يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج تطعيم خنزير لتحويل مسار الشريان التاجي مزدوج الوعاء باستخدام الأوردة الثديية الداخلية الذاتية

77 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/72141

⸱

أغسطس 4, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

في هذه المقالة

ملخص

نجحت هذه الدراسة في تأسيس ثلاثة نماذج لترقيع الشريان التاجي المزدوج (CABG) باستخدام الأوردة الثديية الداخلية الذاتية (IMVs). نظرا لأن LAD وLCX الأصليين لم يكونا مرتبطين، فإن هذا النموذج يحافظ نظريا على تدفق التاجي الطبيعي وقد يوفر منصة تقنية للدراسات المستقبلية لتغيرات طعم الأوردة المرتبطة بالتدفق التنافسي.

الملخص

يعد الوريد الصافن من أكثر القنوات استخداما في عمليات تحويل مسار الشريان التاجي (CABG). ومع ذلك، فإن معدل الفشل طويل الأمد المرتفع يحد من فعاليته السريرية. على الرغم من أن العوامل الديناميكية الدموية يعتقد على نطاق واسع أنها تدفع فشل زراعة الأوردة (VGF)، إلا أن الآليات الكامنة والدقة لا تزال غير واضحة. حاليا، يعد نموذج زراعة الوريد المشترك للشريان السباتي المشترك للفئران النموذج الحيواني الأساسي لدراسة VGF. ومع ذلك، فإن الفروق الكبيرة في فسيولوجيا القلب والأوعية الدموية وديناميكا الدم بين الفئران والبشر تحد من ترجمة نتائج الأبحاث السريرية. تمثل الخنازير نموذجا حيوانيا مثاليا لأبحاث القلب والأوعية الدموية لأن تشريحها وفسيولوجيتها تشبه إلى حد كبير تشريح البشر الطبيعي. في هذه الدراسة، تم إنشاء ثلاثة نماذج لخنازير CABG ذات الوعاءين باستخدام الأوردة الثديية الداخلية الذاتية اليسار والأيمن، حيث تم تصحيح طعم واحد من الشريان الأبهر إلى الشريان التاجي الأمامي النازل الأيسر (LAD) والآخر من الشريان الأبهر إلى الشريان التاجي المحيطي الأيسر (LCX). أكد التصوير بالموجات فوق الصوتية أثناء العملية تدفق العدوى في كلا طعيمي IMV في حيوان ممثل، في حين أظهر تصوير الأوعية الدموي المحوسوب بعد العملية بوضوح قدرة الزراعة من الشريان الأبهر إلى LAD في تركيب IMV. لذلك، تصف هذه الدراسة نهجا تقنيا قابلا للتطبيق لإنشاء نموذج CABG للحيوانات الكبيرة للدراسات المستقبلية لمادة VGF.

المقدمة

يظل الوريد الصافن أحد أهم مصادر القنوات لترقيع تحويل مسار الشريان التاجي (CABG) بسبب توفره وطوله ومرونته التقنية1. ومع ذلك، تظهر ترقيعات الأوردة الصافنة معدل فشل يصل إلى 61٪ بعد 10 سنوات من CABG2. هذا يزيد من الحاجة إلى إعادة الوعاء، ويرتبط بزيادة خطر الوفيات داخل المستشفى. في السنوات الأخيرة، أشارت الأدلة المتراكمة إلى أن العوامل الديناميكية الدموية، وخاصة التدفق التنافسي والإجهاد غير الطبيعي على قص الجدار، هي عوامل رئيسية في فشل الطعوم المتأخرة 3,4,5. ومع ذلك، فإن نقص النماذج الحيوانية المناسبة خلق عنق زجاجة أمام الأبحاث ذات الصلة. في الوقت الحالي، لا تزال معظم الدراسات ما قبل السريرية لفشل طعوم الأوردة (VGF) تعتمد بشكل أساسي على الحيوانات الصغيرة، خاصة الفئران والفئران والأرانب، لأن هذه النماذج غير مكلفة وسهلة الفهم تقنيا، بينما تظل نماذج تطعيم الحيوانات الكبيرة محدودة نسبيا6. الطريقة الأكثر استخداما لإنشاء نماذج ترقيع الأوردة في الحيوانات الصغيرة تتضمن قطع الشريان السباتي المشترك وربط الجذعين بأنبوب وريدي أجوف سفلي ذاتي الأصل 7,8,9. ومع ذلك، وبسبب الفروق الكبيرة في معدل ضربات القلب وضغط الدم بين الحيوانات الصغيرةوالبشر، قد لا تعكس النتائج المستمدة من نماذج الحيوانات الصغيرة بشكل كامل الآليات الفسيولوجية المرضية لدى البشر.

الخنازير نموذج مثالي لجراحة القلب والأوعية الدموية لأن قلوبها تشبه قلوب الإنسان من حيث حجم القلب، وتشريح التاجي، والتعامل الجراحي. بالإضافة إلى ذلك، فإن الشرايين التاجية الخنزيرية والبشرية متشابهة جدا في الخصائص التشريحية والديناميكية الدموية، وقد ثبت أن الخنازير تعيد النمط المرضي لمرض زراعة الأوردة13,14. لذلك، قد يوفر إجراء تحليل CABG مع ترقيع الأوردة في نموذج خنزير النازير نموذجا حيوانيا متفوقا لدراسة VGF.

في هذه الدراسة، تم تأسيس ثلاثة نماذج CABG مزدوجة الأوعية على المضخة في نماذج الخنازير المصغرة في باما باستخدام الأوردة الثديية الداخلية الذاتية الثنائية (IMVs). تم بناء إحدى ترقيعات IMV من الشريان الأبهر إلى الشريان التاجي النازل الأمامي الأيسر (LAD)، والأخرى من الشريان الأبهر إلى الشريان التاجي المنحني الأيسر (LCX). في نموذج تمثيلي واحد، أكد التقييم بالموجات فوق الصوتية أثناء العملية فعالية ترقيع الوريد، وأظهر تصوير الأوعية الدموي المحوسب بعد العملية مدى استقرارية الزراعة IMV من الشريان الأبهر إلى LAD. ومن الجدير بالذكر أن الشرايين التاجية الأصلية المستهدفة لم تكن مربوطة في هذا النموذج. لذلك، فإن هذا النموذج مناسب جدا لدراسة تأثيرات التدفق التنافسي في الشرايين التاجية المستهدفة على ديناميكا الدم للطعوم وفشل الطعم. ومع ذلك، لم يقاس التدفق التنافسي في الشرايين التاجية المستهدفة بشكل مباشر في هذه الدراسة. لذا، تظهر هذه الدراسة بشكل رئيسي الجدوى التقنية لإنشاء النماذج.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على تجارب الحيوانات في هذه الدراسة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية (IACUC) في مستشفى فواي، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية (رقم الموافقة 0110-1-10-ZX(X)-07). تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للامتثال الصارم للوائح رفاهية الحيوان والإرشادات الأخلاقية لضمان الالتزام بالمعايير ذات الصلة. المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد. كان الهدف من إنشاء هذا النموذج هو توفير منصة محتملة للتحقيق في تأثير التدفق التنافسي على VGF. لذلك، بعد الانتهاء من ترقيع تحويل مسار الشريان التاجي، لم تكن الشرايين التاجية الأصلية مرتبطة بالقرب من مواقع الأنستوموتيك.

أداء جميع الإجراءات وفقا للوائح السلامة البيولوجية المؤسسية ورفاهية الحيوان. التعامل مع المواد الحادة، والأجهزة الكهربائية، والدم المضاد للتخثر، ودوائر CPB، والمواد البيولوجية باستخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة. تأكد من التأريض المناسب قبل استخدام وحدة الجراحة الكهربائية. راقب ACT بعناية بعد الهيبارين الجهازي وقبل بدء CPB. تأكد من إزالة الهواء الكامل لجميع القنيولات والخطوط خارج الجسم قبل بدء CPB لتقليل خطر الانصمام الهوائي.

1. تحضير الحيوانات لبرنامج CABG

  1. استخدم خنازير باما الصغيرة الذكور الأصحاء، عادة ما يزن 35–40 كجم ويبلغ عمره 10–12 شهرا، ودعهم يتأقلمون مع بيئة السكن لمدة أسبوع قبل الجراحة.
  2. إجراء الفحص الأساسي، بما في ذلك تسجيل وزن الجسم، وعدد الدم الكامل، والكيمياء الحيوية في المصل، وتخطيط صدى القلب، وتحليل الصدى القلبي (CTA).

2. التخدير والمراقبة

  1. أوقف التغذية لمدة 8–12 ساعة والماء لمدة 2–4 ساعات قبل التخدير.
  2. تحفز التخدير عن طريق الحقن العضلي للكيتامين (10 ملغ/كغ) والميدازولام (1 ملغ/كغ) (وفقا للبروتوكول المعتمد مؤسسيا).
  3. الحفاظ على التخدير باستخدام الإيزوفلوران المستنشق (2٪–3٪) مع تسريب ديكسميديتوميدين (1 ميكروغرام/كجم/ساعة) وبروبوفول (1–2 ملغ/كغ/ساعة).
  4. تأكد من وجود تخدير كاف من خلال التحقق من استرخاء الفك وعدم وجود استجابة ألم لقرص إصبع القدم.
  5. قم بعمل شق بطول 4–6 سم في الرقبة لكشف الوريد الوداجي والشريان السباتي.
  6. تأسيس الوصول الوريدي عبر الوريد الوداجي باستخدام قسطرة وريدية مركزية ثلاثية الأجواء 5 F لمراقبة الضغط الوريدي المركزي (CVP) وإعطاء الدواء.
  7. حدد الوصول إلى الشريان السباتي باستخدام قسطرة شريانية بوزن 20 جرام لمراقبة ضغط الدم والمعايير الديناميكية الدموية في الوقت الحقيقي.
  8. إنشاء وصول إلى الشريان الفخذي باستخدام قسطرة شريانية بوزن 20 جرام لمراقبة ضغط الدم في الأطراف السفلية وتشبع الأكسجين.
  9. إجراء التنبيب الفموي باستخدام أنبوب داخلي بقطر 6.5–8 مم. تأكد من أن تدفق الهواء غير معوق وقدم 100٪ أكسجين.
  10. قم بعمل شق بطول 2–3 سم في أسفل البطن لكشف جدار المثانة. ثبت المثانة على حواف الشق باستخدام غرز دقيقة، ثم اصنع ناسور المثانة. أدخل قسطرة فولي بقوة 10 فهرنهايت في المثانة، ثم نفخ البالون ب5 مل من الماء المعقم، واسحب القسطرة بلطف حتى يستقر البالون على جدار المثانة. وصل القسطرة البولية بكيس جمع لتصريف البول ومراقبته.
    ملاحظة: نظرا لأن الإحليل في الذكور طويلة ومنحنية، يصعب إدخال القسطرة البولية. لذلك، يجب إنشاء ناسور في المثانة لتصريف البول لمراقبة إخراج البول المبكر بعد العملية. يجب إزالة القسطرة في أقرب وقت ممكن، ويفضل خلال 24–48 ساعة بعد الجراحة، بمجرد استيقاظ الخنزير واستقرار ديناميكيا الدموي، وعدم الحاجة إلى مراقبة بول مستمرة.
  11. راقب باستمرار تخطيط كهربائي القلب، وضغط الشريان الغازي، وSpO2، وثاني أكسيد الكربون 2 في نهاية المد، ودرجة الحرارة، وخروج البول.

3. التعرض الجراحي

  1. ضع الخنزير في وضعية الاستلقاء على الظهر.
  2. احلق وتعقيم كامل الصدر الأمامي والجزء العلوي من البطن باستخدام البوفيدون-يود. ثم، غط منطقة الجراحة.
  3. قم بعمل شق في منتصف المنتصف من منطقة منتصف عنق الرحم إلى أسفل عملية التدرج بوحدة الجراحة الكهربائية (ESU).
  4. قم بإجراء شق عظم القص الوسيط على طول الخط الأوسط من عملية التكسيفويد إلى الأعلى باستخدام منشار القص. قم بكي حواف القص المقطوعة باستخدام وحدة ESU ووضع شمع العظم على تجويف النخاع لتحقيق التومۇر.
  5. حافظ على فتح الصدر باستخدام مضخم القص.

4. حصاد قناتين ذاتي التأثير من نوع IMV

  1. أعط 300 وحدة وحدة لكل كيلوغرام من الهيبارين لعلاج مضادات التخثر الجهازية لمنع الجلطة أثناء الإجراء.
  2. قم بتشريح الأنسجة المحيطة ب IMV باستخدام وحدة ESU. اقطع الفروع الجانبية بالمقص وحقق الهيموستازية باستخدام وحدة ESU.
  3. قم بتثبيت الطرف البعيد من IMV الأيسر باستخدام مشبك دموي. قم بعمل شق بمشرط قريب جدا من المشبك. أدخل إبرة غسيل غير حادة عبر الشق وثبته بخياطة بولي بروبيلين غير ممتصة 5-0. بعد الربط، اقطع تماما الطرف البعيد لحركة IMV اليسرى.
  4. تأكد من أن قناة الوريد المحصودة بطول مناسب (حوالي 7–8 سم). ثبت الطرف القريب من IMV الأيسر باستخدام مشبك دموي. اقطع الطرف البعيد من IMV إلى موقع التثبيت، واربط الطرف القريب بخياطة بولي بروبيلين غير قابلة للامتصاص 5-0. يجب أن يكون طول الميكروفون الصناعي الذي تم حصاده بنجاح من 7 إلى 8 سم، خاليا من التشنجات أو التواء واضح، وبدون نزيف جانبي ظاهر.
    ملاحظة: جدار IMV رقيق وعرضة للتشنجات. يجب تجنب الإمساك المباشر، والجر المفرط، والتمدد عالي الضغط. يجب أن تتعامل الأنسجة المحيطة مع القناة كلما أمكن، وتخزن فورا في محلول ملحي بارد جدا للهيبارين-بافارين بعد الحصاد.
  5. ضع الميكروفون الأيسر في محلول ملحي طبيعي بارد جدا للهيبارين-بابافيرين (30 ملغ بابافيرين و2500 وحدة هيبارين مذابة في محلول ملحي طبيعي بسعة 500 مل).
  6. احصد القيمة الصحيحة باستخدام نفس الإجراء.

5. إنشاء وبدء عملية تحويل مسار القلب والرئة (CPB)

  1. افتح التامور طوليا وعلقها بخياطات الشد.
  2. تأكد من تفعيل وقت التجلط (ACT) > 480 ثانية.
  3. ضع غرزتين متمحورتين من الخيط باستخدام غرز بولي بروبيلين غير ممتصة 5-0. قم بإنشاء قناة شريانية مركزية باستخدام قناة شريانية بدرجة حرارة 18 فهرنهايت. بعد إزالة الهواء بشكل كامل، قم بتوصيل القنية الشريانية بالخط الشرياني لدائرة تحويل مسار القلب والرئة.
  4. قم بتثبيت قنية وريدي بقطر 24 فهرنهايت في الأذين الأيمن وربطها بالخط الوريدي.
  5. ابدأ CPB. قم بتأسيس تدفق شريان تدريجي، يليه تصريف وريدي. زيادة تدفق المضخة خلال الدقائق القادمة وفقا لضغط الشريان النظامي، والعودة الوريدية، ومستوى الخزان، ومعايير التروية العالمية.
    ملاحظة: نظرا لأن خنازير باما المصغرة لديها حجم دم صغير نسبيا، يجب أن تكون دائرة CPB جاهزة بشكل كاف ب 2 لتر من محلول رينجر الحلي و500 ملغ من ميثيل بريدنيزولون. إذا حدث تخفيف دموي مفرط، قد ينظر في نقل الدم عند الحاجة.

6. تثبيت الأبهر العرضي وتوقف الشلل القلبي

  1. ضع قنية القلب السابقة في جذر الشريان الأبهر عبر خياطة على شكل حقيبة يسيب. اربط قناة القلبي العضلي بخط القلب.
  2. قم بتثبيت الشريان الأبهر الصاعد في موقع بين القنية الشريانية وموقع الوصول إلى النضل القلبي.
  3. تحفز توقف القلب باستخدام محلول سانت توماس معدل بارد بدرجة 4 درجات مئوية (10–15 مل/كغ). ضع طبقة الثلج على سطح القلب لتبريد سريع وحماية عضلة القلب.
    ملاحظة: تم تحضير محلول سانت توماس وفقا لما ذكرته شركة فايزر مستشفى فايزر US Plegisol، NDC 00409-7969-05: كل 100 مل يحتوي على كلوريد الصوديوم 643 ملغ، وكلوريد البوتاسيوم 119.3 ملغ، وكلوريد المغنيسيوم سداسي هيدرات، وديهيدرات كلوريد الكالسيوم 17.6 ملغ في الماء للحقن، مع إضافة 10 مل من بيكربونات الصوديوم 8.4٪ إلى كل 1000 مل مباشرة قبل الاستخدام.

7. التشريح البعيد لطعوم IMV

  1. حقن محلول ملحي عادي بحرارة 4 °C من هيبارين-بابافيرين (معد كما هو موضح في الخطوة 4.5) في الطعم عبر إبرة غسيل غير حادة لفحص التسرب، قص الطرف الحر، وضع 8-0 خياطة البولي بروبيلين غير القابلة للامتصاص.
  2. افتح LCX بمقص جراحي دقيق. أدخل تحويلة داخل المضيء.
  3. استخدام 8-0 خياطة البولي بروبيلين غير القابلة للامتصاص، وإجراء تشريح من طرف إلى جانب بين أحد طرفي طعم IMV وLX باستخدام تقنية خياطة المظلة.
  4. أزل التحويلة. حقن دم ذاتي الهيبارين في طعم IMV لتوسيع الوعاء وطرد أي هواء محبوس وفحص أي تسرب في مواقع التشريح والفروع الجانبية. بعد حقن الدم الذاتي الموجه للهيبارين، يجب أن تنتفخ الطعمة بسلاسة دون تضيق بؤري أو التواء أو تسرب من الفروع الجانبية أو التشريح البعيد. أكمل عملية التشريح بين الرقعة IMV وLCX.
    ملاحظة: يتم الحصول على الدم الذاتي الهيباريني مباشرة من دائرة CPB. يجب أن يكون الحجم الكلي للدم الذاتي الهيبارين على الأقل 50 مل، ويجب ضبط الحجم الدقيق لكل حقنة حسب انتفاخ الطعم وتسرب الطعوم من الطعوم أو مواقع التخدير.
  5. استخدم نفس الطريقة لتخدير أحد طرفي الطعم الآخر من IMV إلى جانب ال LAD.

8. التشريح القريب لطعوم IMV

  1. أزل قناة القلب البلجي. أنشئ فتحة في ذلك الموقع باستخدام ثقب 3.5 مم.
  2. حقن محلول ملحي طبيعي للهيبارين-بابافيرين بدرجة حرارة الغرفة (مع نسب الهيبارين، بابافيرين، والمحلول الملحي الطبيعي كما هو موضح في الخطوة 4.5) في طعم IMV منحن إلى LAD عبر إبرة غبيض غير حادة. بعد أن يتم توسيع الطعم الصناعي الصناعي، قم بتثبيته جزئيا واقطع الطرف المتصل بإبرة التدفق غير الحادة. قم بتقليم الطرف الحر بمقص الأنسجة.
    ملاحظة: تجنب استخدام محلول ملحي عادي هيبارين-بافارين بدرجة 4 °C في هذه الخطوة لتقليل تشنج الطعم. يجب تحديد حجم الحقن المحدد للمحلول الملحي الطبيعي للهيبارين-بافارين بناء على الكمية المطلوبة للحفاظ على انتفاخ طعم IMV.
  3. قم بقص جزء من القسطرة الشريانية وربطها بفتحة البطين اليسرى. بعد الاتصال، أدخل القسطرة الشريانية في الشريان الأبهر من خلال الفتحة المثقوبة.
  4. معالجة الطعم IMV المبشرة إلى LCX بنفس الطريقة الموضحة في الخطوة 8.2.
  5. اصنع فتحة على الجانب الأيسر من جذر الأبهر باستخدام ثقب 3.5 مم.
  6. قم بإجراء تشريح من طرف إلى جانب للطرف الحر من طعم IMV، ثم تم تبريده إلى LCX إلى الفتحة في الجانب الأيسر من جذر الأبهر، وترك التشريح غير مكتمل.
  7. أدخل قسطرة فتحة القلب اليسرى في جذر الشريان الأبهر من خلال هذه الفتحة المجهزة.
  8. قم بإجراء تشريح من طرف إلى جانب للطرف الحر من تطعيم IMV، مغطى بجانبي إلى الفتحة الأخرى في جذر الأبهر.
  9. أزل قسطرة فتحة القلب اليسرى. ثبت كلا طعيمي IMV باستخدام مشابك دموية جراحية دقيقة. أكمل الورقات الحامية لكلا طعمتي IMV إلى الشريان الأبهر.
    ملاحظة: قبل إعادة التروية، يجب أن تبقى كلتا الطعمتين من الورع الصناعي بدون توتر أو انحناءات، ويجب ألا تظهر الحامية القريبة والبعيدة أي تسرب واضح.

9. إعادة التروية، الفطام من CPB، وإزالة القنية

  1. حرر المشبك الأبهر العرضي وأعد تدخيله للقلب.
  2. ضع 8-0 إضافي غرز البولي بروبيلين غير الماصة في مواقع الأناستوتوموتيك أو على طول طعوم IMV حسب الحاجة لتحقيق الهيموساز.
  3. الفطام من CPB بمجرد أن يصبح الخنزير مستقرا ديناميكيا دمويا ويستعيد القلب وظيفته الكافية.
  4. قم بإزالة القنية من الشريان الأبهر والأذين الأيمن، وتأمين التواء الدموي في جميع مواقع الكانوليشن.
  5. بعد الفصل عن CPB، قيم كلا الطعمين باستخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية أثناء العمليات وفقا للبروتوكول المؤسسي القياسي. استخدم تصوير دوبلر الملون لتحديد إشارات تدفق الدم داخل طعوم الشريان الأبهر إلى LAD ومن الشريان الأبهر إلى LXX، وتسجيل موقع الطعم، واتجاه التدفق، والضربة النوعية. إذا كان ذلك متاحا، قم بإجراء قياس تدفق زمن العبور (TTFM) لتقييم تدفق الطعم الكمي.

10. التواء الدموي وإغلاق الصدر

  1. الحصول على تداخل دموي دقيق عند الفتحات النسبية الأبهرية القريبة، والانقراض التاجي البعيد، وأحواض حصاد الأوردة الثديية الداخلية، ومواقع التدخين الأبهر والأذيني، وحواف فتحة القص.
  2. أدخل أنبوبين تصريفين.
  3. أعد تقريب عظم القص وإغلاق العضلة، اللفافة، الأنسجة تحت الجلدية، والجلد في طبقات.
  4. انقل الخنزير إلى غرفة تعافي تحت المراقبة.

11. الرعاية والمتابعة بعد العملية

  1. حافظ على الدعم الحراري باستمرار باستخدام وسادات التدفئة أو بطانيات تدفئة الهواء القسري للحفاظ على درجة حرارة جسم الخنزير الأساسية بين 37.0–38.5 درجة مئوية.
  2. سجل كمية السوائل التي يتناولها نموذج الخنزير، ومستوى الوعي، ومعدل ضربات القلب، وضغط الدم الشرياني وضغط الأوردة المركزية، وعدد الدم الكامل، ونتائج الغازات اليومية.
  3. توفير دعم التهوية الميكانيكية باستخدام الأكسجين بنسبة 100٪ في المرحلة المبكرة بعد العملية لضمان تبادل غاز مستقر ومنع تضيق الأوعية الرئوية الناتج عن نقص الأكسجة. قم بفطام الحيوان من جهاز التنفس وإزالة أنبوب القصبة الهوائية بمجرد استئناف الخنزير التنفس التلقائي القوي والمنتظم، وإظهار رد فعل بلع وقائي، وتحقيق نتائج مرضية لغازات الدم الشريانية.
  4. الوقاية المضادة للميكروبات بعد العملية: أعط سيفوروكسيم الصوديوم (3–5 ملغ/كغ) كل 8–12 ساعة لمدة 48–72 ساعة بعد الجراحة. قيم الحيوانات يوميا بحثا عن علامات العدوى. افحص موقع شق القص وقنوات التصريف يوميا بحثا عن إفرازات أو خراجات غير طبيعية.
  5. قيم علامات الألم لدى الحيوان كل 2-4 ساعات باستخدام مقاييس ألم السلوك القياسي للخنزير. راقب العلامات الشائعة لألم ما بعد قطع القص، بما في ذلك النطق، أو الوضعية المنحنية، أو التردد في الحركة، أو طحن الأسنان، أو العزلة الاجتماعية. أعط الأفيونات أو الأدوية المضادة للالتهاب غير الستيرويدية (NSAIDs) بناء على سلوك الحيوان لضمان تخفيف الألم الكافي والتعافي السلس.
  6. قم بتعديل الأدوية الفعالة للأوعية الدموية (مثل الدوبامين، الإبينفرين) ودعم السوائل للحفاظ على ضغط دم شرياني مستقر (>70 ملم زئبق).
  7. تقييم فعالية الطعم بعد العملية بواسطة CTA في اليوم الأول واليوم 28 بعد العملية وفقا لبروتوكول التصوير المؤسسي القياسي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

خضعت ثلاثة خنازير صغيرة من نوع باما، P1، P2، وP3، لإجراء CABG مزدوج الوعاء. جميع الحيوانات الثلاثة نجت لأكثر من 7 أيام. يوضح الشكل 1 الخطوات الجراحية الرئيسية، بما في ذلك استئصال القص الوسيط، وجمع العضلات الذاتية الثنائية الذاتية الجسدية، وفتح التامور لكشف الأوعية الرئيسية، وإنشاء CPB، وتوصيل محلول الشلل القلبي عبر الشريان الأبهر، وتبريد القلب باستخدام طبقة الثلج، والانستوموز البعيد والقريب لعلاج CABG الوعائي، والفطام من CPB، وتقييم الموجات فوق الصوتية لتثبيت الطعم، وإغلاق الصدر، وCTA ب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في هذه الدراسة، تم إنشاء ثلاثة نماذج لخنازير CABG ذات الوعاء المزدوج باستخدام IMVs ذاتية الثنائية الاثنائية. من بين طعمين IMV، استخدم أحدهما لبناء طريق تجاوز من الشريان الأبهر إلى LCX، والآخر لبناء طريق تجاوز من الشريان الأبهر إلى LAD. على الرغم من أن الوريد الصافن هو القناة الوريدية السريرية القياسية ل CABG، تم اختيار الوريد الوريدي الصافن لخنازير باما المصغرة قصيرة جدا لتوفير طعمتين حرتين بدون توتر لبناء طريق تجاوز الشريان الأبهر إلى LAD ومن الشريان الأبهر إلى LCX. تعد عدة خطوات تقنية ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب مصالح.

شكر وتقدير

تم رعاية هذا العمل من قبل برنامج البحث والتطوير الوطني الرئيسي في الصين (2023YFF0724701)، ومشروع الحدود للتكنولوجيا الحيوية ضمن برنامج البحث والتطوير الوطني التابع لوزارة العلوم والتكنولوجيا الصينية (2023YFC3404300؛ إلى جيانغبينغ سونغ)، وصناديق البحث السريري للمستشفيات المركزية عالية المستوى في مستشفى فواي، والأكاديمية الصينية للعلوم الطبية، ودراسة ما قبل سريرية على قلوب الخنازير الممانحة متعددة الجينات المعدلة من قبل الجينات لزراعة القلب في الأطفال المصابين فشل القلب (2025-GSP-ZD-4)، ومشروع المختبر الرئيسي للأمراض القلبية الدموية في الولاية، مستشفى فواي، الأكاديمية الصينية للعلوم الطبية، فحص وتطوير أهداف الأدوية للبقاء طويل الأمد لزراعة الأعضاء الغريبة في القلب الأورثوتوبي (2025-GSP-GG-42).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anesthesia and others
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anesthesia and others
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Experimental animals
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anesthesia and others
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHemostasis
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anesthesia and others
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anesthesia and others
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anesthesia and others
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anesthesia and others
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anesthesia and others
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anesthesia and others
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnesthesia and others
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anesthesia and others
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anesthesia and others
Lactated Ringer's SolutionKelun Pharmaceutical-Anesthesia and others
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthesia and others
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anesthesia and others
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anesthesia and others
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anesthesia and others
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anesthesia and others
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anesthesia and others
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer's injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-CABG Surgery
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-CABG Surgery
Sutures BB 4-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Temperature probe3M

المراجع

  1. Emmert MY, et al. Consensus statement-graft treatment in cardiovascular bypass graft surgery. Front Cardiovasc Med. 2024;11:1285685.
  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
  3. Hwang HY, et al. Association between angiography-derived Murray law-based quantitative flow ratio and 1-year coronary artery bypass graft patency. JACC Cardiovasc Interv. 2025;18(19):2326-2334.
  4. Szafron JM, Heng EE, Boyd J, Humphrey JD, Marsden AL. Hemodynamics and wall mechanics of vascular graft failure. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2024;44(5):1065-1085.
  5. Spadaccio C, et al. Fractional flow reserve-based coronary artery bypass surgery: current evidence and future directions. JACC Cardiovasc Interv. 2020;13(9):1086-1096.
  6. Koch SE, et al. Animal studies for the evaluation of in situ tissue-engineered vascular grafts: a systematic review, evidence map, and meta-analysis. NPJ Regen Med. 2022;7(1):17.
  7. Zou Y, Dietrich H, Hu Y, Metzler B, Wick G, Xu Q. Mouse model of venous bypass graft arteriosclerosis. Am J Pathol. 1998;153(4):1301-1310.
  8. Zou Y, Hu Y, Mayr M, Dietrich H, Wick G, Xu Q. Reduced neointima hyperplasia of vein bypass grafts in intercellular adhesion molecule-1-deficient mice. Circ Res. 2000;86(4):434-440.
  9. Hu Y, et al. Abundant progenitor cells in the adventitia contribute to atherosclerosis of vein grafts in ApoE-deficient mice. J Clin Invest. 2004;113(9):1258-1265.
  10. Milani-Nejad N, Janssen PM. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacol Ther. 2014;141(3):235-249.
  11. Fashina O, et al. Large animal model of vein graft intimal hyperplasia: a systematic review. Perfusion. 2023;38(5):894-930.
  12. Jia H, Chang Y, Song J. The pig as an optimal animal model for cardiovascular research. Lab Anim (NY). 2024;53(6):136-147.
  13. De Nisco G, et al. Comparison of swine and human computational hemodynamics models for the study of coronary atherosclerosis. Front Bioeng Biotechnol. 2021;9:731924.
  14. Li X, et al. Establishment and evaluation of a porcine vein graft disease model. J Vis Exp. 2022;(185):63896.
  15. Lee MY, et al. Comparative analysis of heart functions in micropigs and conventional pigs using echocardiography and radiography. J Vet Sci. 2007;8(1):7-14.
  16. Mo J, et al. Blood metabolic and physiological profiles of Bama miniature pigs at different growth stages. Porcine Health Manag. 2022;8(1):35.
  17. George TJ, et al. Hemoglobin drift after cardiac surgery. Ann Thorac Surg. 2012;94(3):703-709.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الطبالعدد 234العدد 234قيمة فارغةالعددالوريد بين الثدييطعم ذاتي

تم نشر هذه المقالة

الفيديو قريباً

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.