Name: إعداد نموذج لتقويض Epileptogenesis بعد الاصابة في القوارض (فيديو) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: تعلم إعداد نموذج التقويض لدراسة الصرع بعد الإصابة في الجرذان باستخدام جهاز جراحي مخصص. تعزز هذه التقنية الدقة والاتساق في إنشاء الآفات الدماغية للبحث العصبي.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

وأيد هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة / NINDS NS 4R00 057940 منحة ، ومنحة SCBI 200-12 من الحبل الشوكي وتمويل أبحاث الدماغ من الإصابات من وزارة الخارجية انديانا الصحة.

1. صنع جهاز بسيط لتقويض عملية جراحية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجهاز تقويض أنشأنا يتكون من ثلاثة أجزاء (الشكل 1) : (1) لوحة دعم مصنوع من الفولاذ المقاوم للصدأ أو البلاستيك الذي يسمح المرفق من أنبوب توجيه وإبرة ، ويجلس في إطار الجمجمة أثناء الجراحة ، (2) أنبوب التوجيهية التي يحمل الإبرة في الموقف ، وتناوب على تصاريح الإبرة ، و (3) إبرة أن عازمة على 90 درجة مم 3 ~ من طرف ، والمنقولة عن طريق التناوب والإدراج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع قطعة من 1-1،5 ملم ، 7 ~ 10 × 30 مم الفولاذ المقاوم للصدأ أو البلاستيك الشفاف مستطيلة (1) لجعل لوحة الداعمة. إعداد 1.5 بوصة عيار 22 دينار بحريني (شركة ، # 305156) و1.5 بوصة عيار 25 دينار بحريني (شركة ، # 305127) إبرة المحقنة. لجعل أنبوب التوجيهية ، وقطع من البلاستيك ونهاية الحافة السفلى إبرة إبرة حقنة عيار 22 بحيث طوله الإجمالي حوالي 31-32 ملم (2). الرمال نهاية المعادن لجعلها مسطحة وناعمة. وينبغي أن طول النهائي لهذا الانبوب يتم توجيه حوالي 5-6 ملم أقصر من إبرة حقنة من عيار 25. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الغراء cyanoacrylate لإصلاح أنبوب التوجيهية على لوحة دعم ، والتأكد من أن الإبرة عمودية على حافة معدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج إبرة حقنة من عيار 25 في أنبوب التوجيهية ، والانحناء الإبرة 90 درجة في 2،5-3 ملم من طرف (الشكل 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط مجموعة العمودي للنقل بواسطة إبرة الإلتصاق أنبوب بلاستيكي صغير يصل إلى نهاية من الإبرة (الشكل 1 ، والتوقف عن إبرة). مجموعة النهائية من الإبرة تتحرك يحدد مدى عمق يمكن إدراجها الإبرة في القشرة ، وينبغي 1،6-1،8 مم لP21 الفئران و1،3-1،5 مم لP21 الفئران. طول هذا بحاجة إلى تعديل لمختلف الأنواع والأعمار من الحيوانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إرفاق الأسلاك النحاسية الصغيرة أو قطعة صغيرة من الشريط إلى نهاية العلوي من الإبرة في نفس اتجاه الطرف عازمة (Fig.1 مؤشر الإبرة). السلك أو الشريط يدل على تحول في زاوية إبرة أثناء الجراحة تقوض (الشكل 1). </li></ol> 2. إعداد الحيوان <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جميع الأدوات الجراحية يلزم تعقيمها ، معقم للتعقيم الزجاج حبة ، أو تطهيرها مع الايثانول 70 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نستخدم سبراغ / داولي الفئران بعد الولادة في سن 20 حتي 22 يوما (P20 - 22) أو CD1 فئران في العمر نفسه. ويمكن استخدام سلالات مختلفة من الفئران او الجرذان لمشاريع محددة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع حقنة IP الكيتامين 80 ملغ / كغ وزيلازين 8 ملغم / كغم. العملية الجراحية يبدأ بعد هذا الحيوان لا يستجيب لقرصة الذيل. أثناء الجراحة ، وإذا لزم الأمر ، يمكن لجرعة منشطة من ثلث إعطاء الجرعة الأصلي للكوكتيل مخدر لاستعادة حالة التخدير الأصلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قص الشعر على فروة الرأس من الحيوان مع الانتهازي الشعر الكهربائية. تنطبق على كمية صغيرة من مرهم للعين على أعين الحيوانات للحماية من الجفاف أثناء التخدير. تطهير فروة الرأس باستخدام 10 ٪ محلول البوفيدون اليودي ، تليها الايثانول 70 ٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل الحيوان على جهاز التجسيمي لإبقاء الرأس في وضع ثابت مستقر. طوال الجراحة ، وعلينا أن نحافظ على الحيوان على وسادة تدفئة لمنع انخفاض حرارة الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل خط الوسط الأمامي الخلفي شق في فروة الرأس باستخدام مشرط ، وتمتد من لامدا الى ما بين العينين. استخدام المرقأة لسحب الجلد جانبا وفضح الجمجمة اليسار بما فيه الكفاية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اجراء خفض مستطيلة على الجمجمة الأيسر ، واستخدم مشرط لكشط غشاء العظم. وهذه الخطوة تقليل النزف ، وتسهيل عمليات الحفر في الجمجمة. </li></ol> 3. مما يضعف <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة كمية صغيرة من المياه المالحة عقيمة على الجمجمة إلى منطقة مكشوفة ، ومن ثم استخدام عدة Q - نصائح لتنظيف الدم والجفاف في المنطقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر الجراحي ، وبدء الحفر في أخدود مستطيل (~ 5 × 7 ملم في الفئران ، و 4 × 5 ملم في الفئران) في وسط الجمجمة اليسرى (تقريبا فوق القشرة الحسية اليسرى). تطبيق قطرة من المياه المالحة على الجمجمة يسهل الحفر وتبدد الحرارة. بعد ما يقرب من 2 / 3 عمق حفر العظام ، وإزالة الملوحة الزائدة وتنظيف المنطقة الحفر مع Q - تلميح. ببطء وبعناية حفر أعمق حتى قطعة من العظم هو مركز المنقولة على لمسة رقيقة ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بعناية قطعة من العظم المركزية عن طريق إدراج غيض من حاد ملقط على حافة العظم ورفع ببطء ملقط لفضح نصف الكرة المخية الأيسر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحت المجهر الجراحي ، وعقد الجهاز تقوض ، وتوجيه الإبرة في اتجاه عمودي مجاور للسهمي والداعمة لوحة خط الوسط ، إمالة الجهاز caudally قليلا وذلك للحفاظ على التصور من طرف الإبرة والمنطقة المستهدفة القشرية. الهدف غيض من الإبرة إلى منطقة 1-2 ملم الجانبي لالدرز السهمي ومتفوقة ، في منتصف النافذة في الجمجمة ، وتجنب الاختراق المباشر من السفن الكبيرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ادخال الإبرة في اتجاه أفقي خلال الجافية وتحت الحنون ، وذلك لتجنيب الأوعية الدموية. الجلوس في الجزء السفلي من الجهاز تقوضعلى كل من حواف الجمجمة نافذة بحيث يتم وضع إبرة العادي إلى السطح القشري (الشكل 1). وسوف يستريح الجهاز على حواف الجمجمة كلا من نافذة باليد تقلل إلى حد كبير أو القضاء على المصافحة أثناء الإجراء التالي. ترفع الإبرة إلى أسفل الحنون ، ومن ثم انخفاض ببطء لإنشاء قطع بطريق القشرة الإبرة حتى لا تذهب أعمق. ~ تدوير 135 درجة بعيدا عن خط الوسط لخلق المسألة نصف دائرة بيضاء / طبقة عميقة تقوض السادس. ثم رفع الإبرة مرة أخرى إلى أسفل الحنون. إمالة الجهاز إلى الخلف وسحب الإبرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختياريا ، يمكن للمرء أن تكرار الإجراء أعلاه (الخطوة 2.5) ولكن من دون تحول الإبرة وذلك لتهيئة قطع إضافية بطريق القشرة عند الحواف الجانبية من النافذة. وهذا يخلق عزلة أكثر اكتمالا القشرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع قطعة من البلاستيك فيلم (6 × 6 ملم) على نافذة الجمجمة للحماية ، وخياطة وفروة الرأس. وضع الحيوان على وسادة ساخنة حتى شفي تماما من التخدير. </li></ol> 4. ممثل النتائج : يمكن تحضير شرائح القشرية الاكليلية لتأكيد نجاح العملية الجراحية تقوض. في إعداد شرائح&gt; 2 أسابيع بعد الجراحة ، والتخفيضات بطريق القشرة وتقويض تتجلى تحت الهدف منخفضة الطاقة من مجهر (الشكل 2). القشرة عادة معزولة جزئيا يصبح أرق قليلا ، ويمكن أن يتم الكشف عن نشاط صرعي في غالبية شرائح القشرية مع تسجيل حقل المحتملة (الشكل 3). في تشكيل ، وعلى النقيض من الثقوب الكبيرة في المادة البيضاء أو في الطبقات العميقة القشرية ، وسوف دراماتيكية ترقق القشرة lesioned ، أو قطع المخطئين يجري فوق أو تحت المادة البيضاء في الدماغ تجعل غير صالحة للاستعمال لمزيد من التجارب. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="الشكل 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="الشكل 1"> الشكل 1. يتم لصقها وتطبيق هيكل جهاز تقوض. أنبوب التوجيهية (2) على لوحة دعم (1) التي هي مصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ أو البلاستيك الشفاف. يتم إدخال إبرة حقنة (3) من خلال أنبوب عازمة على توجيه ومم 3 ~ إلى الحافة. إبرة وقف مصنوعة من أنابيب بلاستيكية يتم لصقها على الجزء العلوي من نهاية الإبرة بحيث يقتصر على مجموعة العمودي تتحرك من الإبرة إلى 1.2 مم ~ ~ و 1.5 مم لاستخدامها في P21 الفئران والجرذان على التوالي. وتثبت قطعة من الأسلاك النحاسية الصغيرة تحت مقبض كما إبرة مؤشر لاتجاه الإبرة عازمة. علما بأن إمالة الجهاز وعلى اتصال مع كل من حافة النافذة الجمجمة حتى يمكن إجراء خفض مواز لسطح حنوني. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="الشكل 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="الشكل 2"> الشكل 2. صورة ممثل شريحة تقوض. ألف صورة نيون للشريحة التي تم إعدادها بعد اسبوعين من آفة فأر في تقويض P48. وقد وصفت الجرح القطع الفلورسنت الجاذبة صباغة. السهام البيضاء على اليمين تشير إلى خفض بطريق القشرة ، وتشير إلى أن تنتقص من الأسهم في القاع التي مرت على الرغم من أن الحدود بين الرابع طبقة والمادة البيضاء. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="الشكل 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="الشكل 3"> الشكل 3. عرض تسجيل الميدانية الممكنة من شريحة تقوض. الميدانية تسجيل المحتملة من شريحة الدماغ تقويض نشاط صرعي ، مما يشير إلى فرط الاستثارية من النسيج القشرية الجرحى.

<ol><li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li>
<li>Topolnik, L., Steriade, M., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperexcitability+of+intact+neurons+underlies+acute+development+of+trauma-related+electrographic+seizures+in+cats+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Hyperexcitability of intact neurons underlies acute development of trauma-related electrographic seizures in cats in vivo.</a> Eur J Neurosci. 18, 486-496 (2003).</li>
<li>Graber, K., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGraber%2C+K+%22Models+of+Seizures+and+Epilepsy%22">Models of Seizures and Epilepsy</a>. , Elsevier. 477-493 (2005).</li>
<li>Nita, D. A., Cisse, Y., Timofeev, I., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+propensity+to+seizures+after+chronic+cortical+deafferentation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Increased propensity to seizures after chronic cortical deafferentation in vivo.</a> J Neurophysiol. 95, 902-913 (2006).</li>
<li>Sharpless, S. K., Halpern, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electrical+excitability+of+chronically+isolated+cortex+studied+by+means+of+permanently+implanted+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The electrical excitability of chronically isolated cortex studied by means of permanently implanted electrodes.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 244-255 (1962).</li>
<li>Echlin, F. A., Battista, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epileptiform+Seizures+from+Chronic+Isolated+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epileptiform Seizures from Chronic Isolated Cortex.</a> Arch Neurol. 9, 154-170 (1963).</li>
<li>Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epileptogenic+neurons+and+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epileptogenic neurons and circuits.</a> Adv Neurol. 79, 665-684 (1999).</li>
<li>Marin-Padilla, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+neuropathology+and+impact+of+perinatal+brain+damage.+II%3A+white+matter+lesions+of+the+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuropathol+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Developmental neuropathology and impact of perinatal brain damage. II: white matter lesions of the neocortex.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 56, 219-235 (1997).</li>
<li>Jin, X., Prince, D. A., Huguenard, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+excitatory+synaptic+connectivity+in+layer+v+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+epileptogenic+neocortex+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Enhanced excitatory synaptic connectivity in layer v pyramidal neurons of chronically injured epileptogenic neocortex in rats.</a> J Neurosci. 26, 4891-4900 (2006).</li>
<li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+in+chronically+injured%2C+epileptogenic+sensory-motor+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li>
<li>Salin, P., Tseng, G. F., Hoffman, S., Parada, I., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+sprouting+in+layer+V+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Axonal sprouting in layer V pyramidal neurons of chronically injured cerebral cortex.</a> J Neurosci. 15, 8234-8245 (1995).</li>
<li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li>
<li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma%3A+a+role+in+epileptogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li>
</ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

النموذج هو تقويض نظام فعال للغاية لدراسة epileptogenesis ما بعد الصدمة. عملية جراحية نموذجية يستغرق حوالي 20-30 دقيقة فقط حتى النهاية ، وأثار أو يمكن تسجيل نشاط تلقائي صرعي في شرائح من معظم الحيوانات بعد اسبوعين من الجراحة 1-2. الأهم من ذلك ، وهذا نموذج يحاكي جوانب التغييرات التالية إصابات في الدماغ ، مثل التهاب النزيف ، axotomy ، وذمة وفاة الخلايا العصبية 7. لا يقتصر الأمر على نشاط صرعي لوحظ في القوارض والحيوانات الأخرى ، ولكن أيضا قد تم توثيق نوبات الصرع لد...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم المادة </td><td> نوع </td><td> شركة </td><td> رقم كتالوج </td></tr><tr><td> Foredom micromotor طقم </td><td> معدات </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> 1.5 بوصة إبرة حقنة عيار 22 </td><td> مادة </td><td> شركة دينار بحريني </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1.5 بوصة إبرة حقنة عيار 25 </td><td> مادة </td><td> شركة دينار بحريني </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Cyanoacrylate الغراء </td><td> مادة </td><td> تيد بيلا </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

إعداد نموذج لتقويض epileptogenesis بعد الاصابة في القوارض

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

القشرة معزولة جزئيا (&quot;تقوض&quot;) هو نموذج حيواني من epileptogenesis ما بعد الصدمة. الإجراء الجراحي يشمل عدة قطاعات من خلال القشرة الحسية وتحتها المادة البيضاء (تقوض) بحيث يتم معزولة الى حد كبير منطقة محددة من القشرة الدماغية من القشرة والمناطق المجاورة تحت القشرية 1-3 بعد زمن من اثنين أو أكثر من أسابيع بعد الجراحة ، يمكن تسجيل التصريف صرعي في شرائح من الدماغ القوارض 1 ، ويمكن ملاحظة السلوك أو مضبوطات الكهربائية في الجسم الحي من الأنواع الأخرى مثل القط والقرد 4-6. هذا النموذج هو الحيوان راسخة فعالة لتوليد ويحاكي العديد من الخصائص المهمة للإصابات في الدماغ. ومع ذلك ، فإنه يمثل تحديا تقنيا محاولة لجعل الآفات القشرية دقيقة في الدماغ القوارض الصغيرة ذات اليد الحرة. استنادا للإجراءات المتبعة في البداية في مختبر الدكتور ديفيد الأمير في جامعة ستانفورد 1 ، وهنا نقدم تقنية محسنة لإجراء عملية جراحية لإعداد هذا النموذج في الفئران والجرذان. نحن لشرح كيفية جعل جهاز جراحية بسيطة واستخدامه للحصول على سيطرة أفضل على عمق القطع وزاوية لتوليد نتائج أكثر دقة ومتسقة. الجهاز سهل لجعل ، وإجراءات سريعة للتعلم. هذا الجيل من نموذج حيواني يتيح نظام فعال للدراسة في آليات epileptogenesis ما بعد الصدمة.

القشرة معزولة جزئيا (&quot;تقوض&quot;) هو نموذج حيواني كفاءة epileptogenesis ما بعد الصدمة. نحن هنا لشرح كيفية جعل جهاز رواية الجراحية واستخدامها لجعل الآفات أكثر دقة ومتسقة لتوليد هذا الطراز.

إعداد نموذج لتقويض Epileptogenesis بعد الاصابة في القوارض

تُعد القشرة المخية المعزولة جزئياً ("التجويف السفلي") نموذجاً حيوانياً لنشوء الصرع التالي للصدمة. تتضمن العملية الجراحية القطع عبر...

سيوضح هذا الإجراء كيفية إعداد نموذج القطع السفلي (undercut) لتكون الصرع التالي للصدمة في الجرذان. تتمثل الخطوة الأولى في صنع أداة بسيطة تعمل على تحسين دقة واتساق جراحة القطع السفلي. بعد ذلك، يتم تحضير الحيوان للجراحة، ويتم عمل نافذة جمجمية على سطح الجمجمة لتوفير الوصول إلى الدماغ.أخيرًا، يتم إدخال إبرة جهاز القطع السفلي في المادة البيضاء للقشرة الدماغية وتدويرها لإنتاج قطع سفلي على شكل مروحة في المنطقة المستهدفة. وفي نهاية المطاف، يمكن الحصول على نتائج تظهر نشاطًا صرعيًا في شرائح الدماغ من خلال تسجيل جهد المجال. وتتمثل الميزة الرئيسية لهذه التقنية في إمكانية إجراء قطع حبل أكثر دقة واتساقًا باستخدام جهاز جراحي بسيط مصنع خصيصًا لهذا الغرض.ويمكن استخدام هذا النموذج الحيواني للإجابة على أسئلة رئيسية تتعلق بنشوء الصرع بعد إصابات الدماغ الرضحيّة. وبالرغم من أن هذا النموذج يُستخدم غالباً في الجرذان، إلا أنه يمكن تطبيقه أيضاً على الفئران. وبشكل عام، يواجه الأشخاص الجدد في هذه الطريقة صعوبات، لأن إحداث مثل هذا الآفة الدقيقة في قشرة الدماغ لدى القوارض يدوياً يعد أمراً صعباً.تتكون الأداة الجراحية من ثلاثة أجزاء: صفيحة دعم، وأنبوب توجيه، وإبرة منحنية بزاوية 90 درجة بالقرب من الطرف. لتحضير أداة التحتين (undercut device) للجراحة في جرذان يتراوح عمرها بين ثلاثة إلى أربعة أسابيع، قم أولاً بقص قطعة مستطيلة من الفولاذ المقاوم للصدأ أو البلاستيك الشفاف بسُمك يتراوح من 1 إلى 1.5 مليمتر وأبعاد من 7 إلى 10 × 30 مليمتر. ولصنع صفيحة الدعم، استخدم إبرة حقنة عيار 25 وإبرة حقنة عيار 22 وقم بقياس طول إبرة عيار 25.بعد ذلك، اقطع الطرف البلاستيكي للإبرة عيار 22، وقس الطول الإجمالي لعلامة الإبرة، ثم اقطع الإبرة عيار 22 عند نقطة تجعل الطول النهائي لأنبوب التوجيه أقصر بنحو خمسة إلى ستة مليمترات من إبرة المحقنة عيار 25. قم بصنفرة الطرف لجعله مسطحاً وأملس. استخدم غراء السيانوأكريليت لتثبيت أنبوب التوجيه على لوحة الدعم، مع التأكد من أن الإبرة عمودية ومحاذية لحافة لوحة الدعم.أدخل إبرة محقنة عيار 25 في أنبوب التوجيه، ثم اثنِ الإبرة بزاوية 90 درجة على مسافة تتراوح من 2.5 إلى 3 مليمتر من الطرف. وأخيراً، قم بتثبيت سلك نحاسي صغير أو قطعة صغيرة من الشريط اللاصق على الطرف العلوي للإبرة في نفس اتجاه الطرف المثني.يشير السلك أو الشريط إلى زاوية دوران الإبرة أثناء جراحة القطع السفلي. قبل البدء في هذا الإجراء، استشر لجنة رعاية الحيوان المؤسسية للحصول على الموافقة اللازمة للإجراءات التالية. أولاً، تأكد من تعقيم جميع الأدوات الجراحية باستخدام طريقة معتمدة وتوفر مجال معقم للجراحة.قم بتخدير الحيوان وفقاً للبروتوكول المعتمد، وتحقق من تخدير الحيوان بشكل كامل عن طريق قرص الذيل. استخدم آلة حلاقة كهربائية لحلاقة فروة رأس الحيوان حول المنطقة التي سيتم إجراء الشق فيها. ثم قم بتطهير فروة الرأس باستخدام محلول بوفيدون أيودين بتركيز 10%، يليه إيثانول بتركيز 70%.قم بطلاء عيني الحيوان بمرهم عيني لمنع جفافهما. وأثناء الجراحة، قم بتثبيت الحيوان على جهاز التوجيه المجسم (stereotaxic apparatus) للحفاظ على الرأس في وضع ثابت ومستقر. ومن الأفضل وضع الحيوان على وسادة تدفئة لمنع انخفاض درجة حرارة الجسم.باستخدام المشرط، قم بإجراء شق طولي في خط المنتصف من الأمام إلى الخلف على فروة الرأس، ممتداً من Lambda إلى المنطقة بين العينين. ثم استخدم الملاقط المرقئة لسحب الجلد جانباً وكشف الجانب الأيسر من الجمجمة بشكل كافٍ. استخدم المشرط لإجراء قطع مستطيل على الجانب الأيسر من الجمجمة وكشط السمحاق.ستعمل هذه الخطوة على تقليل النزيف وتسهيل عملية الحفر في الجمجمة. أولاً، قم بتنظيف الجمجمة باستخدام محلول ملحي معقم وعدة مسحات قطنية لإزالة الدم وتجفيف المنطقة. بعد ذلك، ضع قطرة من المحلول الملحي المعقم في مركز الجانب الأيسر من الجمجمة.ابدأ بعد ذلك بعملية الثقب لإنشاء أخدود مستطيل بمقاس 4 × 5 مليمتر في مركز الجانب الأيسر من الجمجمة. وبعد حفر ما يقرب من ثلثي عمق العظم، قم بإزالة المحلول الملحى الزائد وتنظيف المنطقة المحفورة باستخدام مسحة قطنية. استمر في الحفر ببطء وحذر حتى تصبح قطعة العظم المركزية قابلة للتحريك بلمسة خفيفة باستخدام الملقط.قم بإزالة قطعة العظم المركزية بعناية عن طريق الإمساك بقطعة العظم بلطف باستخدام الملقط ورفع نافذة العظم ببطء للكشف عن نصف الكرة المخي الأيسر مع تثبيت جهاز التثبيت السفلي. وجّه الإبرة في اتجاه موازٍ للسهمي، واللوحة الداعمة بشكل عمودي على الخط الناصف. وجّه طرف الإبرة بحيث يكون على بُعد 1 إلى 2 mm جانبياً من الغرزة السهمية العلوية في منتصف النافذة القحفية مع تجنب الأوعية الدموية الكبيرة.بعد ذلك، أدخل الإبرة في اتجاه أفقي عبر الأم الجافية وتحت الحامل. وبحيث يتم تجنب الأوعية الدموية، ثبّت الجزء السفلي من جهاز التثبيت على كلتا حافتي النافذة القحفية بحيث تكون الإبرة في وضع عمودي على السطح القشري. تأكد من أن الإبرة تقع أسفل الحامل عن طريق رفعها قليلاً.بعد ذلك، اخفض الإبرة ببطء لإجراء قطع عبر القشرة حتى لا تتمكن الإبرة من الاختراق أكثر من ذلك. بعد ذلك، أدر الإبرة بزاوية 180 درجة بعيداً عن الخط المتوسط لإنشاء قطع سفلي نصف دائري في الطبقة السادسة العميقة من المادة البيضاء. وأخيراً، ارفع الإبرة مرة أخرى حتى تصبح أسفل الثقب.بعد ذلك، قم بإمالة جهاز القطع السفلي إلى الخلف واسحب الإبرة. ضع قطعة من الغشاء البلاستيكي فوق النافذة القحفية للحماية. ثم قم بتحرير الملاقط المرقئة، وترطيب فروة الرأس بمحلول ملحي معقم إذا لزم الأمر، وأعدها إلى مكانها.أغلق الشق باستخدام الغرز الجراحية. ثم حرر الحيوان من الجهاز التجسيمي (stereotaxic apparatus) وضعه على وسادة تدفئة حتى يفيق من التخدير. بعد إعادة الحيوان إلى قفصه، تأكد من المتابعة بإعطاء المسكنات وفقاً لما حدده بروتوكول لجنة الرعاية المؤسسية للحيوان (IACUC) ذو الصلة.هنا، تم تحضير مقاطع إكليلية من القشرة المخية بعد أسبوعين من الإجراء لتقييم نجاح جراحة القطع السفلي. وتظهر الشقوق عبر القشرية والشقوق السفلية بوضوح تحت الشيئية منخفضة القوة للمجهر. ويكشف تسجيل جهد المجال هذا عن نشاط كهربائي مستحث في القشرة المخية المعزولة جزئياً.بمجرد إتقان هذه التقنية، يمكن إتمامها في حوالي 30 دقيقة إذا تم تنفيذها بشكل صحيح. وعند محاولة تطبيق هذا الإجراء، من المهم تذكر التدرب على استخدام الجهاز الجراحي قبل إجراء الجراحة. بعد مشاهدة هذا الفيديو، يجب أن تكون لديك معرفة جيدة بكيفية تحضير نموذج غير مقصوص لتكون الصرع التالي للصدمة في القوارض.

preparing-undercut-model-of-posttraumatic-epileptogenesis-in-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

علم الأعصاب

يوضح هذا الفيديو تسجيل تخطيط كهربية الدماغ (EEG) لنوبات الصرع في الفئران الناجمة عن الصرع. يتم توصيل فأر به أقطاب كهربائية مزروعة في الحصين البطني بنظام تسجيل مخطط كهربية الدماغ ويوضع في غرفة زجاج شبكي. يسمح للفأر بالتحرك بحرية بينما يتم تسجيل نشاط الدماغ لمراقبة حدوث النوبات.

تسجيل تخطيط كهربية الدماغ لنوبات الصرع في الفئران الناجمة عن الصرع

المصدر: Jang، S.، et al، الضربات الكهربائية في الفئران وتجزئة الحصين لفحص التغيرات الناجمة عن النوبات في بروتينات كثافة ما بعد المشبكي. J. Vis. Exp. (2017)يوضح هذا الفيديو تحريض نوبة الصدمات الكهربائية الحادة (ECS) في نموذج الفئران لدراسة المرونة العصبية الناجمة عن النوبات. يطبق الباحثون التحفيز الكهربائي عبر أقطاب مشبك الأذن ، مما يؤدي إلى فرط استثارة الخلايا العصبية والكلونوس. يساعد هذا النموذج في التحقيق في اللدونة المشبكية وآليات النوبات والتأثيرات العلاجية المرتبطة بالعلاج بالصدمات...

إحداث نوبة اشتباك كهربائي حادة في نموذج الفئران

نوضح هنا استخدام تقنية تمكين لاسلكية لمخطط كهربية الدماغ (EEG) في نماذج القوارض حديثي الولادة للأمراض البشرية. مع القياس عن بعد ، لا توجد اتصالات مرهقة ، مما يسمح بالسلوكيات الطبيعية.

على المدى الطويل رصد EEG المستمر في القوارض الصغيرة نماذج من الأمراض البشرية عن طريق نظام عصر الارسال اللاسلكي

يقدم هذا الفيديو إجراءات التحضير والتسجيل وتحليل المصدر لمخطط كهربية الدماغ عالي الدقة على الفئران المخدرة مع نموذج ما قبل السريري المعين للصرع البؤري في ظل ظروف غير جراحية.

الدماغ التصوير المصدر في ما قبل السريرية الفئران نماذج من الاتصال الصرع باستخدام عالية الدقة EEG تسجيلات

توضح هذه المقالة طريقة لإشعال المواد الكيميائية مع بينتيلينيتيترازولي هذا البروتوكول ويقدم نموذجا ماوس من الصرع. يمكن أيضا استخدام هذا البروتوكول للتحقيق في التعرض للاستيلاء على الاستقراء والمرضية بعد نوبات الصرع في الفئران.

نموذج الماوس إشعال الناجمة عن بينتيلينيتيترازولي

نماذج الاستيلاء الحادة هامة لدراسة الآليات الكامنة وراء الأحداث صرعية. وعلاوة على ذلك، يوفر القدرة على توليد أحداث صرعية عند الطلب طريقة ذات كفاءة عالية لدراسة تسلسل الأحداث الكامنة وراء مبادرتهم. وهنا يصف لنا نماذج الاستيلاء القشرية 4-أمينوبيريديني الحاد في الماوس والأنسجة البشرية.

بدء نشاط Ictal الحادة في القوارض والأنسجة البشرية الجيل وبناء على الطلب

يصف هذا البروتوكول المنهجي نموذجًا جديدًا للصرع ما بعد الصدمة بعد إصابات الدماغ الخفيفة المتكررة. الجزء الأول تفاصيل خطوات لتحريض إصابات الدماغ الرضية باستخدام نموذج انخفاض الوزن المعدلة. ويقدم الجزء الثاني تعليمات بشأن النهج الجراحي لنظم الحصول على البيانات الكهروالدماغة أحادية ومتعددة القنوات.

تحريض الصرع ما بعد الصدمة في نموذج الماوس من إصابات الدماغ المتكررة منتشر الصدمة

هنا، ونحن نصف إعداد شرائح القشرة قرن آمون rhinal organotypic. في ظل الحرمان التدريجي والسيطرة عليها من المصل، وهذه الشرائح تصور الأحداث المتطورة مثل الصرع ويمكن اعتبار نموذج الجسم الحي السابق من تكوين الصرع. يمثل هذا النظام أداة ممتازة لرصد ديناميات النشاط التلقائي ، وكذلك لتقييم تطور الميزات العصبية خلال فترة تكوين الصرع.

نموذج لتولد الصرع في رينال القشرة-قرن آمون ثقافات شريحة العضوية

يصف هذا التقرير طرق توليد نموذج لصرع الفص الصدغي بناء على الإشعال الكهربائي للفئران المعدلة وراثيا VGAT-Cre. قد تكون فئران VGAT-Cre المشابهة مفيدة في تحديد أسباب الصرع وفحص العلاجات الجديدة.

تحضير وزرع أقطاب كهربائية لفئران VGAT-cre المشتعلة كهربائيا لتوليد نموذج لصرع الفص الصدغي

تكرر العدوى داخل المخ بفيروس التهاب الدماغ والنخاع في الثيلين (TMEV) في الفئران C57BL / 6 العديد من الأعراض السريرية المبكرة والمزمنة لالتهاب الدماغ الفيروسي والصرع اللاحق في المرضى من البشر. تصف هذه الورقة عدوى الفيروس والأعراض وعلم أمراض الأنسجة لنموذج TMEV.

نموذج لصرع المسببات المعدية باستخدام فيروس التهاب الدماغ والنخاع الفئران ثيلر

تلعب اللوزة دورا رئيسيا في صرع الفص الصدغي ، الذي ينشأ في هذا الهيكل وينتشر منه. تقدم هذه المقالة وصفا مفصلا لتصنيع أقطاب الدماغ العميقة مع كل من وظائف التسجيل والتحفيز. يقدم نموذجا لصرع الفص الصدغي الإنسي الناشئ من اللوزة.

استخدام قطب كهربائي ثنائي القطب لإنشاء نموذج فأر صرع الفص الصدغي عن طريق إشعال اللوزة كهربائيا

تعلم إعداد نموذج التقويض لدراسة الصرع بعد الإصابة في الجرذان باستخدام جهاز جراحي مخصص. تعزز هذه التقنية الدقة والاتساق في إنشاء الآفات الدماغية للبحث العصبي.

إعداد نموذج لتقويض Epileptogenesis بعد الاصابة في القوارض

استكشف المزيد من الفيديوهات