方法文章

用于研究透明质酸与癌细胞相互作用的微图案化表面

DOI:

10.3791/2413

2010年12月22日

本文内容

摘要

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介绍了一种可实现癌细胞与外源性透明质酸(HA)相互作用高分辨率分析的新方法。通过结合碳二亚胺化学与微接触印刷技术,制备出图案化表面。

摘要

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$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

癌症的侵袭与进展涉及一种运动性细胞表型,该表型受到肿瘤微环境中生长因子/细胞因子及细胞外基质(ECM)成分的复杂调控。透明质酸(HA)是一种间质ECM成分,已知可通过增强肿瘤细胞的侵袭、生长和血管生成来促进肿瘤进展1。HA与其细胞表面受体CD44相互作用,可触发一系列信号转导事件,促进肿瘤细胞的增殖、存活和迁移,从而增加转移扩散的风险2-3。HA是一种带负电荷、非硫酸化的糖胺聚糖,由D-葡萄糖醛酸和D-N-乙酰氨基葡萄糖重复单元组成。由于其重复的二糖单元上含有羧基和羟基,天然HA具有较强的亲水性,并易于进行化学修饰,例如引入硫酸基团以实现光反应性固定4-5。以往关于将HA固定于表面的研究,利用了HA及其硫酸化衍生物的生物抗性特性,以调控细胞在表面的黏附行为6-7。在这些研究中,细胞优先黏附于非HA图案化区域。

为了分析细胞与外源性透明质酸(HA)的相互作用,我们开发了具有图案化的功能化表面,可实现对癌细胞与HA相互作用的可控研究及高分辨率可视化。我们采用微接触印刷技术(uCP)在玻璃表面定义出离散的HA图案区域。通过“锚定”策略,利用碳二亚胺交联化学法将HA固定在表面8。玻璃表面经氨基硅烷微接触印刷后,与含有优化比例的EDC和NHS的HA溶液反应,从而在图案化阵列中实现HA的固定。将碳二亚胺化学法与mCP技术结合,可将HA特异性地固定在预定区域,制备出适用于体外(in vitro)研究的表面。结肠癌细胞和乳腺癌细胞均可自发地与HA微图案表面发生相互作用。癌细胞在24小时内发生黏附,并在48小时内出现增殖。利用HA微图案表面,我们证实癌细胞的黏附是通过HA受体CD44介导的。此外,HA图案化表面适用于扫描电子显微镜(SEM)观察,可对癌细胞在HA图案上的黏附突起和铺展进行高分辨率成像,从而分析癌细胞在外源性HA上的运动能力。

方案

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1. 用于微图形印章制备的标准光刻技术

  1. 用乙醇冲洗新的硅片,并用气流吹干。在整个过程中使用镊子操作硅片,以防止表面产生缺陷。
  2. 将硅片转移至旋涂仪,并在其表面覆盖 SU-2025 负性光刻胶。光刻胶应覆盖至少 80% 的硅片表面。先以 600 rpm 旋涂 10 秒,再以 3000 rpm 旋涂 30 秒。由于光刻胶对光敏感,从此时起应关闭室内照明。
  3. 将涂有光刻胶的硅片转移至加热板,在 95°C 下进行“前烘”3 分钟。从加热板上取下后,静置冷却 1 分钟。
  4. 将带有目标图案的预制掩模置于涂有光刻胶的硅片表面,并用紫外光(UV,350–450 nm)照射 20 秒。
  5. 将硅片再次转移至加热板,在 110°C 下进行“后烘”6 分钟。
  6. 打开灯光,将硅片从加热板上取下。此时应可观察到清晰的图案。
  7. 用 SU-8 光刻胶显影液小心冲洗硅片。用显影液冲洗 3 次后,再用乙醇冲洗。若仍有白色残留物,可重复使用光刻胶显影液冲洗,或直接将硅片浸入显影液中 2 分钟,随后继续用乙醇冲洗。最后用水清洗并用气流吹干。
  8. 按 10:1 的质量比混合聚二甲基硅氧烷(PDMS)弹性体溶液与固化剂。在 900 rpm 下离心 5 分钟,以去除气泡。
  9. 将带有图案的硅片放入培养皿中,将 PDMS 倒在硅片上。若存在气泡,将其置于真空干燥器中抽真空数分钟,直至气泡消失。
  10. 在室温(RT)下固化过夜,形成互补的弹性体印章。若 12 小时后 PDMS 仍未完全固化,可将其置于 60°C 烤箱中加热 30 分钟。
  11. 小心地将 PDMS 从硅片上剥离。使用刀片将印章切割至所需尺寸。在乙醇中超声处理 15 分钟。硅片可多次重复使用,以制备新的弹性体印章。

2. HA 微图案化

  1. 将载玻片放入等离子清洗仪中清洗5分钟。将所有载玻片放入腔室并抽真空5分钟,然后让少量氧气进入腔室。开启等离子清洗仪清洗5分钟。用镊子将载玻片从等离子清洗仪中取出,并放入培养皿中。
  2. 在进行等离子清洗的同时,将聚二甲基硅氧烷(PDMS)印章在乙醇中超声处理15分钟。
  3. 在15 mL离心管中配制新鲜的3%(v/v)3-氨基丙基三甲氧基硅烷(APTMS)乙醇溶液(溶剂为95% v/v乙醇)。室温下静置反应5分钟,使其形成硅醇基团。
  4. 将PDMS印章图案面向上固定在旋涂仪卡盘上,将APTMS溶液覆盖于图案表面,以3500 rpm旋涂30秒。操作时仅接触PDMS印章边缘,避免触碰图案表面。
  5. 将APTMS溶液转移至经等离子清洗的玻璃表面:将印章图案面朝下置于玻璃一端,轻轻滑动并按压PDMS,使其完全贴合玻璃表面,保持接触1分钟。
  6. 轻柔取下PDMS印章,将带有图案的载玻片在室温下孵育30分钟。用乙醇冲洗图案表面,并用空气吹干。将PDMS印章再次超声处理15分钟,以去除残留的APTMS。
  7. 将样品在烘箱或加热板上于115°C加热1小时。随后用乙醇冲洗,并用空气吹干。
  8. 配制新鲜的20%(v/v)聚乙二醇(PEG)硅烷溶液,即将2-[甲氧基(聚乙二醇)丙基]三甲氧基硅烷溶于甲苯中。该溶液将用于形成围绕图案的非黏附区域。
  9. 将带有图案的载玻片转移至玻璃培养皿中,在加热板上75°C条件下于PEG-硅烷溶液中孵育45分钟。随后依次用甲苯、水冲洗,并用空气吹干。
  10. 在生物安全柜中使用紫外杀菌照射消毒1小时。此后所有操作均需在生物安全柜中进行,以维持无菌状态。
  11. 配制无菌的透明质酸(HA)水溶液:
    10 mM 1-乙基-3-(3-二甲氨基丙基)碳二亚胺(EDC)
    5 mM N-羟基琥珀酰亚胺
    50 μg/mL 荧光素标记的HA
  12. 在无菌条件且避光的情况下,将HA溶液滴加至带有图案的玻璃基底上。图案化基底需静置16–24小时,避免扰动。
  13. 吸除HA溶液,用磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤,随后加入含1%牛血清白蛋白(BSA)的PBS溶液覆盖表面,孵育1小时。此时表面已准备好用于细胞培养。

3. 在HA微图案化表面上进行细胞培养

  1. 根据制造商的说明,扩增 MDA-MB-231 人乳腺癌细胞和 LS174T 结肠直肠癌细胞。
  2. 将癌细胞的单细胞悬液以每 18.75 cm2 玻璃表面积 0.4 至 1×106 个癌细胞的密度接种到固定化的透明质酸(HA)表面。在含 5% CO2 的湿润化培养箱(37 °C)中孵育。细胞黏附应在 24 小时内发生,可通过倒置光学显微镜观察。
  3. 细胞培养表面可在标准培养箱条件下维持最多 5 天。每隔一天更换一次培养基。可通过倒置光学显微镜观察细胞形态和生长情况。可应用其他细胞检测方法分析细胞对 HA 表面的反应。

4. 代表性结果:

用于将透明质酸(HA)共价固定于APTES图案化玻璃载片的碳二亚胺化学反应如图1A所示。EDC是一种零长度交联剂,可与HA的羧基反应生成胺反应性中间体。由于该中间体易发生水解,因此加入NHS以提高碳二亚胺反应效率。当HA溶液与APTES微图案相互作用时,HA中间体与APTES的伯胺基团之间形成稳定的酰胺键。使用荧光显微镜观察HA图案化表面的示例以及ImageJ荧光强度分析结果,展示了HA的图案化固定效果(图1B-C)。

HA 微图案化表面可用于研究癌细胞与外源性 HA 的相互作用。MDA-MB-231 人乳腺癌细胞系和 LS174t 人结肠癌细胞系均优先黏附于 HA 微图案化区域(图 2)。利用扫描电子显微镜进行高分辨率成像,可用于分析培养细胞与固定化 HA 表面之间的相互作用(图 3)。

figure-protocol-1
图1 透明质酸(HA)微图案化表面。(A)HA功能化表面构建过程的示意图;(B)荧光素(绿色)标记的HA微图案化表面的荧光图像;(C)使用ImageJ软件生成的三维像素分布图,显示离散的HA图案。比例尺 = 100μm。经Elsevier许可改编自9

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图2. 癌细胞在透明质酸(HA)微图案化表面的黏附。结肠癌(A)和乳腺癌(B)细胞在培养24小时后优先黏附于HA区域。经Elsevier许可改编自9

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图3. 癌细胞与HA的相互作用。(A)结肠癌细胞(A)在HA表面培养后的扫描电子显微镜图像,左图为低倍镜视野,右图为左图方框区域的高倍镜视野;(B)乳腺癌细胞(B)在HA表面培养后的扫描电子显微镜图像,左图为低倍镜视野,右图为左图方框区域的高倍镜视野。

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讨论

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$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本文介绍的透明质酸(HA)微图形化方法可用于研究细胞与外源性HA的相互作用。已知HA在癌症进展中发挥关键作用1,但针对癌细胞在二维HA图案化表面相互作用的研究仍十分有限。对外源性HA微图案进行可控性研究,可实现对癌细胞黏附、生长和迁移的高分辨率可视化观察,有助于进一步阐明癌症发生发展的基本机制。

通过结合碳二亚胺化学与微接触印刷技术,我们开发了具有明确透明质酸(HA)图案的表面,用于研究癌细胞的相互作用。该方法可制备出图案一致的表面,适用于细胞培养及多种分析技术,包括但不限于免疫荧光染色、扫描电子显微镜观察、抑制实验、迁移实验等。

此外,光刻技术可轻松实现任意所需图案的微加工,从而控制透明质酸(HA)在特定应用中的固定化。例如,制备具有线性条纹的聚二甲基硅氧烷(PDMS)印章,可将HA以线性阵列形式固定,有助于分析细胞沿图案化HA的迁移行为。

尽管我们主要利用该方法阐明癌细胞与透明质酸(HA)的相互作用,但该技术同样适用于研究其他细胞类型与HA...

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披露

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视频示意图经许可转载;版权所有 © Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA。Dickinson LE, Kusuma S, Gerecht S. 利用生物材料重建胚胎干细胞的分化微环境。Macromol. Biosci. 2010; 10月21日。[提前在线发表]。

致谢

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$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者感谢约翰斯·霍普金斯大学表面分析实验室的使用支持,该实验室由美国国家科学基金会资助,作为材料研究科学与工程中心的一部分。LED 是 IGERT 培训项目学员及美国国家科学基金会研究生奖学金获得者。本研究部分由美国国立卫生研究院资助项目 U54CA143868 支持。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
SU-2025 光刻胶MicroChem Corp.Y111069
SU-8 显影液MicroChem Corp.Y020100
Sylgard 184Dow Corning
3-氨丙基三甲氧基硅烷 (APTMS)Sigma-Aldrich281778
2- [甲氧基(聚乙二醇)丙基] 三甲氧基硅烷 (Peg-silane)Gelest Inc.SIM6492.7
1-乙基-3-(3-二甲基氨基丙基)碳二亚胺Thermo Fisher Scientific, Inc.22980
N-羟基琥珀酰亚胺 (NHS)Thermo Fisher Scientific, Inc.24500
荧光素标记透明质酸 (FL-HA)Sigma-AldrichF1177用 10 ml 去离子水重悬
MDA-MB-231 乳腺癌细胞ATCCHTB-26
LS174t 结肠癌细胞ATCCCl-188

参考文献

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$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Toole, B. P., Wight, T. N., Tammi, M. I. Hyaluronan-cell interactions in cancer and vascular disease. Journal of Biological Chemistry. 277, 4593-4596 (2002).
  2. Hamilton, S. R. The Hyaluronan Receptors CD44 and Rhamm (CD168) Form Complexes with ERK1,2 That Sustain High Basal Motility in Breast Cancer Cells. Journal of Biological Chemistry. 282, 16667-16680 (2007).
  3. Götte, M., Yip, G. W. Heparanase, Hyaluronan, and CD44 in Cancers: A Breast Carcinoma Perspective. Cancer Research. 66, 10233-10237 (2006).
  4. Lord, M. S., Pasqui, D., Barbucci, R., Milthorpe, B. K. Protein adsorption on derivatives of hyaluronic acid and subsequent cellular response. Journal of Biomedical Materials Research. Part A 91, 635-646 (2009).
  5. Barbucci, R. Modification of hyaluronic acid by sulphate groups insertion to obtain a heparin-like molecule. Gazz. Chim. Ital. 125, 169-180 (1995).
  6. Morra, M., Cassinelli, C. Non-fouling properties of polysaccharide-coated surfaces. Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 10, 1107-1124 (1999).
  7. Khademhosseini, A. Layer-by-layer deposition of hyaluronic acid and poly-L-lysine for patterned cell co-cultures. Biomaterials. 25, 3583-3592 (2004).
  8. Ibrahim, S., Joddar, B., Craps, M., Ramamurthi, A. A surface-tethered model to assess size-specific effects of hyaluronan (HA) on endothelial cells. Biomaterials. 28, 825-835 (2007).
  9. Dickinson, L. E., Ho, C. C., Wang, G. M., Stebe, K. J., Gerecht, S. Functional surfaces for high-resolution analysis of cancer cell interactions on exogenous hyaluronic acid. Biomaterials. 31, 5472-5478 (2010).
  10. Gao, F. Hyaluronan oligosaccharides promote excisional wound healing through enhanced angiogenesis. Matrix Biology. 29, 107-116 (2010).
  11. Slevin, M. Hyaluronan-mediated angiogenesis in vascular disease: Uncovering RHAMM and CD44 receptor signaling pathways. Matrix Biology. 26, 58-68 (2007).

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CD44

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