小鼠模型中静脉自我给药的方法

摘要

静脉自我给药（IVSA）范式被认为是研究啮齿类动物药物滥用强化特性的金标准。本文概述了获得可靠IVSA数据所需的实验步骤和外科技术，尤其强调了导管植入和维护的精细操作。

摘要

已开发出动物模型用于研究药物的强化效应，其中包括静脉自我给药（IVSA）范式。采用IVSA范式研究可卡因等滥用药物的强化特性具有多项优势：药物由动物自行给予而非实验者施用，强化程序可灵活调整，并能准确测量药物消耗量以及静脉注射的时间和模式。此外，静脉给药途径避免了首过代谢或味觉因素可能带来的干扰，且能迅速提高血液和脑组织中的药物浓度。如本视频所述，在手术期间精确放置导管，并在术后每日仔细冲洗和维护导管，即可在无需事先限制进食或预先进行药物训练的情况下实现静脉自我给药。本文所述实验流程包括动物饲养与适应方法、使用甜味牛奶溶液进行的操作式训练，以及导管植入手术。

方案

1. 动物饲养与适应性程序

1. 雄性和雌性 CD-1 小鼠以同性别同胞小鼠为一组，每笼最多饲养 5 只，饲养于标准塑料笼中，笼内铺有 beta chip 垫料并配有 nestlet 垫块，笼盖为金属网盖，可放置饮水瓶和饲料。在整个实验过程中，标准小鼠饲料和饮水均在饲养笼内自由供应。
2. 小鼠维持在倒置的光照-黑暗循环周期中（光照时间为 22:00 至 10:00）。
3. 在实验操作开始前，小鼠可在 IVSA 测试房间中适应环境一周时间。

2. 操作性训练

1. 所有行为学实验操作，包括甜味牛奶训练和静脉药物自我给药实验，均在操作箱（15.9 × 14 × 12.7 cm）中进行。操作箱配备两个超灵敏小鼠压杆、舀杯、刺激灯和微升注射泵（Med Associates Inc., St. Albans, VT, USA）。操作箱通过 Med Associates Smart CR 接口连接至计算机，并使用 Med-PC 软件编程设定强化程序并采集数据。
2. 未经训练的小鼠首先适应操作箱环境，并通过舀杯中提供的甜味牛奶（0.1 ml）训练其进行压杆操作。操作性牛奶训练每天进行 1 小时，持续 5 至 7 天。当动物在活动压杆上完成固定比率（FR）程序后，舀杯将被推出，同时刺激灯亮起。甜味牛奶溶液由蔗糖（10 mg/ml，ACS 级试剂，Sigma-Aldrich Inc. St-Louis MO, USA）加入全脂牛奶（脂肪含量 3.25%）配制而成。使用甜味牛奶溶液或液体食物作为强化物进行操作性训练，是促进小鼠操作性反应的常用技术^1,2。

3. 手术期间使用设备的准备

所需设备 — 20、23 和 26 号针头、研磨机、1 cc 注射器、特氟龙管、电烙铁、肝素、抗生素和镇痛剂。

1. 通过打磨一根20号针头来制备用于引导导管插入颈静脉的针头。使用研磨机将针头的针 shaft 部分磨平，从而在针头内部形成一个通道，以引导导管管路进入静脉。应仔细检查针头通道内是否残留可能沉积的金属碎屑。如有任何阻塞物，应使用尖头精细镊子将其刮除。
2. 改装两个1 cc注射器，用于冲洗和检查导管。取两段12 cm长的Tygon管，一端连接固定在1 cc注射器上的26号针头，另一端拉伸套在23号针头上，以此准备两个注射器。其中一个注射器装入0.9%无菌生理盐水，另一个装入含肝素的替卡西林溶液（每10 ml无菌生理盐水中含33 mg替卡西林和0.3 mg肝素）。
3. 制备导管套管帽。将Tygon管拉伸套在23号针头上，并从斜面处剪下1 cm长度。将管子开口端加热熔化，形成较厚的密封端。熔化时应确保整个套管帽长度足够覆盖导管套管，且密封端能紧密套在套管末端。需注意，若帽过长，在安装螺旋式导管盖时可能发生弯曲并被刺穿。因此，建议仔细制备导管帽，以确保与套管良好匹配。
4. 准备所需溶液。所有试剂均购自Sigma-Aldrich Inc.（St-Louis MO, USA）。
   1. 用于导管冲洗的含肝素替卡西林溶液——将0.33 g替卡西林（二钠盐）和0.003 g肝素溶解于10 ml无菌生理盐水中。每日通过导管冲洗0.03 ml该溶液。该抗生素溶液用于预防血栓和感染的发生。
   2. 用于皮下注射的阿米卡星（抗生素）——术后单次皮下注射，剂量为10 mg/kg，用于预防术后感染。
   3. 用于皮下注射的酮洛芬（镇痛药）——术后单次皮下注射，剂量为5 mg/kg，用于控制术后疼痛。

4. 导管植入手术

所需仪器和试剂：异氟烷、无菌生理盐水、70% 酒精、装有无菌生理盐水的 1 和 3 ml 注射器、1 ml 改装注射器、上述第 3 节中配制的抗生素和镇痛溶液、小鼠导管（CamCaths，Cambridgeshire，UK）、导管保护帽（HRS Scientific，Montreal，Quebec 的水晶帽）、眼用润滑剂、4 cm 塑料棒（用于抬高静脉，可用塑料棉签自制）、百多邦（Polysporin）、无菌棉签和纱布、弯头和直头镊子、动脉夹、精细剪刀。

1. 采用标准的无菌技术，在手术前对手术台、手术器械和导管进行灭菌。正确的灭菌方法包括对从 CamCaths 购买的手术器械和导管进行蒸汽高压灭菌。玻璃珠灭菌法也可用于手术器械的尖端。对于更精细或易熔化的导管或材料，可采用环氧乙烷灭菌。有关啮齿类动物手术无菌技术的更详细描述，请参见所附参考文献^1,2。手术台、器械和用于维持麻醉的鼻罩的设置如照片所示。
2. 使用异氟烷气体对小鼠进行麻醉，并在废气清除系统下通过呼吸管维持麻醉状态。将眼用润滑剂（Tears Naturale P.M）涂抹于双眼，以防止手术过程中角膜干燥。在动物背部及颈部周围适当区域剃毛以准备手术切口。在进行任何切口之前，应使用无菌手术巾限定手术区域。
3. 为准备将导管插入右心房，需在距离导管球囊1.2 cm处剪除多余的导管管路。此长度适用于约8周龄、体重20–25克的成年CD-1小鼠，为已确定的最佳长度。根据小鼠品系、体型和年龄的不同，导管管路的长度可能需要通过试错法进行轻微调整。在插入前，将装有无菌生理盐水的注射器（第3.2节）连接至导管套管，并冲洗导管以检查是否存在泄漏。在整个手术过程中保持该注射器与导管连接，以便在步骤4.7中用于冲洗导管和回抽血液。
4. 用70%酒精消毒后，从背部中点开始至颈部下方结束，做一条长约2 cm的肩胛间中线切口，以容纳导管基部。应用镊子分离结缔组织，在皮下为导管基部留出空间。
5. 将动物仰卧放置，待用70%酒精擦拭局部区域后，从右侧锁骨向上至下颌做第二个浅层斜行切口，长度为1–2 cm。颈静脉位于颈部皮肤下方较表浅的位置。为准备插入导管，将导管基部的管路从背部切口拉出，并经由右肩上方皮下通道引至颈静脉附近。然后将导管管路末端连接至动脉夹，并置于动物体侧以固定位置。
6. 通过轻轻拨开颈部切口周围的浅层结缔组织和脂肪组织，定位右侧颈静脉。使用弯头镊子分离静脉周围的结缔组织，并用无菌塑料棒将静脉提起。在静脉两端分别打松散的活结，将导管管路穿过上方的结，并绕过缝合线，使其未夹闭地搭放在右肩上方。
7. 插入前，用无菌生理盐水润湿20号插入针和静脉，以减少摩擦。持针方向应与静脉平行，并在抬高的静脉底部附近轻柔插入（注意：针尖约需进入静脉0.5 cm）。使用镊子将导管管路沿针杆推入静脉。若遇阻力，提示管路可能位于结缔组织而非静脉内。向静脉内推注0.03 cc生理盐水，确认无渗漏。若出现渗漏，提示静脉可能被刺穿或导管位置需要调整。
   注意：为确认管路是否位于静脉内，可尝试使用连接的生理盐水注射器回抽血液。若无法立即抽出血样，可能是静脉或心脏壁阻塞了导管尖端，或静脉尚未被刺穿；应调整管路后再次尝试。若仍无法抽血，可能需要重新插入针头。
   
8. 为固定导管，将导管球囊推至插入点并拔出针头。结扎下方的缝线结，然后将导管拉紧贴合塑料棒，再在球囊正上方打第二个结。再次测试是否可回抽血液，必要时可略微松解结扎线。将导管管路埋入皮下，并缝合颈部腹侧切口。使用无菌棉签涂抹Polysporin Heal Fast或其他含镇痛成分的抗生素软膏于闭合的切口处。
9. 将动物置于俯卧位，将导管基部置于背部已准备好的切口皮下。确保多余管路在导管基部下方最小程度地盘绕并完全隐藏，以降低动物啃咬或刺破导管的风险。在导管基部两侧缝合切口，并使用无菌棉签涂抹Polysporin Heal Fast。
10. 使用连接在管路上的注射器，向导管内注入0.03 cc肝素化替卡西林溶液进行冲洗（见第3.2节）。用塑料套管帽封闭套管，并旋紧白色导管保护盖。部分术后小鼠在套管帽封闭前可能会有血液从导管渗出。重要的是应立即重新冲洗导管，并在血液流出前迅速更换套管帽。动物必须每日冲洗一次，以维持导管通畅性。
11. 用70%乙醇擦拭动物后肢之间的注射区域后，一侧皮下注射酮洛芬镇痛剂（剂量为5 mg/kg），另一侧皮下注射抗生素阿米卡星（剂量为10 mg/kg）。
12. 停止麻醉后，将动物置于清洁笼具中恢复5至7天，确保其能方便地获取食物和饮水。术后当晚应将小鼠置于加热柜中，以防术后低体温。

5. 行为学测试——静脉自我给药

1. 在进行行为学测试之前，需用0.9%无菌生理盐水冲洗导管。随后将小鼠放入操作式条件反射箱，并连接输注管路和输注泵。按压活动杠杆会触发一次持续3.2秒、体积为18 μl的药物输注，同时刺激灯亮起。每次按压杠杆后进入8秒的超时周期，在此期间刺激灯保持亮起状态。
2. 操作式条件反射实验结束后，在将小鼠放回饲养笼前，需用含替卡西林的肝素溶液冲洗导管。
3. 每种剂量下，允许小鼠连续进行3次、每次2小时的自我给药训练。各小鼠的剂量顺序随机安排，具体如后续部分所示。
4. 每日通过确认生理盐水和抗生素溶液均能顺利冲洗通过导管来评估导管通畅性。此外，可按照所附参考文献⁵所述方法进行氯胺酮/咪达唑仑测试。简言之，若在输注0.02–0.03 ml氯胺酮（15 mg/ml）或咪达唑仑（0.75 mg/ml）后5秒内出现不动等麻醉体征，则表明导管通畅⁵。

结果

图1. 静脉药物自我给药的行为模式因药物种类、剂量范围和所用小鼠品系的不同而有所差异。本图展示了采用视频中所述方法成功完成导管手术后获得的可卡因自我给药数据。该图显示了在随机顺序呈现的4个可卡因剂量下，小鼠在固定比率1（FR1）强化程序中获得的平均（±SEM）可卡因输注次数和平均（±SEM）可卡因消耗量（mg/kg体重）。横坐标：每次输注的自我给药剂量。左侧纵坐标：2小时操作性实验期间获得的总输注次数。右侧纵坐标：2小时测试期间的总可卡因摄入量（mg/kg）。全部13根导管在整个研究期间（4周）均保持通畅。对剂量进行单因素方差分析显示，小鼠的可卡因给药行为具有剂量依赖性 [F (1,12) = 42.8 , p<0.05]。尽管在较高剂量下压杆反应减少，但随着剂量-反应曲线的上升，可卡因总摄入量显著增加 [F (3,36) = 29.6, p<0.05]。每个数据点代表CD-1小鼠（n=13/剂量，雄性和雌性合并）在每个可卡因剂量下3次测试会话的平均值（±SEM）。在整个剂量-反应曲线上，通过双因素方差分析比较主动杆（药物强化）与非主动杆的压杆反应，以确认小鼠能够区分两根杠杆。对CD-1小鼠的分析显示，其在整个剂量-反应曲线上均更偏好主动杆 [F (1,12) = 10.255 , p<0.05]（此处未展示数据）。

讨论

药物滥用的动物模型在理解药物相关行为的遗传基础方面特别有用。例如，具有不同遗传特征的小鼠在对可卡因的敏感性方面表现出可遗传的差异^6-8，并有助于识别介导所观察到的表型变异的潜在候选基因⁹。本文所描述的静脉导管技术已成功应用于研究多种品系小鼠以及不同遗传背景小鼠的药物静脉自我给药（IVSA）行为¹⁰。

本视频展示的实验操作强调了在导管植入手术期间及术后需要重点关注的几个关键因素，以获得可靠的静脉自我给药数据。首先，导管管路必须准确放置于右心房内，以防止因血凝块导致导管失效。在手术过程中，应确保导管末端通畅，未被心脏或血管组织阻塞。其次，每次操作实验前后均需每日冲洗导管，以防止堵塞。最后，当动物处于饲养笼中时，必须始终使用导管帽和水晶保护盖覆盖导管套管，以防止碎屑进入。若导管套管出现轻微堵塞，可使用细小的26号针头进行疏通，但必须每天使用含肝素的抗生素溶液冲洗导管，尤其是在未对动物进行静脉自我给药测试的日子里。

进行动物存活手术需要掌握无菌技术、镇痛和麻醉方面的知识。虽然本视频不能替代正规的外科手术培训，但可作为研究人员学习该实验范式所需技术的参考指南。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
羧苄西林二钠盐	Sigma-Aldrich	T5639-1G	1 克/瓶
Tears Naturale P.M（眼用润滑剂）	Alcon	N/A	3.5 克/管 该眼用润滑剂可在大多数药店购得，任何眼用润滑剂均可使用。
可卡因	Medisca Pharmaceutique	0723-06	1 克/瓶
氯胺酮	Medisca Pharmaceutique	1754-04	25 克/瓶
咪达唑仑	Medisca Pharmaceutique	2519-06	1 克/瓶
肝素钠盐	Sigma-Aldrich	H4784-250MG	250 克/瓶
酮洛芬	Sigma-Aldrich	K1751-1G	1 克/瓶
硫酸阿米卡星	Sigma-Aldrich	A2324-5G	5 克/瓶
蔗糖 ACS 级试剂	Sigma-Aldrich	S5016-500G	500 克/瓶
带软网的标准小鼠导管	CamCaths	MIVSA/20/26/BC-1S	导管规格：26SWG；0.451；0.254
晶体帽涂药器	HRS Scientific	313CAC	此为白色导管帽。
Tygon 微孔管	Thomas Scientific	9561S41	导管规格（内径 × 外径 × 壁厚，单位：英寸）：.01 × .03 × .01