赫尔辛基大鼠显微外科侧壁动脉瘤模型

摘要

通过将主动脉移植物与腹主动脉进行端侧吻合，可在大鼠体内构建显微外科侧壁动脉瘤。本文提供了详细的分步操作说明，并探讨了解剖学与外科技术细节，以成功建立实验性囊状动脉瘤。

摘要

在将新的外科和血管内治疗方法及器械引入临床实践之前，需要利用实验性囊状动脉瘤模型对其进行测试。此外，还需要实验模型来阐明导致囊状动脉瘤破裂的复杂生物学机制。

已在不同物种中建立多种囊状动脉瘤的实验模型。然而，其中许多模型需要特殊技术、昂贵设备或特殊环境，限制了其广泛应用。因此，需要一种简单、可靠且经济的实验模型，作为可在各机构以标准化方式使用的标准化工具。

微血管外科大鼠腹主动脉侧壁动脉瘤模型能够以标准化且经济的方式，同时研究新型血管内治疗策略以及动脉瘤生物学的分子基础。通过形状、大小和几何结构均标准化的移植物，从供体大鼠的降胸主动脉获取后，移植至同系受体大鼠。动脉瘤通过连续或间断的9-0尼龙缝线，以端侧吻合方式缝合于肾下腹主动脉。

我们提供了逐步的操作说明、所需设备的信息，并讨论了在大鼠腹主动脉侧壁成功进行显微外科动脉瘤建模的重要解剖学和手术细节。

引言

囊状脑动脉瘤破裂可导致危及生命的出血，进而引发中风、永久性神经功能损伤或死亡。通过显微外科夹闭术或血管内动脉瘤闭塞术可预防破裂。目前尚未建立用于防止动脉瘤生长和破裂的药物治疗方法。

为了研究动脉瘤的生物学特性以及测试新型治疗装置和策略，需要建立囊状动脉瘤的实验模型。为此，已在不同物种中开发并发表了多种不同的模型¹。在猪、狗和兔中建立的较大动脉瘤模型，更适合用于在复杂的动脉瘤结构中测试血管内介入新技术^1,2。而小鼠动脉瘤模型则允许在基因修饰物种中开展研究问题的验证^3,4，并在细胞和分子水平上比大型动物更有效地阐明动脉瘤的生物学机制¹。尽管经颈动脉或经髂动脉的血管内器械置入仅限于较大型的大鼠（>400–500 g），且支架直径需小于2.0 mm和1.5 mm^5,6，但支架也可通过直接插入携带实验性动脉瘤的腹主动脉节段进行放置。先前利用大鼠显微外科腹主动脉侧壁动脉瘤模型的研究已证明，该模型在测试新型栓塞装置以及研究动脉瘤生物学分子基础方面具有可行性^3,7。

目前发表的许多囊状动脉瘤实验模型需要昂贵的设备、特殊环境（例如 具备透视成像能力的无菌手术室）、介入放射学技术，或使用昂贵的动物物种。这些要求限制了此类模型的广泛应用，并导致不同实验室采用不同的模型，使得数据比较和荟萃分析变得困难，甚至无法实现。因此，亟需一种简单、稳定且低成本的实验模型，作为标准化工具，能够在不同实验室以统一的方式使用，从而获得来自不同研究机构之间具有可比性的结果。为此，我们建立了大鼠腹主动脉侧壁囊状动脉瘤模型。

本报告旨在提供逐步的手术操作说明、所需设备的相关信息，并讨论在大鼠腹主动脉侧壁成功建立动脉瘤模型过程中重要的解剖学和外科手术特征。

方案

注意：雄性Wistar大鼠（平均体重：356 ± 44 g；10-14周龄）饲养于22-24 °C的动物房中，采用12小时光照/12小时黑暗循环，可自由摄取颗粒饲料和普通自来水，并根据机构指南接受人道护理。实验已通过芬兰赫尔辛基大学动物福利委员会的审查与批准。 

注意：在以下演示中，我们的手术方法如下：根据体重皮下注射盐酸美托咪啶（0.5 mg/kg）和腹腔注射盐酸氯胺酮（50 mg/kg）对大鼠进行麻醉。通过检测足趾夹捏反射是否消失，确认大鼠已完全麻醉。涂抹眼膏，修剪手术区域毛发，并使用适当的消毒剂（例如氯己定，可溶于酒精或水中）清洁皮肤。洗手后穿戴防护服、头套、口罩及无菌外科手套。安排一名手术助手协助维持无菌手术环境，并记录手术相关特征（如表1所列）。在手术期间每15分钟监测一次麻醉深度，观察呼吸频率、心率以及对有害刺激的反应（足趾夹捏测试）。术后给予皮下注射布托啡诺（0.03 mg/kg）以镇痛，必要时每12小时重复一次。

1. 硬件、耗材与定位

1. 保持小动物手术室安静、无菌，并将室温维持在 23 ± 3 °C。进行实验性动脉瘤手术所需的最低限度设备包括：
   1. 使用台式手术显微镜，最好配备助手观察镜和数字显微摄像系统。使用非多孔、可重复使用的手术台面和可清洁的器械台面，以保护实验台面。
   2. 准备耗材，如皮肤消毒剂、生理盐水、大小不同的纱布块，以及缝合材料，包括 9-0 微型缝线、5-0 非吸收缝线和 3-0 可吸收缝线。
   3. 使用以下标准外科器械：手术剪、组织镊、软组织牵开器或自持式拉钩，以及两个蚊式止血钳。
   4. 使用一套基本的显微外科器械，包括：弯头显微持针器、一个弯头和两个直头显微镊，以及直头或弯头显微剪。
   5. 将显微外科器械置于盛有无菌生理盐水的肾形盘中，以保持器械清洁且不粘连。肾形盘内垫有橡胶垫或外科手套，以防止显微器械尖端受损。确保所有用品均无菌，并按照现行实验动物存活手术无菌操作规范进行操作^8-10。
   6. 此外，还需使用血管夹施加器和三个无创临时血管夹。所用血管夹的闭合力量应较低，以避免损伤大鼠主动脉极薄的管壁。同时准备带有半毫米刻度的尺子、小块彩色橡胶垫和短钝针。
   7. 将大鼠置于仰卧位，用手术胶带固定前后肢，避免对皮肤施加牵拉或压迫，并在腰部下方放置粗记号笔或电凝笔，使背部弯曲。应尽可能获得较大的腰椎前凸，以改善腹膜后暴露，便于显露肾下腹主动脉，从而利于显微外科吻合。该体位推荐用于腹主动脉瘤的建立，但在胸主动脉移植物取材时并非必需。

2. 移植物采集

1. 在全身麻醉下，打开胸腔（开始移植物缺血计时）。施加有害的足趾夹捏以确认大鼠无反应后，再进行以下步骤。切开腹壁正中线，识别肝脏上方的膈肌，并切断膈肌底部的结缔组织，以便进入肋骨笼。使用大剪刀（钝面朝下），从胸骨中线左右各一厘米处剪开肋骨，打开胸腔。将肺组织向心脏右侧牵开。通过心内注射过量盐酸氯胺酮处死大鼠。肺动脉干、左锁骨下静脉、左前腔静脉和奇静脉会影响近端胸主动脉的获取。
2. 在明显静脉的尾侧，存在一个理想的切入点，可使用显微剪刀和显微镊开始分离降胸主动脉。
3. 使用蚊式外科钳进行轻柔的钝性牵拉和分离，从胸壁背侧向上追踪胸主动脉至主动脉弓。
4. 用剪刀夹闭并切断静脉。保持血管钳夹持在静脉上，作为牵拉器以暴露下方的主动脉弓。
5. 在第一对肋间动脉远端稍上方的主动脉外侧放置一根不可吸收的6-0丝线结扎线。
6. 在左锁骨下动脉下方稍远处剪断降主动脉，随后在结扎线下方再次剪断。可根据需要修整组织，以获得与主动脉轴线呈垂直标准形态的动脉瘤几何结构，或获得特定角度。测量移植物的宽度和长度。
   注意：获取的移植物可立即移植至受体大鼠体内，也可进一步处理以实现移植物管壁的去细胞化。去细胞化后的移植物可保存于-4摄氏度，待日后重新植入（图1）。研究表明，动脉瘤管壁的去细胞化可促进动脉瘤扩张¹¹。

3. 移植物脱细胞

1. 在磷酸盐缓冲液中将供体移植物于 -4 °C 冻存。
2. 次日，解冻移植物，用室温的纯化去离子水冲洗，并在 0.1% 十二烷基硫酸钠中 37 °C 孵育 10 小时。
3. 最后，用温和振荡方式将经十二烷基硫酸钠处理的移植物洗涤三次，再于磷酸盐缓冲液中重新冻存，并于 -4 °C 保存至使用。

4. 动脉瘤的建立

1. 腹主动脉解剖
   1. 动物麻醉后，剪除手术区域的毛发，并用合适的消毒剂清洁皮肤。在切开皮肤前，测试足趾夹捏反应以确认麻醉效果。从生殖器近端1 cm处的腹中线位置开始切口（开始手术计时）。仔细将皮肤与下方肌肉分离。解剖至胸骨下方一至两厘米处结束。
   2. 小心但牢固地提起下方腹壁肌肉，避免损伤其下的器官。沿腹白线纵向向上切开至剑突，并向下延伸至膀胱水平。
   3. 轻压膀胱使其排空，以便更好地进入腹膜后间隙。
   4. 将小肠和明显的盲肠向右或左侧移位。在腹腔左下部辨认大肠，即降结肠。
   5. 沿小肠与降结肠之间的韧带向上方剪开，以充分暴露腹后壁。放置自持式牵开器以保持肠管分开。
   6. 端侧动脉瘤吻合术的理想位置位于肾静脉与髂腰静脉之间水平。腹主动脉位于腹膜后，埋于脂肪组织中。解剖时需特别注意成对的几乎透明的输尿管和睾丸血管。
   7. 若需进一步牵拉肠管，可使用较大的纱布块。通过在大鼠下背部放置电凝笔或类似物体以诱导腰椎前凸，可显著减少对肠管牵拉的需求。
   8. 腹后壁腹侧覆盖有一层薄的壁层腹膜。打开该层后，即可看到其下方的主动脉。在仔细进行锐性与钝性分离腹主动脉与邻近大静脉时，仅钳夹外膜，避免损伤血管壁。
   9. 偶见小的腰动脉从腹主动脉背侧以节段性血管形式发出，并干扰手术操作。为防止动脉瘤缝合期间出现逆行渗血，需结扎并切断该血管。使用弯头显微镊有助于在深部放置结扎线。
2. 端侧吻合
   1. 在腹主动脉下方放置彩色橡胶垫，并用小块纱布覆盖。清除计划吻合部位周围的疏松结缔组织和外膜。
   2. 先夹闭吻合口远端的腹主动脉，再夹闭近端（开始主动脉阻断计时）。这有助于血管充分充盈，便于后续动脉切开。
   3. 使用直头或弯头显微剪进行动脉切开。用显微镊轻轻提起一小段血管壁，剪出椭圆形切口。
   4. 使用钝头针在两个方向上用生理盐水彻底冲洗动脉管腔。
   5. 在此端侧吻合中，首先在动脉切口的近端和远端各放置第一针和第二针（开始吻合计时）。应尽可能避免使用显微镊夹持血管壁。确保每针均穿透血管壁全层。
   6. 缝合可采用连续或间断缝合法。若选择间断缝合，则先缝合背侧9点钟位置的缝线。后续缝线可从第一针旁开始，依次间隔排列。小心钳夹外膜，避免挤压或夹持内膜。
   7. 完成背侧壁缝合后，检查吻合口腔内部分是否有缝线错位。以相同顺序在前壁重复相同操作。确保每根缝线的三个结中的第一个结牢固但不过紧。
3. 止血与关闭切口
   1. 完成端侧吻合后（结束吻合计时），用生理盐水冲洗吻合部位，先移除远端血管夹以允许逆向血流（结束主动脉阻断计时及移植物缺血计时）。
   2. 若逆向血流引起明显出血，可能需要追加缝合（开始止血计时）。对于轻微渗血，可用小块纱布轻压出血部位实现止血。
   3. 移除近端血管夹，再次冲洗吻合部位，并剪除动脉瘤顶部残留的结扎线末端。
   4. 通过观察动脉脉搏波峰值时动脉瘤体积是否增大，确认动脉瘤通畅性。通过直接“挤奶试验”评估远端腹动脉的通畅性。
   5. 移除下方的塑料膜和小纱布块。所构建的动脉瘤内搏动性血流漩涡清晰可见。
   6. 若仍有轻微渗血，可用小块脂肪组织或Spongostan覆盖吻合口周围的缝线以加强止血（结束止血计时）。
   7. 移除软组织牵开器和纱布块。将小肠、盲肠及脂肪组织复位至正常解剖位置。
   8. 使用5-0、4-0或3-0可吸收或不可吸收缝线关闭腹壁正中肌肉层，随后使用3-0可吸收多股缝线连续缝合法关闭皮肤切口（结束手术计时）。注意：根据我们的经验，大鼠对可吸收皮肤缝线的耐受性优于不可吸收单股缝线。

结果

初步研究包括14只大鼠。随后，从2012年3月至9月，共有84只动物根据本方案为多个研究项目进行了手术。另有29只动物作为动脉囊状移植物的供体。其余实验使用了经预处理的移植物，这些移植物来自先前实验中同性别、同品系、同体重和同年龄大鼠，并已采集并储存备用。

记录并提取了体重、总手术时间、主动脉阻断时间、吻合口建立时间、吻合后止血时间、移植物缺血时间以及造模时动脉瘤的尺寸（动脉瘤宽度和长度）等指标，数据来源于书面病例报告表。所有特征均在表1和图1中进行了总结和可视化展示。

除1只动物因吻合口远端腹主动脉血栓形成而接受二次手术外，其余动物均未出现围手术期死亡或并发症。平均手术时间为52分钟以下（52 ± 12 分钟）。在同系动脉瘤移植动物（n = 21）中，移植物平均缺血时间为29 ± 7 分钟。总体平均主动脉阻断时间为25 ± 7 分钟。动脉瘤尺寸保持稳定，大小变异度低（平均宽度2.5 ± 0.2 mm，平均长度3.8 ± 0.2 mm）。

讨论

我们对囊状脑动脉瘤复杂生物学机制的认识进展，依赖于对流行病学和临床数据的分析，并结合对患者样本的实验室研究以及动物模型的实验工作^3,12,13。

与兔子和狗相比，大鼠等小型动物在实验和饲养过程中具有固有的低成本优势，且对专用设备的需求较少。在大鼠身上通过显微外科技术建立侧壁动脉瘤的平均总手术时间少于60分钟，远短于在兔子和狗身上建立更复杂的静脉袋动脉分叉动脉瘤模型所需的时间^2,14,15。低成本和更快速的动脉瘤建模方法有助于开展包含更多实验样本的研究，从而提高统计学效力。此外，现有的小鼠模型已成功应用于需要更先进实验室技术的研究问题，包括使用转基因动物^3,4。在使用小鼠建立侧壁动脉瘤模型时，需注意其所需的间断11-0缝合线对显微外科技术提出了更高要求。此外，在小鼠身上实施该动脉瘤模型还伴随着较高的死亡率（30%；主要归因于体液平衡和麻醉相关并发症，以及小鼠主动脉较细的直径（0.5–1 mm））³。

掌握大鼠动脉瘤模型的基本原理只需较短时间。...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
美托咪啶			任意通用名药物
氯胺酮			任意通用名药物
丁丙诺啡			任意通用名药物
磷酸盐缓冲液
十二烷基硫酸钠 (0.1%)
3-0 可吸收缝线	Ethicon Inc., USA	VCP824G
5-0 不可吸收缝线	Ethicon Inc., USA	8618G
6-0 不可吸收丝线缝线	B. Braun, Germany	C0761060
9-0 尼龙显微缝线	B. Braun, Germany	G1118471
吸收性明胶海绵（Spongostan）	Ethicon Inc., USA	MS0002
手术显微镜	Leica , Germany	M651
数码显微镜摄像系统	Sony, Japan	SSC-DC58AP
标准外科器械	B. Braun, Germany	多种	参见方案 1.4
显微外科器械	B. Braun, Germany	多种	参见方案 1.5
血管夹施加器	B. Braun, Germany	FT495T
临时性血管夹	B. Braun, Germany	FT250T
Graph Pad Prism 统计分析软件	GraphPad Software, San Diego, California, USA		V 6.02 for Windows