方法文章

一种替代传统NASA小鼠后肢去负荷模型的新方法

DOI:

10.3791/2467

2011年3月10日

本文内容

摘要

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我们建立了一种小鼠交替性后肢去负荷模型。与传统的Morey-Holton尾部牵引技术相比,我们采用的后肢去负荷尾环法主要优势在于操作简便直接,可最大程度减少对动物的应激反应。

摘要

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Morey-Holton后肢去负荷(HU)法是一种被广泛接受的美国国家航空航天局(NASA)地面模型,用于研究啮齿类动物的失用性萎缩4-6。本研究评估了一种替代标准Morey-Holton HU尾部牵引技术的小鼠实验方法。共54只雌性小鼠(4–8月龄)接受后肢去负荷处理,其中34只持续14天(n=34),20只持续28天(n=20)。另取22只小鼠在去负荷后恢复3天正常笼内活动,以评估其恢复情况(n=22)。另设76只年龄匹配的小鼠作为负重对照组。

在进行HU之前,使用一根2-0无菌外科钢丝穿过尾部形成尾环th, 6th,或 7th 椎间盘间隙并塑造成环状,用于悬挂小鼠。尾环的椎体位置应选择得当,以平衡动物体重,同时不影响排便。

我们通过评估小鼠在悬吊前后的体重、比目鱼肌萎缩程度以及悬吊后肾上腺质量,来判断这种新型悬吊(HU)技术的成功程度。小鼠在悬吊前的体重为 24.3 ± 2.9 g,在经过 14 天悬吊后(22.7 ± 1.9 g)、28 天悬吊后(21.3 ± 2.1 g)或 3 天恢复期后(24.0 ± 1.8 g),体重均未出现显著下降。比目鱼肌质量在悬吊 14 天和 28 天后分别显著降低(-39.1% 和 -46.6%)(p<0.001)。经过 3 天恢复期后,比目鱼肌质量显著回升至对照组的 74%。悬吊组小鼠的肾上腺重量与对照组相比无显著差异。

我们新型尾部悬吊(HU)方法的成功体现在动物体重的维持、肾上腺重量与预期文献值相当,以及悬吊后比目鱼肌出现萎缩,均符合已有报道的文献数值2, 7, 8。该 HU 方法的主要优势包括:1)在悬吊过程中便于对尾部进行检查;2)显著降低尾部缠绕及悬吊过程中常出现的发绀、炎症和/或坏死尾部的发生概率;3)小鼠无法啃咬牵引胶带,避免其脱离悬吊装置;4)悬吊结束后迅速恢复,且立即恢复正常笼内活动。

方案

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术前器械/材料

  • 剪线钳/镊子
  • 2 英寸 × 2 英寸纱布垫
  • 加热垫
  • 硝酸银棒
  • 无菌外科手套
  • 异氟烷吸入麻醉剂
  • 4% 葡萄糖酸氯己定(抗菌外科洗手液)
  • 无菌 2-0 外科不锈钢缝合线
  • 25 × 5/8 英寸 A 型针头(已高压灭菌)
  • 止血钳(已高压灭菌)
  • 外科不锈钢缝合线

手术操作步骤

  1. 创建无菌区域。遵循无菌操作规程。
  2. 用 2 - 3% 异氟烷麻醉小鼠。
  3. 将小鼠置于加热垫上。
  4. 用氯己定溶液擦洗尾部。
  5. 定位 5、6 或 7th 椎间间隙(尾部两个骨性突起之间,从体毛末端开始计数,位于尾部基部)。
  6. 使用止血钳和25G针头在两个椎骨之间的椎间空间钻出导向孔。
  7. 使用钢丝剪将钢丝缝线剪成10 cm长。
  8. 移除针头,将钢丝缝线穿过孔洞,使尾部两端各留出5 cm缝线。
  9. 尾巴的每一侧应留有 +5 cm 的缝线。
  10. 将拇指尖放在尾部。
  11. 用空着的手将钢线缝合线缠绕在拇指尖端,并扭转两端形成一个大环。缠绕或环状部分的长度应为+3 mm。
  12. 移开拇指。
  13. 用止血钳夹住缝合线的一股,并将其弯成一个较小的环,该环的末端应尽可能靠近原始大环上的扭结处。
  14. 剪去多余的导线,并将绞合的导线向后弯折。
  15. 如果有过多出血,可使用硝酸银棒止血。
  16. 关闭异氟烷,将小鼠单独置于饲养笼中,恢复5-7天后再进行后肢悬吊。若多只小鼠共同饲养,尾环可能发生缠绕。

1. 后肢悬吊操作步骤

材料

  • 10-24 X 4 规格的机械螺钉,每只动物各一个。
  • 10-24 规格的尼龙锁紧螺母,每只动物各一个。
  • 10 X 24 规格的翼形螺母,每只动物两个。
  • ¼ X 1 规格的垫圈,每只动物两个。
  • #6 号、1-11/16 英寸带扣钩的渔用转环,每只动物各一个。
  • 金属缝纫机梭芯,每只动物各一个。
  • 用于制作 S 形钩的小型回形针,每只动物各一个。
  • 钳子。
  • 2 英寸 × 2 英寸纱布。
  • 2 英寸黑色纸质文件夹夹子。
  • 胶带/实验室胶带。
  • 略长于笼子全长的 1-3/8 英寸镀层开槽钢条。
  • 50 cm × 40 cm × 20 cm 的笼子(大鼠笼)。
  • 带弯曲管的饮水瓶。
  • 用于支撑饮水瓶的 U 形不锈钢丝。

笼具设置

  1. 将1-38英寸带孔镀锌钢条置于笼子顶部,并用胶带暂时固定。
  2. 将一个翼形螺母拧到机用螺钉上,套入一个垫圈,然后将机用螺钉穿过钢条上的孔,位置距笼子边缘约±15 cm处。
  3. 再加一个垫圈和翼形螺母。拧紧两个翼形螺母,但不要完全拧死,以便后续进行调整。
  4. 将机用螺钉穿过线轴中心的孔。
  5. 为防止线轴脱落,将尼龙锁紧螺母拧在机用螺钉的末端。线轴应能自由旋转。
  6. 将鱼线转环上的弹簧钩穿过线轴的下部。
  7. 使用钳子将回形针弯成S形钩。(从回形针上截取2 cm制成钩状。)
  8. 将S形钩的一端穿入鱼线转环的孔中,并用钳子夹紧闭合。
  9. 将U形金属丝平行于机用螺钉放置在笼子内侧,将两端向后弯曲,以支撑装满水的水瓶。
  10. 将水瓶插入U形金属丝中,出水口朝下,但不接触底部。
  11. 将2英寸文件夹夹打开,使其无法完全闭合。保持适当张力,刚好可夹住3至4块饲料而不掉落。这样可避免夹子的压力压碎饲料或夹到小鼠鼻部。
  12. 将3至4块啮齿类动物饲料放入文件夹夹中。

小鼠后肢去负荷

  1. 将S形钩的开口端穿过尾环的小环。
  2. 通过拧紧或松开机器螺钉上的下部翼形螺母来调节小鼠的高度,使其后肢不承受体重。达到理想高度后,拧紧上部翼形螺母。
  3. 重新放置水瓶和U形金属丝,防止小鼠用后肢攀爬到出水口上。使用Duct胶带将水瓶固定在笼子侧面。
  4. 将装有饲料的活页夹置于笼子底部,防止小鼠攀爬其上,并用Duct胶带将其固定。
  5. 若在同一笼子的另一侧还需对多只动物实施后肢去负荷,重复相同操作。每笼饲养两只动物,动物之间应保持适当距离,使其几乎可以相互接触。
  6. 使用一块2×2的纱布将小鼠尾巴松松地缠绕固定在转环上。用一小段胶带缠绕纱布,以固定纱布和尾巴。此步骤至关重要,可防止尾巴下垂,避免尾尖血液淤积导致坏死。
  7. 在笼内添加少量玉米芯垫料。不要添加过多,否则小鼠会堆起垫料并尝试用后肢踩踏垫料以承重。

2. 典型结果:

为了评估尾环悬吊(HU)技术的成功效果,我们测量了各组动物在尾环手术前、悬吊前及悬吊后恢复期间的体重、比目鱼肌质量以及肾上腺质量。

小鼠在整个实验过程中的体重变化如图1所示。尾环手术前的小鼠体重(24.7 ± 3.5 g)与尾环手术后恢复5天、悬吊前的体重(24.3 ± 2.9 g)相比,差异无统计学意义。在悬吊14天后(22.7 ± 1.9 g)、28天后(21.3 ± 2.1 g)以及悬吊后恢复3天时(24.0 ± 1.8 g),体重也未出现显著下降。尽管持续14天和28天的悬吊导致了轻微的体重减少(分别为-6.8%和12%),但差异无统计学意义,且小鼠在悬吊后经过3天恢复,体重已完全恢复至悬吊前水平。自由活动对照组小鼠与悬吊组小鼠的食物摄入量如图3所示。在28天实验期间,悬吊组小鼠的平均每日食物摄入量与对照组相比无显著差异。

我们观察到,尾部悬吊(HU)14天和28天后,比目鱼肌出现显著萎缩(分别减少39.1%和46.6%),表明悬吊操作有效(图2)。此外,该程度的萎缩与文献报道的2至4周悬吊所预期的数值一致2, 7, 8。悬吊后经过3天恢复,比目鱼肌质量显著回升至对照组的74%。恢复组的比目鱼肌质量显著高于两个悬吊组,但仍显著低于自由活动的对照组动物。

以肾上腺重量作为动物应激的指标;切除左右两侧肾上腺并称重。所有组别中,对照组小鼠与 HU 小鼠的平均重量相当(图 4)。

此前在大鼠实验中,我们采用Morey-Holton技术发现,开始进行悬吊(HU)的动物数量与顺利完成HU而未从悬吊装置中脱出(因动物咬断尾部牵引胶带所致)的动物数量相比,成功率为12只中有10只1。本研究中的所有小鼠(n=54)均未在HU期结束前从悬吊状态中提前脱落。然而,有1只小鼠出现了严重的尾部炎症。当炎症表现明显时,我们移除了尾环以使炎症区域得以愈合,随后重新安装另一个尾环以完成剩余的HU周期。

过去使用Morey-Holton悬吊法时,我们通常每组会淘汰1-2只小鼠,因为它们会从悬吊装置中脱出。而采用牵引环法后,在14天或28天的悬吊期间,未发生小鼠意外脱离悬吊装置的情况(共54只小鼠)。

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图1. 体重变化(均值 ± 标准差)。缩写:CON:负重对照小鼠(n=76);Pre-HU:所有小鼠在尾部悬吊前(n=54);HU14:尾部悬吊14天的小鼠(n=34);HU28:尾部悬吊28天的小鼠(n=20);REC:尾部悬吊后允许在笼中恢复3天的小鼠(n=22)。各组间体重未观察到显著差异。

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图2. 比目鱼肌萎缩(均值 ± 标准差)。缩写:CON:负重对照小鼠(n=76);HU14:后肢悬吊14天的小鼠(n=34);HU28:后肢悬吊28天的小鼠(n=20);REC:后肢悬吊后在笼中恢复3天的小鼠(n=22)。*与负重对照组(CON)相比差异显著(p<0.001)。δ与两个HU组相比差异显著(p<0.01)。

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图3. 食物消耗量(均值 ± 标准差)。在负重状态和后肢悬吊期间的平均每日食物摄入量(g/天)。缩写:负重对照小鼠(n=76);HU:后肢悬吊小鼠,14 - 28天。CON组与HU组之间未观察到显著差异。

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图4. 肾上腺质量(均值 ± 标准差)。缩写:CON:负重对照小鼠(n=76);HU14:后肢悬吊14天的小鼠(n=34);HU28:后肢悬吊28天的小鼠(n=20);REC:后肢悬吊后允许在笼中恢复3天的小鼠(n=22)。各组之间未观察到显著差异。

讨论

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我们评估了一种后肢去负荷小鼠的替代方法,发现该方法效果非常理想。本文所述的尾环法可用于长期后肢悬吊以及悬吊后恢复过程的研究。在上述各种条件下,小鼠均未出现适应失败的迹象,表现为食物摄入量、体重和肾上腺重量均保持稳定。这种尾环式后肢去负荷技术操作简便,几乎无需外科手术训练即可快速掌握并应用。

与传统的 Morey-Holton5, 6方法相比,尾环法具有多项优势。首先,尾部皮肤及环状装置植入部位始终可见,因此一旦出现问题可立即发现,而不仅限于悬吊期结束时才能察觉。其次,在头低位悬吊(HU)期间,动物无法随时脱离悬吊装置,从而避免了需判断是否应将某只小鼠保留在数据集中的问题。此外,小鼠不会干扰环状装置,且在结束 HU 恢复活动后也不会抓挠或损伤尾部,使 HU 后的恢复阶段得以顺利进行。最后,采用尾环法进行后肢去负荷的小鼠,其体重维持优于使用 Morey-Holton 尾部牵引技术去负荷的小鼠。在我们的实验中,经过 14 天 HU 后,小鼠仅出现轻微(-6.8%)且无统计学意义的体重下降;而 Ingalls 通过 Morey-Holton 方法进行 14 天 HU 后,观察到小鼠体重显著下降了 12%3。尽管 Ingalls 未报告肾上腺重量数据,但我们的结果显示,尾环法对小鼠造成的应激更小(HU 小鼠的肾上腺重量与对照组无差异),并在整个后肢去负荷期间更好地维持了体重。

综上所述,我们建立并测试了一种采用尾环法进行后肢悬吊的小鼠模型,分别实施了14天和28天的后肢悬吊,并在悬吊后恢复笼内饲养3天。根据肾上腺重量、体重及摄食量的分析结果,小鼠对尾环装置表现出良好的适应性。尾环法后肢悬吊技术是一种有效且简便的方法,可作为传统Morey-Holton后肢悬吊技术的替代方案。

致谢

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作者谨此感谢本实验室出色的本科研究学生 Andrew J Dunn 在技术协助及动物护理方面提供的帮助。本研究由美国国立卫生研究院基金 HD058834 和密苏里大学生命科学奖学金资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
剪线钳/钳子Ace Hardware84-056
纱布Fisher Scientific22-037-901
加热垫SunbeamZ-1228-001
硝酸银涂抹器ARZOL0001-2
异氟烷,USPNovaplusNDC 0409-3292-49
4% 葡萄糖酸氯己定Purdue Products L.P.NDC 67618-200-01
无菌2-0号外科不锈钢缝合线Ethicon Inc.SS-28
25号×5/8英寸针头Terumo Medical Corp.NN 2516R
止血钳/持针器Fine Science Tools12500-12
10-24×4号机制螺钉Hillman The Fastener Center90272
尼龙锁紧螺母,10×24号Hillman The Fastener Center180141
翼形螺母,10×24号Hillman The Fastener Center180243
挡圈垫片,¼×1英寸Hillman The Fastener Center290012
带扣钩的鱼钩转环,#6号,1-11/16”Bass Pro Shop38-481-554-01
金属缝纫机梭芯Singer Instruments45785
回形针Office Depot221720
2”黑色纸质文件夹夹具Office Depot308957
Scotch多功能 duct 胶带Office Depot790710
1-3/8”镀层开槽钢条Home Depot548932略长于笼子的全长
50 cm × 40 cm × 20 cm 笼子(大鼠笼)Alternative Design ManufacturingRC88D-PC
饮水瓶Alternative Design ManufacturingWB16FS
不锈钢丝Small Parts, Inc.SWX-4029用于支撑饮水瓶的U形金属丝

参考文献

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  1. Brown, M., Foley, A. M., Hasser, E. M., Foley, C. M. An alternative method for hindlimb unweighting. J Gravitational Physiol. 12, 43-50 (2005).
  2. Fitts, R. H., Metzger, J. M., Riley, D. A., Unsworth, B. R. Models of disuse: a comparison of hindlimb suspension and immobilization. J Appl Physiol. 60, 1946-1953 (1986).
  3. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Armstrong, R. B. Intracellular Ca2+ transients in mouse soleus muscle after hindlimb unloading and reloading. Journal of Applied Physiology. 87, 386-390 (1999).
  4. Morey, E. Spaceflight and bone turnover: correlation with a new rat model of weightlessness. BioScience. 29, 168-172 (1979).
  5. Morey-Holton, E. R., Globus, R. K. Hindlimb unloading of growing rats: a model for predicting skeletal changes during space flight. Bone. 22, 83-88 (1998).
  6. Morey-Holton, E. R., Globus, R. K. Hindlimb unloading rodent model: technical aspects. J Appl Physiol. 92, 1367-1377 (2002).
  7. Thomason, D. B., Booth, F. W. Atrophy of the soleus muscle by hindlimb unweighting. J Appl Physiol. 68, 1-12 (1990).
  8. Thomason, D. B., Herrick, R. E., Surdyka, D., Baldwin, K. M. Time course of soleus muscle myosin expression during hindlimb suspension and recovery. J Appl Physiol. 63, 130-137 (1987).

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