寄生性黄蜂构成许多昆虫（包括 黑腹果蝇我们将介绍在体外培养和扩增这些寄生虫的技术 黑腹果蝇 spp. 并演示如何分析它们对免疫组织的影响 果蝇 幼虫
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方法文章
寄生性黄蜂与Drosophila的抗寄生免疫反应简介
* These authors contributed equally
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摘要
摘要
大多数已知的寄生蜂物种攻击宿主的幼虫或蛹阶段 黑腹果蝇。尽管 Trichopria drosophilae 感染宿主的蛹期阶段（图1A-C），该属的雌性个体 Leptopilina (图1D、1F、1G）和 Ganaspis (图1E) 攻击幼虫阶段。我们利用这些寄生蜂研究生物军备竞赛的分子基础。寄生蜂作为生物防治剂具有重要价值。大多数寄生蜂携带毒力因子及其他能够改变宿主生理和免疫反应的因子。对这些因子的分析 黑腹果蝇 黄蜂的研究为物种特异性相互作用如何塑造自然群落的遗传结构提供了见解。这些研究还为理解宿主的免疫生理学以及此类寄生生物如何破坏协调的免疫反应提供了模型。
幼虫/蛹期的表皮是第一道防御屏障。寄生蜂的产卵器是一种锋利的针状结构，可高效地将卵注入寄主的血腔。产卵后，表皮处会启动伤口愈合反应（图1C，箭头所示）。某些寄生蜂可将两个或更多卵注入同一寄主体内，但通常仅有一个卵能够成功发育。多余的卵或正在发育的幼虫会通过一种尚未明确的机制被清除。因此，这类寄生蜂被称为独居型寄生性天敌。
根据果蝇品系和寄生蜂种类的不同，寄生蜂的卵会有两种不同的命运：其一是被包裹，从而阻断其发育（宿主果蝇羽化）； 图 2 左侧）；或寄生蜂卵孵化，发育，蜕皮，并成长为成虫（寄生蜂羽化）； 图 2 右侧 L. heterotoma 是研究最为深入的物种之一 果蝇 寄生蜂。它是一种“广食性”物种，这意味着它能够利用大多数 果蝇 物种作为宿主1. L. heterotoma 和 L. victoriae 是姐妹种，它们产生的病毒样颗粒能够主动干扰包囊反应2。与 L. heterotoma, L. boulardi 是一种专性寄生虫，其宿主范围 黑腹果蝇 其利用的物种相对有限1菌株 L. boulardi 也能产生病毒样颗粒3 尽管它们在成功的能力上存在显著差异 D. melanogaster1其中一些 L. boulardi 菌株在培养时难以生长 D. melanogaster1 因为果蝇宿主经常能够成功包裹它们的卵，因此在特定的实验方案中，了解双方的特性至关重要。
除了屏障组织（表皮、肠道和气管）外， 果蝇 幼虫具有系统性的细胞免疫和体液免疫反应，分别源于血细胞和脂肪体的功能。产卵行为由 L. boulardi 同时激活免疫系统的两个分支1,4血细胞存在于循环系统中、节段性角质层下的固着细胞群中以及淋巴腺中。淋巴腺是位于幼虫背侧的一个小型造血器官。成簇的造血细胞被称为小叶，沿动物体前后轴走行的背血管两侧，以体节为单位成对排列。图 3A）。脂肪体是一个大型多功能器官（图 3B它在微生物和多细胞动物感染时会分泌抗菌肽。
黄蜂感染会激活免疫信号通路（图4）4。在细胞水平上，它可触发血细胞的分裂与分化。作为自我防御机制，感染个体的血腔内会形成聚集物和囊包（图5）5,6。活化的血细胞向黄蜂卵（或黄蜂幼虫）迁移，并在其周围开始形成囊包（图5A-F）。部分血细胞聚集形成结节（图5G-H）。细致分析显示，黄蜂感染可诱导最前端的淋巴腺叶在其周边区域发生弥散（图6C, D）。
我们展示了Toll信号转导通路组分Dorsal和Spätzle（图4,5,7）及其靶基因Drosomycin（图6）的代表性数据，以说明在黄蜂感染后如何研究淋巴腺和血腔中的特定变化。本文所述的解剖方案还可从宿主血淋巴中获得黄蜂卵（或黄蜂的发育阶段）（图8）。
方案
该实验的完整方案分为四个步骤（图9）：（1）在果蝇幼虫上培养寄生蜂；（2）建立感染并准备用于解剖的动物；（3）分离并固定宿主/寄生虫结构；（4）分析免疫组织。
1. 黄蜂的培养 果蝇 幼虫
维持黄蜂种群需要周密的规划，与培养果蝇相比，其劳动强度较高。我们在实验室中以黑腹果蝇（Drosophila）的 y w 品系幼虫或蛹作为寄主，在 24 °C 条件下维持黄蜂种群。黄蜂的培养需要持续提供处于合适发育阶段的寄主，并在黄蜂羽化前及时清除已羽化出果蝇的“感染”试管。黄蜂采用单双倍体（haplodiploid）性别决定机制，因此在雌性感染寄主前，确保其已完成交配至关重要。
- 第1天，在新制备的果蝇食物小瓶中加入少量新鲜配制的酵母糊（将约1克活性干酵母与1毫升水混合而成）。果蝇食物配方无严格要求；我们使用玉米粉/蔗糖/琼脂培养基培养果蝇。将50–60只年轻的（2–4日龄）成年y w（或其他基本为野生型的品系）果蝇放入小瓶中，在24 °C下产卵48小时。
- 第3天，将果蝇从小瓶中移除。在小瓶口安装一个蜂鸣塞，并在蜂鸣塞内侧滴加一滴蜂蜜。蜂蜜用蒸馏水按2:1比例稀释。
- 使用CO2麻醉小蜂，挑选6–8只雌性和6–8只约2–3日龄的雄性个体，放入含有0–48小时龄宿主的果蝇小瓶中。注意，小蜂对CO2的敏感性高于果蝇，需调整其暴露于气体的时间和剂量。Drosophila研究人员并未采用统一标准的Drosophila麻醉装置设计。麻醉小蜂的一个良好起点是将CO2压力设置为果蝇麻醉所需压力的大约一半。
- 将带有蜂蜜的蜂鸣塞重新盖回小瓶上。轻轻将小瓶侧放，直至小蜂苏醒。
- 将这些含有果蝇幼虫和小蜂的小瓶置于24 °C培养箱中培养。
- 成功感染会轻微延迟宿主化蛹。遭受小蜂攻击但能够自我防御（或未被感染）的宿主将按正常发育时间表继续发育，成年果蝇会显著早于小蜂从蛹壳中羽化而出。
- 根据小蜂种类和培养温度，小蜂在25–30天后羽化。
- 从小蜂正在发育的小瓶中移除成年果蝇。
2. 建立感染模型并准备用于解剖的感染动物
开始实验前，请准备好几个干净的玻璃或塑料培养皿、一个带有9个凹槽的派热克斯（Pyrex）解剖皿、擦镜纸（Kimwipes）、蒸馏水（装在喷瓶中）、70%乙醇（装在喷瓶中）、1×磷酸盐缓冲液（PBS，装在喷瓶中）、显微镜载玻片以及一把小巧干净的刮铲。
- 进行感染实验时，请遵循上述步骤 1-5。根据实验需求，可能需要使用发育阶段大致相同的宿主。为此，可采用产卵 2-6 小时的果蝇进行感染。
- 为收集感染后的幼虫（用于免疫组织或寄生虫解剖），将果蝇培养管内的内容物转移至小型玻璃或塑料培养皿中。
- 在体视显微镜下，使用精细镊子逐个小心挑选 6-10 条幼虫，先将其放入含有 1X PBS 的凹孔载玻片中，随后依次转移至水、70% 乙醇、水和 1X PBS 中。这些步骤的目的是去除幼虫表面的果蝇食物，并彻底清洗和表面消毒。水洗步骤可稀释乙醇，最后的 PBS 洗涤则可去除残留乙醇。对于下方步骤 3，建议幼虫在 PBS 中停留时间不要超过 10 分钟。
3. 分离与固定寄主/寄生生物结构
背景
幼虫淋巴腺是一个小型造血器官7。在三龄幼虫阶段，淋巴腺包含一对较大的前叶，位于背血管两侧（图 3A、6B-C、7A-D）。前叶进一步划分为具有独特细胞特性的专门区域7。三种细胞类型的前体细胞——浆细胞、成膜细胞和晶体细胞——均存在于前叶中。心周细胞将前叶与较小的后叶分隔开来。Drosophila 淋巴腺是研究昆虫和哺乳动物造血作用的模型系统8,9。
脂肪体在功能上类似于哺乳动物的肝脏。在微生物或寄生蜂感染后，脂肪体会启动体液免疫反应1,4,10。结果，特定组合的抗菌肽基因被激活，并将这些肽分泌到血淋巴中1。脂肪体也是糖原和甘油三酯合成与储存的主要组织11。幼虫的脂肪体占据血腔的较大体积，因此与淋巴腺不同，易于定位。接下来我们将演示如何从三龄幼虫中解剖出淋巴腺和脂肪体。
开始前准备
需要精细镊子和经乙醇清洁的显微镜载玻片。
幼虫淋巴腺解剖
- 使用精细镊子，从1× PBS中选取一只游走期三龄幼虫。
- 将幼虫放置于显微镜载玻片上。
- 用镊子将幼虫腹面朝上固定。
- 使用两把镊子，分别夹住幼虫后端两侧（箭头1，图3A），轻轻拉伸表皮，使其产生一个微小的浅表撕裂。
- 含有血细胞、肠道和脂肪体的血淋巴将开始从体腔中渗出。如有需要，可用10 μl移液器吸取血淋巴制备涂片。
- 将两把镊子置于动物口钩下方的右侧（箭头2，图3A），轻轻撕开表皮。
- 将两把镊子移至动物口钩下方的左侧（箭头2，图3A），小心地再制造一个微小撕裂。
- 在固定住幼虫口钩的同时，轻轻将表皮向后端方向拉下（如同向后剥离）。
- 随着表皮被向后拉，脑、脂肪体、成虫盘、唾液腺和前胃将逐渐暴露出来。此时脱离的表皮位于后端，但仍附着有背血管及与其相连的淋巴腺。
- 切断前胃，并将其移离淋巴腺区域。尽管可能无法直接观察到，淋巴腺位于脑下方。
- 小心地分离覆盖在腺体上的脂肪体、肠道、唾液腺及其他结构。注意避免将淋巴腺从位于脑后方的围心体和背血管上撕脱。此时淋巴腺应平整贴附于显微镜载玻片上。
- 仔细清除淋巴腺周围所有其他组织，直至整个腺体从前叶到最后一组围心细胞完全展开。
注意： 正确解剖的淋巴腺应具有一对前叶和沿背血管排列的两组后叶（图6B）。叶状结构容易受损，或从背血管上脱落，因此样品需极为小心地操作。该腺体还容易发生皱缩或收缩。轻轻拉直器官的后端，可使所有部分和细胞充分展平，这对于免疫染色实验步骤尤为必要。
费体解剖
- 在 Zeiss 1000 体视显微镜（可使用任意立体解剖显微镜）的解剖台上放置一个光源盒，使入射光能够透过样本。将步骤 2 中获得的三龄幼虫置于载玻片上 200 μl 的 1X PBS 中。将光源倾斜远离样本，使生物体呈现透明状态，从而便于观察其内部器官。
- 使用镊子调整幼虫位置，使其前端远离操作者。
- 用镊子夹住幼虫口钩左侧的表皮（箭头 1，图 3B），用另一把镊子轻轻撕开表皮，一直延伸至幼虫后端（箭头 2，图 3B）。注意在后端不要将表皮完全从身体上撕离。
- 非常轻柔地将肠道向一侧移除。
- 轻柔地取出脑、成虫盘以及环腺，并保留穿过背血管的淋巴腺。
- 不要移除唾液腺，因为脂肪体附着于这些腺体上。
- 轻柔地去除表皮，将脂肪体保留在含 1X PBS 的载玻片上。
注意 1： 脂肪体仅有一层细胞，因此务必将所有细胞在同一平面上展平于玻片上。细胞为内多倍体，易于观察。制备良好的脂肪体样本应保持正常的细胞连接，且解剖样本周围应尽量减少脂肪滴的存在（图 6I, J）。
注意 2： 若寄生蜂卵未受寄主免疫系统影响，将几乎立即启动发育。从寄主幼虫中解剖出的血腔内可轻松观察到寄生虫的早期发育阶段（图 8）。寄生虫的卵或幼虫可能附着在脂肪体或其他器官上，也可能在解剖过程中直接滑落到玻片上。
4. 免疫组织分析
- 将淋巴腺在空气中干燥5-10分钟，在用PBS配制的4%多聚甲醛固定5-10分钟前，从脂肪体载玻片上移除1×PBS。每张载玻片可放置多个解剖得到的淋巴腺用于染色。将固定后的样本载玻片转移至自制湿盒中进行后续步骤。该湿盒可通过在空的塑料移液器吸头盒底部放置两片折叠的湿润纸巾制备。一个或多个带样本的载玻片可置于用于存放吸头的隔板上方。
- 因此，免疫组织的分析采用结合标准方法进行 在体 细胞标记与间接免疫组织化学4.
5. 代表性结果
- 黄蜂感染激活Toll通路报告基因的表达 Drosomycin-GFP (图 6G，J）。在此实验中，蜂类寄生对基因表达的影响被可视化 体内 使用与GFP报告基因相连的 博士们 启动子12在未感染的对照动物中，未检测到GFP表达。在感染动物的脂肪体细胞的细胞质和细胞核中可明显检测到GFP信号，脂肪体经解剖获得 L. victoriae为了获得最佳结果，寄生蜂与宿主的比例应为1:10，感染时间应持续至少2小时。感染后， 博士们-GFP 信号增强，许多脂肪体细胞在长达 72 小时内仍呈 GFP 阳性 1,4.
- 黄蜂感染可诱导淋巴腺中浆血细胞的分化图 6D）。血细胞包绕并阻断黄蜂的发育（图 6H）。解剖淋巴腺以观察前叶在处理后发生的细胞变化 L. victoriae 感染。在解剖的叶状体边缘可见新分化的成毡细胞；成毡细胞通过由特定启动子驱动的GFP转基因进行标记。 畸形 增强子（MSNF9-GFP）。所有细胞均通过罗丹明标记的鬼笔环肽对丝状肌动蛋白进行可视化。请注意，这些腺体中前叶的完整性受到破坏，因为正常情况下连续包绕叶的基底膜图 6C），现在已不连续（图 6D）。从相同的解剖样本中，也可通过涂片观察血淋巴中的成鞘血细胞（lamellocytes）。图 6G）；其中一些与为阻断寄生虫发育而形成的囊壁结构相关（图 6H).
- Spätzle 蛋白在幼虫淋巴腺的大多数细胞中表达（图 7C,D）。为了检测解剖所得淋巴腺中的Spz，我们采用标准方案，使用多克隆抗Spz抗体对淋巴腺细胞进行染色4. 体内，感染黄蜂后，淋巴腺细胞中的 Spz 水平升高（比较图版） 图 7C，E 与 7G，I 和图版 7D，F 与 7H, J).
- 寄主幼虫和蛹的黄蜂发育早期与晚期阶段（图 8）。为了观察黄蜂的发育阶段，可在产卵后的不同时间点解剖受感染的幼虫。本文展示了从这些时间点采集的部分发育阶段样本 Leptopilina spp. 来自感染的野生型 D. melanogaster 宿主。
图1. 不同蜂类物种及其产卵过程。 所有图像均使用徕卡体视显微镜获取。A Trichopria drosophilae 雌蜂将卵产入黑腹果蝇（D. melanogaster）蛹体内。B Trichopria drosophilae 向寄主蛹体内产卵过程的放大图像。C 黑化斑点表明产卵部位正在进行伤口愈合。D L. boulardi 雄蜂。E G. xanthopoda 雌蜂。F L. victoriae 雌蜂。G L. heterotoma 雄蜂（左侧）和雌蜂。
图 2. 显示果蝇与寄生蜂之间军备竞赛的生命周期。 产卵会导致两种结果之一：要么宿主的免疫反应成功阻断寄生蜂的发育（左），要么寄生蜂成功抑制宿主的免疫反应并完成发育（右）。改编自 Melk 和 Govind，199918。
图3. 解剖前显示目标器官的三龄幼虫。 所有图像均使用Leica体视显微镜获取。 A Hml>GFP 幼虫，其淋巴腺单个细胞中表达GFP（绿色）荧光（箭头），指示完整个体中淋巴腺的大致位置。该幼虫通过荧光与明场光学成像。箭头指示文中所述淋巴腺解剖方案中的关键位置。 B Cg>GFP 幼虫，其脂肪体中表达GFP，以指示完整个体中该器官的位置。箭头指示文中所述脂肪体解剖方案中的关键位置。
图 4. 宿主免疫应答抵抗寄生性黄蜂攻击的免疫-遗传调控回路。 图中展示了Toll通路的核心组分。Spätzle（Spz）被蛋白酶Spätzle加工酶（SPE）激活。激活后的Spz作为Toll受体的配体。细胞内信号传导导致NF-κB转录因子Dorsal和Dif的活化。Cactus作为该通路的IκB抑制因子发挥作用。可通过携带GFP报告基因的转基因果蝇品系监测Toll通路经典靶基因Drosomycin的激活情况（见图 6I, J）。
图 5. Serpent>GFP-dl 果蝇宿主对L. victoriae寄生的包裹反应。 Serpent基因的一个增强子在血细胞中表达13。当该增强子驱动转基因中GFP-Dorsal融合蛋白的表达时，可通过GFP的绿色荧光在构成包裹体和细胞聚集体的部分浆细胞和成膜细胞中检测到Dorsal。所有图像均使用蔡司LSM共聚焦显微镜获取。A L. victoriae的卵。B-D 位于卵后端的成膜细胞（白色箭头）表达GFP-Dorsal。C-D 图B样本的更高倍数放大图像。E-H 样本用罗丹明标记的鬼笔环肽进行复染以显示丝状肌动蛋白（F-actin，红色），并用Hoechst 33258染色以显示DNA（蓝色）。E 被包裹的L. victoriae卵。F 发生黑色素化的L. victoriae包裹体。G-H L. victoriae感染诱导血细胞（浆细胞和成膜细胞）聚集。
图6. 针对黄蜂感染的免疫应答。 A和B图中的图像使用Zeiss Axio Scope获得，C至J图中的图像使用Zeiss LSM共聚焦显微镜获得。A 透过透明表皮可见宿主幼虫体内黑色素化的包裹状黄蜂卵（箭头）。B 代表性三龄幼虫淋巴腺经Hoechst 33258染色，显示所有叶的细胞及散在的围心细胞。比例尺为100 μm。C-J 所有样品均用Hoechst 33258（标记细胞核）和罗丹明-鬼笔环肽（标记F-actin）进行复染。C-D 来自对照组（C）和L. victoriae感染（D）的MSNF9-GFP动物的前部淋巴腺叶。在感染个体中，MSNF增强子在成膜细胞中特异性表达14，通过核GFP报告基因检测到。E 来自未感染动物的浆细胞不表达GFP。这些动物几乎不含或完全不含成膜细胞。F 来自L. victoriae感染的MSNF9-GFP幼虫的浆细胞（GFP阴性，短箭头）和新分化的、体积较大的成膜细胞（长箭头），后者具有较弱的核GFP表达。G 来自L. victoriae感染的Drs-GFP幼虫血腔中的游离及聚集的浆细胞和成膜细胞。感染后，部分浆细胞（短箭头）中激活了Drs-GFP报告基因的表达，而成膜细胞（长箭头）中未见表达。H 来自L. boulardi感染的MSNF9-GFP宿主幼虫体内被包裹并黑色素化的黄蜂幼虫。大量MSNF9-GFP阳性的成膜细胞围绕在黄蜂幼虫（深色结构；粗箭头）周围，并表现出强烈的核GFP表达（长箭头）。该图曾发表于PLoS One15。I-J 从未感染（I）和L. victoriae感染（J）的Drs-GFP幼虫中解剖得到的脂肪体细胞。在感染动物的脂肪体细胞中，GFP位于细胞核和细胞质中。点击此处查看高清大图。
图7. 寄生蜂感染后Spätzle的表达情况。A-J 样本经Hoechst 33258复染以显示DNA。所有图像均使用Zeiss LSM共聚焦显微镜获取。A-F 来自未感染的y w幼虫的前叶组织。样本进行间接免疫染色处理，其中未加一抗（A和B），或加入抗Spz抗体（红色；C、D、E、F），并用Alexa Fluor-鬼笔环肽对细胞中的F-肌动蛋白进行复染标记（绿色；B、D、F）。G-J 来自感染的y w幼虫的前叶组织，使用抗Spz抗体（红色；G、H、I、J）和Alexa Fluor-鬼笔环肽（绿色；H、J）染色。E-F 分别为C和D样本的高倍放大图像。I-J 分别为G和H样本的高倍放大图像。图中A-D、G、H的标尺为50 μm。
图8. 幼虫和蛹期 L. heterotoma 和 L. boulardi. 根据指示，从幼虫或蛹期果蝇寄主中分离出各个发育阶段。所有图像均使用蔡司Axio显微镜获取。 第一行 A-F L. heterotoma 感染后1至6天的不同阶段。 底行 A-F 胚后 L. boulardi 感染后4至12天的不同阶段。
图9. 实验方案流程图。
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讨论
寄生蜂的研究兴趣 黑腹果蝇 随着解码全基因组的分子技术变得高效且经济实惠，相关研究正在迅速发展。然而，相较于其宿主已被深入研究的程度，关于寄生蜂生物学的许多引人入胜的方面仍不甚清楚，包括宿主范围、免疫抑制、重寄生以及行为等方面的问题。本演示的重点是展示感染对果蝇免疫组织的影响。此处演示的解剖技术可用于在RNA水平上分析基因表达原位 杂交），或用于提取核酸以进行微阵列或PCR分析，或用于蛋白质的Western印迹分析。大量果蝇品系可从保种中心及各个研究实验室获得，可用于操控和标记免疫细胞。果蝇品系的选择取决于具体的实验问题。这些解剖技术也可用于其他生物免疫组织的分析 果蝇 物种
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披露
未声明任何利益冲突。
致谢
我们感谢 Todd Schlenke 教授提供 Trichopria drosophilae，Tony Ip 教授提供转基因果蝇品系，以及 Carl Hashimoto 教授提供抗 Spätzle 抗体。感谢实验室现任和往届成员对本展示内容所做出的贡献。本研究工作得到以下基金资助：美国国立卫生研究院（NIH）（S06 GM08168、RISE 41399-009 和 G12-RR03060）、美国农业部（USDA NRI/USDA CSREES 2006-03817 和 2009-35302-05277）以及 PSC-CUNY 项目。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 酵母 | Fisher Scientific | S80245-3 | 活性干酵母 |
| 果蝇饲料 | 自制 | 玉米粉，糖 | 标准 |
| 蜂蜜 | 荷兰金 | 从储存处 | 三叶草 |
| 小瓶 | Fisher Scientific | AS514 | |
| 棉塞/泡沫塞 | Fisher Scientific | 14-127-40A | |
| 刮勺 | Fisher Scientific | 21-401-15 | |
| Pyrex 解剖皿 | Fisher Scientific | 50-930-382 | 9孔 |
| 预清洁的显微镜载玻片 | Fisher Scientific | 7101 | 25.4 mm × 76.2 mm |
| 玻璃盖玻片 | 珍珠 | D12544 | 22 x 50 |
| 玻璃盖玻片 | 珍珠 | G12544 | 22 x 60 |
| 巴斯德吸管 | J H Berge | 71-5200-05 | |
| 100 毫米镊子 | Sigma-Aldrich | T-4662 | 款式 # 5 |
| 洗瓶 | Fisher Scientific | 03-409-22A | Fisherbrand |
| 金·威佩斯 | Fisher Scientific | 34155 | Kimberly Clark |
| 纸巾 | Fisher Scientific | Fisher X-101-C | 1/8 × 13 1/8 英寸 |
| Leica 体视显微镜 | Empire Imaging Systems, INC. | 10446208 | MZFLIII |
| 蔡司体视显微镜 | 卡尔·蔡司股份公司 | 000000-1006-126 | "STEMI" 1000 或 2000-C |
| 光源 - LED 鹅颈灯照明器 | Fisher Scientific | 12563501 | |
| 阶段 | 卡尔·蔡司股份公司 | ||
| 蔡司Laser 510激光共聚焦扫描显微镜 | 卡尔·蔡司股份公司 | ||
| 培养箱 | 赛默飞世尔科技公司 | 815 | |
| 杜尔贝科’1× 磷酸盐缓冲液 | Fisher Scientific | MT-21-030-CM Mediatech | |
| 乙醇 | Fisher Scientific | 64-17-5 | 99.5 % |
| 甲醛（37% w/w） | Fisher Scientific | F79-1 | |
| H–chst 33258 | 分子探针，Life Technologies | H-1398 | 0.2 μg/ml 激发波长 352 nm；发射波长 461 nm |
| 罗丹明鬼笔环肽 | 分子探针，Life Technologies | R415 | 200 单位/毫升（6.6 μM) 激发 546 nm；发射 565 nm |
| Alexa Fluor 488 鬼笔环肽 | 分子探针，Life Technologies | A22289 | 激发波长 495 nm；发射波长 518 nm 300 单位/毫升 |
| CO2 储液罐 | TW Smith | ||
| 抗Spz抗体 | 赠予耶鲁大学 C. Hashimoto 博士 | ||
| 二抗 TRITC 标记的驴抗兔抗体，浓度 1:50。 | 杰克逊免疫研究实验室 | 711-165-152 | 在激发波长546 nm；发射波长565 nm处检测到 |
| 抗荧光淬灭剂 | MP Biomedicals | ICN10274790 | 0.08 mg 没食子酸丙酯溶于 20 ml 含 50% 甘油的 1X PBS 溶液中 |
| <强>黄蜂品系 | <强>果蝇品系 | ||
| L. victoriae16 | y w | ||
| L. boulardi 171 | UAS-GFP-Dorsal17 | ||
| L. heterotoma2 | SerpentHemoGal413 | ||
| L. heterotoma 141 | MSNF9-moCherry14 | ||
| Trichopria drosophilae | MSNF-GFP15 | ||
| G. xanthopoda18 | y w Serpent-Gal4 UAS GFP-Dorsal/Basc4 | ||
| y w ; Drosomycin-GFP/CyO y+12 |
参考文献
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