1. الإدارة داخل الأدمة

2. الإدارة داخل الأنف

الشكل 2. الإعطاء داخل الأنف في الفئران الواعية.

الجدول 1. مقياس الإبرة وطول الإبرة والحد الأقصى لحجم الإدارة داخل الجمجمة حسب عمر الفئران والجرذان. 4

الشكل 4. الإدارة داخل الجمجمة في جرو الفأر.
المصدر: كاي ستيوارت ، RVT ، RLATG ، CMAR. فاليري أ. شرودر ، RVT ، RLATG. جامعة نوتردام ، إنديانا
هناك العديد من الطرق الشائعة الاستخدام للإدارة المركب…
1. الإدارة داخل الأدمة

2. الإدارة داخل الأنف

الشكل 2. الإعطاء داخل الأنف في الفئران الواعية.

الجدول 1. مقياس الإبرة وطول الإبرة والحد الأقصى لحجم الإدارة داخل الجمجمة حسب عمر الفئران والجرذان. 4

الشكل 4. الإدارة داخل الجمجمة في جرو الفأر.
في بعض الأحيان ، تتطلب الأساليب التجريبية المختلفة استخدام طرق أقل استخداما للإدارة المركبة في القوارض. داخل الأدمة ، داخل الأنف ، وداخل الجمجمة هي ثلاثة من هذه الطرق البديلة التي يستخدمها الباحثون في الطب الحيوي في المختبرات اليوم.
كما يوحي اسمها ، فإن داخل الأدمة هو توصيل المركبات إلى الطبقات الخارجية من الأدمة. داخل الأنف هو وضع المحلول في أنصاف. ويتضمن داخل الجمجمة إدخال الإبرة مباشرة في دماغ القوارض.
التدريب المتخصص ضروري لتنفيذ هذه الإجراءات بنجاح. هنا ، سنوضح أولا الاعتبارات الخاصة بكل طريقة من هذه الطرق ثم سنوضح التقنيات التي ستساعدك على تعلم الإجراءات مع ضمان سلامة ونجاح التجربة.
لنبدأ بمناقشة متى يتم استخدام هذه الطرق عادة والأشياء التي يجب على المرء وضعها في الاعتبار قبل البدء في تنفيذ تقنيات الإدارة المتخصصة هذه.
تستخدم الحقن داخل الأدمة لتوصيل مادة إلى الفراغ بين البشرة والأدمة عادة ما يكون هذا الطريق مخصصا لتقييم الالتهاب أو تشخيص تدفق الدم الجلدي أو التفاعلات المسببة للحساسية تجاه المستضد. على غرار الطرق الأخرى ، يجب أيضا تحضير المحلول داخل الأدمة باستخدام تقنية المعقمة. ويجب أن يكون مخزنا من الناحية الفسيولوجية للحصول على درجة حموضة محايدة لتجنب نخر الأنسجة في موقع الحقن. غالبا ما يتم استخدام نظام بدون محور بإبرة قياس 25-30 لهذا الحقن. يساعد هذا النظام في الحفاظ على حجم الإعطاء ، والذي يتراوح بين 50-100 ميكرولتر لكل موقع حقن. يمكن أن يؤدي الحقن الزائد إلى نخر أو تسرب مركب غير مرغوب فيه بسبب الضغط.
غالبا ما يتم اختيار الطريق داخل الأنف للتوصيل الموضعي للتطعيمات أو الرذاذ المزيل للاحتقان بالإضافة إلى التسليم الجهازي والجهاز العصبي المركزي. يحتوي الغشاء المخاطي الذي يبطن تجويف الأنف على إمدادات غنية بالأوعية الدموية والأعصاب التي تسمح بالامتصاص الجهازي السريع والاستهداف المباشر للجهاز العصبي المركزي. هذه طريقة غير جراحية تتطلب الحد الأدنى من التدريب والمهارة ، ومعدات بسيطة - ماصة دقيقة معايرة وبعض النصائح التي تستخدم لمرة واحدة. يجب ألا تتجاوز أحجام الإدارة للفئران 40-100 ميكرولتر تعطى في قطرات 6-10 ميكرولتر. وبالنسبة للفئران ، يبلغ الحد الأقصى للحجم الإجمالي 24 ميكرولتر في 3-4 قطرات ميكرولتر.
على الرغم من أن التخدير غير مطلوب لهذا الإجراء ، إلا أن له بعض المزايا مقارنة بالإدارة الأنفية في الواعية 1) يسهل وضع المركب بشكل صحيح في الأنف ، مما يضمن جرعات دقيقة 2) يلغي إمكانية عض لمعدات الجرعات 3) يضمن عدم وجود إصابة في أنسجة الأنف والعينين للحيوان ، أو جلد الوجه بسبب اهتزاز الرأس ، و 4) أقل عرضة للشخير ورش المركب من الأنف عند تناوله.
تستخدم الحقن داخل الجمجمة في الفئران والجرذان البالغة استخدام المعدات التجسيمية ، والتي تم وصفها في مقطع فيديو في مجموعة "أساسيات علم الأعصاب". يضمن الجهاز تحديد المواقع المناسبة والعمق الصحيح للحقن. هنا ، سنركز على الولادة داخل الجمجمة في الفئران والجرذان حديثي الولادة التي تكون الجمجمة فيها رقيقة بما يكفي للحقن مباشرة من خلالها ، وقد تكون هشة للغاية بحيث لا تدعم الجهاز التجسيمي. تتمثل الأغراض الأساسية لهذه التقنية في توصيل العوامل الدوائية للجهاز العصبي المركزي مباشرة إلى الجهاز العصبي المركزي ، وتجنب الآثار التي تواجهها عبر أي طريق جهازي. يتم تحديد مقياس الإبرة وطول وحجم الإدارة بناء على الأنواع وعمر الجراء. لاحظ أنه مع زيادة عمر ، ينخفض رقم المقياس ، ويزداد طول الإبرة المطلوب ، ويزداد أيضا الحد الأقصى لحجم الإدارة الموصى به.
مع وضع هذه المعلومات الأساسية في الاعتبار ، دعنا نتعمق في إجراءات طرق الحقن هذه. أولا هو تقنية الإدارة داخل الأدمة. يجب تنفيذ هذا الإجراء في المخدرة. راجع مقطع فيديو آخر في هذه المجموعة لفهم إجراءات تحريض التخدير وصيانته.
بمجرد تخدير ، احلق موقع الحقن باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية أو كريم مزيل للشعر. باستخدام شاش مبلل بالماء ، قم بإزالة الشعر العالق تماما من الموقع. ثم ، باستخدام وسادة شاش أخرى ، ضع محلولا مطهرا موضعيا على المنطقة المحلوقة. للإعطاء ، قم أولا بتثبيت الجلد في موقع الحقن عن طريق تمديده بين الإبهام والسبابة.
الآن ضع الإبرة المشطبة على الجلد وأدخلها برفق خلف الشطبة مباشرة بحيث تكون الفتحة بين البشرة وطبقات الأدمة. ثم حقن ببطء ولاحظ أنه يخلق فقاعة في الجلد. إذا تم إدخال الإبرة بعمق شديد ، فلن يتم تشكيل فقاعة. بعد الحقن ، توقف مؤقتا للسماح للجلد بالتمدد والتكيف ، ثم اسحب الإبرة ببطء. لا تسحب المكبس في أي وقت ، حيث قد تسحب الأنسجة وتسبب صدمة في موقع الحقن. أيضا ، لا تمسح أو تمسح موقع الحقن ، لأن ذلك قد يتسبب في تسرب المادة المحقونة. عند إجراء حقن متعددة ، تأكد من تباعدها على نطاق واسع بما يكفي حتى لا تتداخل الفقاعات مع بعضها البعض.
بعد ذلك ، دعنا نتعلم إجراء الإعطاء داخل الأنف في الواعية والمخدرة.
بالنسبة للحيوانات المستيقظة ، قم بتقييدها عن طريق تجعيد الجلد في مؤخرة العنق ثم أمسك في وضع رأسي مع تثبيت رأسه. احرص على عدم انقباض الصدر لأن ذلك قد يعيق قدرة على أخذ أنفاس عميقة بما يكفي لسحب السائل إلى الرئتين. باستخدام ماصة دقيقة، قم بإدارة جزء من المحلول عن طريق وضع قطرة صغيرة من السائل عند فتحة الأنف. سوف يستنشق القطرة. كرر هذه العملية ، بالتناوب بين فتحتي الأنف حتى يتم إعطاء الحجم الكامل المراد إعطاؤه. تذكر - يجب ألا يتجاوز الحجم الإجمالي للإعطاء 24 لتر و 100 لتر في الفئران والجرذان ، على التوالي.
بالنسبة للفئران والجرذان المخدرة ، ضع في وضع الاستلقاء الظهري. هذا الموقف مثالي لتوصيل الجهاز العصبي المركزي لأنه يسمح بامتصاص أفضل للمركب. قم بتدوير رأس وقم بإدارة نصف المركب مباشرة في جانب واحد من فتحة الأنف ، مع توقيته بالاستنشاق. ثم قم بتدوير رأس إلى موضعه للإدارة التالية. بعد 2 نفس أو نحو ذلك ، قم بإدارة الحجم المتبقي في فتحة الأنف الثانية. بعد الإعطاء الكامل ، أعد إلى قفصه.
بعد ذلك ، دعنا نراجع إجراء الإدارة داخل الجمجمة للفئران والجرذان حديثي الولادة. قبل البدء في الإجراء ، ضع القفص مع الجراء والسد على وسادة تسخين كهربائية مضبوطة على مستوى منخفض. تأكد من أن جزءا من القفص خارج وسادة التدفئة. هذا لمنع انخفاض حرارة الجسم ، وفي نفس الوقت ، السماح للسد بالابتعاد عن الحرارة إذا رغبت في ذلك. بعد ذلك ، حدد مقياس إبرة مناسب لعمر. أذكر ، مقياس الإبرة. طول الإبرة ، والذي يستخدم للتحكم في عمق الإبرة أثناء الحقن داخل الجمجمة ؛ وحجم الإدارة ... تختلف جميعها باختلاف عمر وأنواعه.
يتم ضبط الطول باستخدام واقي. لتحضير هذا الواقي ، قم بقياس الإبرة الصحيحة مقابل غطاءها وقم بوضع علامة. بعد ذلك ، ضع علامة ثانية على الغطاء للإشارة إلى مكان قطعه. المسافة بين العلامتين هي طول الإبرة المطلوب. ثم قطع الغطاء بشفرة حلاقة. لا تستخدم المقص لأنها ستسحق الغطاء ولن تنتج قطعا نظيفا للمستوى. هذا هو "واقي الإبرة". تخلص من الإبرة المستخدمة في إنشاء الواقي ، لأنها لم تعد معقمة ، وبدلا من ذلك أدخل إبرة جديدة في الواقي وتأكد من تعرض الطول الصحيح. بعد ذلك ، باستخدام إبرة مختلفة متصلة بالمحقنة المناسبة ، ارسم مادة الحقن. يتم استخدام إبرة مختلفة للقيام بذلك ، لأن وضعه في السدادة سيؤدي إلى إضعاف إبر القياس الدقيقة هذه بشكل كبير ، وهو ليس مثاليا للإدارة داخل الجمجمة. ثم ضع المحقنة المملوءة على الإبرة مع الواقي. الآن النظام جاهز للحقن.
بالنسبة للجراء الذين تزيد أعمارهم عن 10 أيام ، قم بإعطاء التخدير الاستنشاقي. لا تحتاج الجراء التي يقل عمرها عن 10 أيام إلى التخدير. لإجراء الحقن ، حدد أولا موقع الموقع ، الذي يقع على بعد 5 مم خلف العين وحوالي 3 مم من خط الوسط للجمجمة. بعد ذلك ، أدخل الإبرة إلى العمق الذي يسمح به واقي الإبرة. ثم ، قم بالحقن بطريقة بطيئة وثابتة لتجنب صدمة الدماغ. قم بإزالة الإبرة على الفور وبعناية فائقة لمنع إصابة أنسجة المخ. أخيرا ، ضع مرة أخرى مع السد للسماح بالتعافي المناسب.
الآن دعونا نراجع بعض التجارب التي يتم إجراؤها في المختبرات اليوم والتي تستخدم هذه الطرق غير المألوفة للإدارة.
غالبا ما يستخدم الحقن داخل الأدمة لدراسة تفاعل التهاب الجلد. في هذه التجربة ، استخدم الباحثون هذه الطريقة لحقن مادة مسببة للحساسية في أذن واحدة ومادة محايدة في الأذن المقابلة للفأر المحسس مسبقا. بعد ذلك ، قاموا بتوصيل صبغة زرقاء إلى الدورة الدموية للحيوان لفحص التغيرات في نفاذية الأوعية الدموية بسبب حقن مسببات الحساسية.
كما ذكرنا سابقا ، فإن أحد تطبيقات الإعطاء عن طريق الأنف هو إعطاء اللقاحات. هنا ، استخدم العلماء هذا الطريق لتوصيل لقاح إنفلونزا معدل وراثيا وموهن إلى الفئران البرية والمعدلة وراثيا ودرسوا المناعة المخاطية عن طريق إنتاج نوع معين من الخلايا التائية.
أخيرا ، استخدمت هذه الأبحاث الطبية الحيوية الإدارة داخل الجمجمة لزرع الخلايا السرطانية في الفئران التي تعاني من نقص المناعة ، من أجل إنشاء نموذج ورم في الدماغ البشري. ثم تم تحليل فعالية الحقن باستخدام نظام التصوير في الجسم الحي.
لقد شاهدت فيديو JoVE حول بعض الطرق الخاصة للإدارة المركبة في الفئران والجرذان المختبرية. يجب أن تفهم الآن متى تكون هذه الإجراءات مفيدة ، والاعتبارات التي يجب أن تضعها في اعتبارك قبل وأثناء تنفيذ هذه التقنيات ، والخطوات الإجرائية الأساسية لضمان أن الإدارة لها تأثير ضئيل على صحة وعلى البيانات التجريبية التي سيتم جمعها. كما هو الحال دائما ، شكرا على المشاهدة!
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: When is intradermal injection used in rodent research?
Intradermal injection delivers compounds into the space between the epidermis and dermis layers. This route is typically used to assess inflammation, measure cutaneous blood flow, or evaluate allergenic reactions to antigens. The procedure requires anesthesia and specialized training to ensure accurate placement and minimize tissue damage at the injection site.
Q2: What are the key advantages of intranasal administration in laboratory animals?
Intranasal administration is non-invasive and requires minimal training and simple equipment like a calibrated micropipette. The nasal mucosa's rich blood vessel and nerve supply enables rapid systemic absorption and direct central nervous system targeting. This route is commonly used for vaccine delivery and local decongestant applications in rodents.
Q3: Why is anesthesia recommended for intranasal dosing in conscious rodents?
Anesthesia during intranasal administration ensures proper compound placement at the nares for accurate dosing, prevents animals from biting equipment, and eliminates head jerking that could injure nasal tissue or eyes. Anesthesia also reduces the likelihood of the animal snorting and spraying the compound from the nares upon administration.
Q4: What volume limits apply to intranasal administration in different rodent species?
For rats, intranasal administration should not exceed 50 microliters per administration. For mice, the maximum total volume is less than 20 microliters. These volume restrictions prevent complications and ensure compliance with institutional guidelines and IACUC-approved protocols for safe compound delivery.
Q5: How is needle depth controlled during neonatal intracranial injection?
A needle guard is created by measuring the correct needle against its cap, marking the desired length, and cutting the cap with a razor blade to produce a clean, level cut. This custom depth-control device is prepared aseptically and ensures the needle penetrates only to the validated depth appropriate for the target brain structure and animal age.
Q6: What preparation steps are essential before intradermal injection in rodents?
The injection site must be shaved using an electric razor or depilatory cream, then thoroughly cleaned with water-dampened gauze to remove lingering hair. A topical antiseptic solution is applied to the shaved area. The skin is stabilized by stretching it between thumb and index finger before needle insertion to ensure accurate bleb formation.
Q7: Why is a separate needle used to draw test articles for intracranial injection?
A separate needle is used to draw the test article because insertion into the stopper significantly dulls fine-gauge needles, which compromises injection quality. Using a fresh needle for intracranial administration preserves needle sharpness and ensures precise, trauma-free delivery directly into the neonatal rodent brain.
Chapters in this video
0:00
Overview
1:12
Considerations for the Specialized Injections
4:55
Intradermal Administration
6:45
Intranasal Administration
8:40
Intracranial Administration in Neonatal Rodents
11:24
Applications
12:49
Summary
Videos from this collection: