشي 30، وهي 0.46 م/ث لمدة 10 دقائق.
  5. خلال العشر دقائق، افتح خط أكمام PA بشكل دوري لتحويل ضغط أكمام PA.
  6. قرب نهاية 10 دقائق، احصل على غازات الدم عن طريق تنفيذ الخطوات 6.1–6.3.
  7. كرر الخطوات 6.1–6.6 لإعدادات جهاز المشي 40 (0.78 م/ث)، 50 (1.1 م/ث)، 30، و0.
  8. عند انتهاء جلسة التمرين، استخدم 1 مل من المحلول الملحي عالي التوتر لنفخ الكفة بمقدار 150–200 ملم زئبق.
  9. قم بتحويل ضغط العربة المتنقلة لبضع دقائق بعد التضخم للتأكد من أن الخروف يتحمل التضخم.

7. فصل الاتصال عن المنافذ

  1. قم بإزالة إبرة هوبر من منفذ الكم بسرعة لمنع تسرب الضغط من الكفة.
  2. حقن 5 مل من الهيبارين في خط RV، لكن لا تغسل الخط حتى يبقى الهيبارين في خط ومنفذ RV.
  3. قم بإزالة الوصول إلى منفذ RV بسرعة ونظف كلا المنفذين بمناديل كحولية.

8. فحص الكفة

  1. انقل الأغنام إلى حظيرة صغيرة.
  2. كرر الخطوات 4.1–4.8، مع حذف الحقنة الإضافية بسعة 10 مل من الخطوة 4.2.1، حيث يتم إجراء التحاليل فقط خلال جلسات التمارين.
  3. كرر الخطوات 5.1–5.5 وحول ضغط الكفة في PA وشكل موجة RV.
  4. اسحب الدم من منفذ RV كما هو موضح في الخطوات 6.1–6.3.
  5. افتح خط الكم للتأكد من أن الكفة تحتفظ بضغطها من النفخ في جلسة التمرين السابقة عن طريق تدوير صمام التوقف عموديا على خط الضغط.
  6. قم بنفخ كفة PA حسب الحاجة بعد الخطوة 6.8 لإعادة الانتفاخ إلى ضغط الكفة الذي تم الحصول عليه في جلسة التمرين الأسبوعية.
  7. قم بتحويل ضغط العربة المتنقلة لبضع دقائق بعد التضخم للتأكد من أن الخروف يتحمل تضخم الأصفاد.
  8. اتبع الخطوات 7.1–7.3 لإنهاء فحص الكف.

9. إكمال النظام الكامل

  1. كرر التمارين وفحص الأكواف أسبوعيا خلال 8 أسابيع (الشكل 1A,B).

10. إنهاء جلسة التمرين مبكرا

  1. إذا انخفض SvO 2 أثناء التمرين إلى أقل من 30٪ أو كان الأساس SمقابلO 2 أقل من 50٪، أنه جلسة التمرين فورا وقم بتخفيف السوار لتقليل خطر حدوث تعويض حاد وغير رجعي للأغنام.
  2. بالإضافة إلى ذلك، إذا أظهر الحيوان أعراض الشحوب، أو تسرع التنفس، أو الأنين، أو طحن الأسنان، أو التنفس من الفم، أنهي جلسة التمرين وقم بإزالة القيد من الكف. قد تكون هذه علامات مبكرة على التخفيض من التعويض.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جميع البيانات ممثلة كمتوسط±SEM. على مدار ثمانية أسابيع، ظل SمقابلO 2 مستقرا نسبيا عند أقصى سرعة لجهاز المشي في الأسبوع الأول مقابل الأسبوع الثامن: 62.7 ± 4.5٪ مقابل 69.8 ± 4.0٪ (الشكل 5A)، رغم زيادة RVSP من الأسبوع 1 إلى الأسبوع 8: 78 ± 8 ملم زئبق مقابل 96 ± 8 ملم زئبق (الشكل 5B). زادت المسافة المقطوعة أثناء التمرين من الأسبوع الأول إلى الأسبوع الثامن: 1390 ± 297 متر مقابل 1834 ± 189 متر (

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تحديث نموذج PH-RVF للأغنام المعروض من النسخة السابقة بدمجه مع منصة تمارين على جهاز المشي لدراسة التفاعل بين التمرين وتطور المرض8. نظرا لأن كل حيوان قد يستجيب بشكل مختلف لنفخ الأكواد، من أجل تقوية مستمرة في التمرين بين الحيوانات، تم تعديل سرعات جهاز المشي أثناء جلسة التمرين لتشمل سرعات العمل وسرعات التعافي. زيادة سرعة جهاز المشي تدريجيا مع ثلاث سرعات عمل تدريجية ثم سرعتين للاسترجاع سمح للأغنام بتسخين نفسه بشكل مناسب وكذلك التعافي بشكل كاف. تم اختيار سرعات قرص جه...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لا يوجد لدى المؤلفين تضارب مصالح للكشف عنها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا العمل من قبل المؤسسات والجوائز التالية: المعاهد الوطنية للصحة R01HL171577، المعهد الوطني للعلوم الطبية العامة من معاهد الصحة الوطنية T32 GM007347، منحة المعاهد الوطنية للصحة T32 HL160508، جائزة باحث هيئة التدريس من فاندربيلت، جائزة استقلال أعضاء هيئة التدريس المبكرة من جمعية القلب الأمريكية للقرن الثاني 24SCEFIA1255079، صندوق أبحاث القلب والصدر في مركز جامعة فاندربيلت الطبي، مركز جامعة فاندربيلت الطبي السيدة شيلي إف. كلاينر والدكتور فريدريك كلاينر صندوق، مركز جامعة فاندربيلت الطبي السيدة دوروثي توماس صندوق البحوث، وصندوق تذكاري لزراعة الرئة في مركز جامعة فاندربيلت الطبي. بالإضافة إلى ذلك، لم يكن هذا العمل ممكنا لولا برنامج رعاية واستخدام الحيوانات بجامعة فاندربيلت وموظفي مختبر S.R. للخفيفة: جيمي أدكوك، سوزان فولتز، أزيا تانكس، وإيمان بارسوم لدعمهم الفني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.9% Normal Saline, 1000 mLBaxter Healthcare Corp0338-0049-04Medication, Chronic PH
16 mm Heavy Duty Occluder with actuating tubingAccess TechnologiesOC-16HDDisposable, Chronic PH
70% isopropyl alcohol prep padsMedlineMDS090670Disposable, Chronic PH
Aluminum Lamb and Goat TreadmillLivestock Performance Products DC314Equipment
Bags, Infusion: Nonsterile Novaplus Infusion Bag, 500 mLMedlineTCV4005HDisposable, Chronic PH
Blue ClaveMedlineBOPC1000Disposable, Chronic PH
Cathflo Activase (alteplase) 2 mgCathfloNDC 50242004164Medication, Chronic PH
Computer Dell Lattitude 7400Equipment
Data acquisition hardwareADInstrumentsPowerLab 16/30Equipment
EPOC Point-of-care blood gas analyzerSiemens HealthineersSiemens-Epoc-REquipment
Flow MeterTransonichttps://www.transonic.com/tubing-flow-meters-manufacturers
Gauze Sponges: Sterile X-ray Compatible Gauze Sponges, 16-Ply, 4” × 4”MedlinePRM21430LFHDisposable, Chronic PH
GEM 7000 with iQM3Werfen6000228442Equipment
HeparinFresenius Kabi63323-540-31Medication, Chronic PH
Hospira Primary IV Sets, 80”Patterson Veterinary07-835-0123Disposable, Chronic PH
Hypertonic saline 3%Baxter Healthcare Corp.0338-0054-03Medication, Chronic PH
Hypodermic Needle with Bevel and Regular Wall, 20 G × 1”MedlineB-D305175ZDisposable, Chronic PH
Interface Cable, Edwards LifeScience Transducer to ADInstruments Bridge AmplifierFogg System0395-2434Equipment
Labchart softwareADInstrumentsLabchart 8Equipment
Needles: Hypodermic Needle with Regular Bevel, Sterile, 18 G × 1.5”MedlineB-D305185ZDisposable, Chronic PH
Octal Bridge AmplifierADInstrumentsFE228Equipment
Port-A-Cath Huber Needle, Straight, 22 G × 1-1/2”MedlineAAKM21200724Disposable, Chronic PH
Sheep HalterWeaver Livestock 35-7840-S20Equipment
Sterile Leur-Lock Syringe, 1 mLFisher ScientificBD309628Disposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 10 mLMedlineSYR110010ZDisposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 3 mLMedlineSYR103010ZDisposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 5 mLMedlineSYR105010ZDisposable, Chronic PH
Sterile WaterFresenius Kabi918550Medication
Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSIMedlineDYNJSC301Disposable, Chronic PH
Transducer clipEdwards LifeScienceTCLIP05Equipment
Transonic Perivascular Flow Probe (PAU Series)ADInstrumentshttps://www.adinstruments.com/products/perivascular-flowprobes
Transport Cage/ Large Animal CagingAncare ANAT305660SSEquipment
Trigger Aneroid Gauge (Sphygmomanometer)Patterson Veterinary07-815-0464Equipment
TruWave Disposable Pressure Transducer Kits by Edwards LifesciencesMedlineVSYPX260Disposable, Chronic PH
Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72” LMedlineDYNJPMTBG72MFDisposable, Chronic PH
Umbilical Tape, Cotton, 3-Strand, 1/8 x 36"MedlineDYNJPMTBG72MFDisposable, Chronic PH

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mocumbi, A., et al. Pulmonary hypertension. Nat Rev Dis Primers. 10 (1), 1(2024).
  2. Sahni, S., et al. Pulmonary rehabilitation and exercise in pulmonary arterial hypertension: an underutilized intervention. J Exerc Rehabil. 11 (2), 74-79 (2015).
  3. Fox, B. D., et al. Ambulatory rehabilitation improves exercise capacity in patients with pulmonary hypertension. J Card Fail. 17 (3), 196-200 (2011).
  4. Zeng, X., et al. Effectiveness and safety of exercise training and rehabilitation in pulmonary hypertension: a systematic review and meta-analysis. J Thorac Dis. 12 (5), 2691-2705 (2020).
  5. Cassady, S., Ramani, G. Right heart failure in pulmonary hypertension. Cardiol Clin. 38 (2), 243-255 (2020).
  6. Pahal, P., Sharma, S. Idiopathic Pulmonary Artery Hypertension. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2023).
  7. Hussain, K., Mandras, S., Desai, S. Right Heart Failure. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2024).
  8. Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), e62694(2021).
  9. Institute for Laboratory Animal Research. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  10. Musch, T. I., Larach, D. R. O2 content of blood sampled from different venous compartments of the rat. J Appl Physiol. 65 (2), 988-991 (1998).
  11. Ohlsson, A., et al. Monitoring of mixed venous oxygen saturation and pressure from biosensors in the right ventricle: a 24 hour study in patients with heart failure. Eur Heart J. 16 (9), 1215-1222 (1995).
  12. Johnson, C. A., et al. A Dynamic Sheep Model to Induce Pulmonary Hypertension and Right Ventricular Failure. Experimental Models of Cardiovascular Diseases: Methods and Protocols. , Springer. New York. (2024).
  13. Shanmukhappa, S. C., Lokeshwaran, S. Venous Oxygen Saturation. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2024).
  14. Boucherat, O., et al. The latest in animal models of pulmonary hypertension and right ventricular failure. Circ Res. 130 (9), 1466-1486 (2022).
  15. Long, G., et al. Skeletal muscle blood flow during exercise is reduced in a rat model of pulmonary hypertension. Am J Physiol. 323 (4), R561-R570 (2022).
  16. Rothman, A., et al. Challenges in the development of chronic pulmonary hypertension models in large animals. Pulm Circ. 7 (1), 156-166 (2017).
  17. Stam, K., Clauss, S., Taverne, Y., Merkus, D. Chronic thromboembolic pulmonary hypertension: what have we learned from large animal models. Front Cardiovasc Med. 8, 574360(2021).
  18. Stam, K., et al. Exercise facilitates early recognition of cardiac and vascular remodeling in chronic thromboembolic pulmonary hypertension in swine. Am J Physiol. 314 (3), H627-H642 (2017).
  19. Stam, K., et al. Exercise response in a new porcine model of chronic embolic pulmonary hypertension. FASEB J. 29 (S1), LB597(2015).
  20. Morris, N., et al. Exercise-based rehabilitation programmes for pulmonary hypertension. Cochrane Database Syst Rev. 3 (3), CD011285(2023).
  21. Rusakova, Y., Zhuravleva, I. Functional anatomy of the sheep heart as a model for testing cardiovascular devices. Sovrem Tekhnol Med. 17 (2), 13-22 (2025).
  22. Divincenti, L., Westcott, R., Lee, C. Sheep (Ovis aries) as a model for cardiovascular surgery and management before, during and after cardiopulmonary bypass. J Am Assoc Lab Anim Sci. 53 (5), 439-448 (2014).
  23. Ukita, R., et al. Ambulatory seven-day mechanical circulatory support in sheep model of pulmonary hypertension and right heart failure. J Heart Lung Transplant. 43 (2), 293-302 (2025).
  24. Heerdt, P., et al. Right ventricular pressure waveform analysis: clinical relevance and future directions. J Cardiothorac Vasc Anesth. 38 (10), 2433-2445 (2024).
  25. Heerdt, P., et al. Integrating right ventricular pressure waveform analysis with two-point volume measurement for quantification of systolic and diastolic function: experimental validation and clinical application. J Cardiothorac Vasc Anesth. 37 (10), 1929-1937 (2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة