通过小脑延髓池注射在小鼠模型中实现靶向药物递送

摘要

来源：Zamboni, M., et al., 通过脑池内注射诱导软脑膜细胞修饰。J. Vis. Exp. (2020)

本视频演示了将诱导药物注入麻醉小鼠小脑延髓池的操作步骤。该注射可选择性地诱导脑表面细胞表达荧光标记物，这些细胞可通过脑脊液接触，随后通过荧光成像加以确认。

方案

所有涉及动物模型的实验程序均已通过当地机构动物护理委员会和 JoVE 兽医审查委员会的审核。

1. 实验动物的体位摆放

1. 将动物头部固定在头架上。为便于接近小脑延髓池，将动物身体置于与台面约成30°角的位置，头部向下倾斜，使头部与身体其余部分形成约120°角，并拉伸颈部后侧以方便进入小脑延髓池（图1A）。
2. 在动物身下垫上纸巾，以支撑其身体，确保整个操作过程中体位稳定。
3. 通过咬合器确保麻醉气体输送通畅，并将异氟烷浓度调至2.5%，空气流速调至200 ml/min。
4. 涂抹眼用软膏。

2. 暴露大池

1. 剃除动物颈部背部的毛发，并用70%乙醇和碘伏对该区域进行消毒。
2. 使用手术剪，在枕骨水平位置开始，沿中线向后做一长约7 mm的切口。
3. 用尖头镊子轻轻向两侧分离浅层结缔组织和颈部肌肉，暴露位于小脑延髓池上方呈倒三角形的硬脑膜。
4. 使用无菌吸收棒或棉签控制可能出现的出血。
5. 放置小型手术拉钩以保持颈部肌肉向两侧牵开，确保在整个操作过程中清晰可见小脑延髓池。

3. 脑池内注射

1. 为了进入小脑延髓池，需定位枕骨的尾端，并将预先弯折的针头立即插入其下方。
   注意：当穿刺硬脑膜时，会突然感到阻力下降。然而，由于针头呈钩状，其尖端仅会轻微穿透脑膜表面。
2. 一旦硬脑膜被穿透，应轻柔地将注射器向上并沿动物体轴平行方向牵拉，使针头的弯折尖端进一步滑入硬脑膜下方，从而将针“钩挂”于颅骨上（见图1B）。此举可确保更佳的稳定性，并防止针头进一步深入，从而避免损伤下方的小脑或延髓。
3. 应缓慢注射化合物，以避免干扰脑脊液的自然流动。
   注意：根据实验目的不同，输注速率可能有所调整。若需缓慢且稳定的输注速率（例如利用该方法追踪脑脊液流动），建议将自动化的微量输注系统与注射器联合使用。
4. 注射完成后，让针头在原位停留1分钟，再小心拔出。可使用尖头镊子辅助将针头从钩挂位置撤出。
   注意：使用较细的针头（例如30 G）通常不会对脑膜造成明显损伤，也不会导致脑脊液大量外漏。若必须使用较大规格的针头，建议用无菌棉签在注射部位施加压力，以阻止液体渗漏。

结果

图1：通过小脑延髓池注射他莫昔芬特异性标记软脑膜细胞。 图A和B展示了小脑延髓池给药技术的操作流程。为进入延髓池，需拉伸动物颈部背部。因此，将麻醉后的动物头部向下倾斜，使身体与头部之间呈约120°角（A

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
麻醉装置	Univentor 410	8323102	包含蒸发器、腔室以及连接腔室与小鼠头部固定器的管路的完整组件
麻醉剂（异氟烷）	Baxter Medical AB	890
聚维酮碘	Sigma-Aldrich	PVP1
他莫昔芬代谢物（Endoxifen）	Sigma-Aldrich	E8284
70% 乙醇	Histolab	1370
哈密尔顿注射器（30G 斜面针头）	Hamilton	80300
小鼠头部固定器	Narishige International	SGM-4	配有用于吸入麻醉剂的口部固定装置。也可使用立体定位仪替代
剪刀	Fine Science Tools	15009-08
剃毛器	Aesculap	GT420
无菌吸收棉签	Fine Science Tools	18105-01	无菌棉签也是良好的选择
手术分离器	World Precision Instrument	501897
镊子	Dumont	11251-35