理解行为的神经基础需要对脑回路集合进行记录。由于小鼠具有良好的遗传可操作性,因此可作为研究脑回路解析和模拟疾病的模型。本文介绍一种设计和制备微型探针的方法,适用于小鼠深部脑结构的靶向研究。
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理解行为的神经基础需要对脑回路集合进行记录。由于小鼠具有良好的遗传可操作性,因此可作为研究脑回路解析和模拟疾病的模型。本文介绍一种设计和制备微型探针的方法,适用于小鼠深部脑结构的靶向研究。
近年来,对小鼠(mus musculus)开展的生理学研究数量迅速增长,这与用于微环路解析和疾病建模的基因靶向技术的发展同步。例如,光遗传学的引入使得以空前的时间分辨率双向操控特定基因标记的神经元成为可能。为了充分利用这些工具并深入了解小鼠脑内微环路之间的动态相互作用,研究者必须能够在该小型啮齿动物的大脑深部区域,同时在固定头部和自由活动状态下,记录神经元群体的活动。要记录深部结构和不同细胞层的信号,需要一种能够将电极精确推进至目标脑区的装置;而要实现对神经元群体的记录,则要求每个电极均可独立移动,以便实验者在不干扰邻近电极的情况下分辨单个细胞。在自由活动的小鼠中同时实现上述功能,需要一种重量轻、耐用且高度可定制的电极驱动装置,以精准靶向特定脑区。
本文介绍了一种设计和制造微型、超轻量级微驱动电极阵列的技术,该阵列可针对个体进行定制,并能使用市售部件轻松组装。这些装置易于扩展,可根据目标脑区结构进行个性化调整;已成功用于在自由活动动物自然行为过程中记录丘脑和皮层区域的神经信号。
Mus musculus 由于其遗传可操作性,已迅速成为生理学家研究基因特异性神经元的微环路解析以及人类疾病小鼠模型的首选动物模型。例如,近年来引入的因果遗传学工具,如光遗传学和化学遗传学效应子,使研究者能够验证特定神经环路在行为中的必要性和充分性1-4。大量可获得的重组转基因小鼠驱动品系(Cre品系)进一步提高了靶向特定神经元亚型的实验便利性,从而增强了小鼠在这些研究中的应用价值5。
同样,针对常见神经及精神疾病开展的基因筛选和全基因组关联研究,已促进了脑部疾病遗传风险因素的识别6,7。这些进展,结合小鼠遗传操作和基因组编辑工具的不断丰富,使小鼠成为模拟人类疾病的首选生物模型。疾病模型与因果性遗传工具的结合,为理解脑部疾病机制以及发现可用于干预的神经环路层面靶点提供了前所未有的机遇。
为了充分利用这些分子工具并深入了解健康与疾病状态下神经微环路的功能,必须将其与大脑活动的生理读出方法相结合。理想情况下,实验者应能够在保持单细胞分辨率的同时,监测大量神经元的活动。在自由活动动物中进行的细胞外多电极记录为此提供了可能;然而,该技术在小鼠中的应用一直受限。要记录较小的脑区靶点(例如,海马体中的CA1层),必须使用可调节电极,因为在手术植入后记录电极的微小移动都会导致无法维持稳定的记录8,9。传统上用于在脑内移动电极的方法在小鼠中使用时会带来重量限制,使得在此类生物体中将大量神经元的记录与行为学研究相结合变得极具挑战性。
本文介绍了一种用于制备微型、超轻量级、可针对特定脑区进行个性化定制的微电极阵列的方法,该阵列兼容光遗传学实验,且可使用市售组件便捷组装。多电极“高密度驱动器”(hyperdrive)中的每个“微驱动器”均采用弹簧-螺钉机制推动电极,并通过集成于高密度驱动器主体内的塑料导轨来抵消螺钉旋转时产生的扭矩。首先,本文描述了在计算机辅助设计(CAD)软件中设计适用于3D打印的高密度驱动器主体及微驱动器的过程。通过为特定脑结构定制化设计高密度驱动器主体,可提高靶向精度,并进一步提升实验的成功率。其次,本文详细阐述了 fabrication 过程,即通过手工将市售部件组装成多电极阵列。该技术已成功应用于自由活动动物在自然觅食和操作性任务过程中对海马、丘脑和皮层神经元群体的记录。
1. 设计意图
2. 超驱动组件的制备
3. 微驱动装置的最终组装
植入体的构建过程始于3D打印超驱动装置的设计(图1),随后构建底部组件(图2)、屏蔽锥(图3),并通过分别组装微型驱动器完成超驱动装置的最终装配(图4)。接下来是将电极装入微型驱动器(详见10)。完成此步骤后,即可使用这些装置对多个脑区进行记录。图5展示了外侧膝状体核(LGN)和海马体(HPC)同步记录的示例轨迹。图5B中所示单个神经元信号的稳定性极为显著,在数天内均表现出一致的波形。通过发光二极管刺激诱发的反应确认这些神经元为LGN神经元,这一结果由图5C中的刺激后时间直方图(PSTH)显示。在同一实验准备中,记录了HPC局部场电位以作为行为状态的指标。这些轨迹在行为静息期间显示出尖波涟漪(图5D),符合其海马来源的特征。

图1. 在Solidworks中设计微型驱动装置。A. 小鼠脑冠状切面示意图,位于前囟后-2.3至-2.7 mm的A/P坐标处。皮层上方绘制了四条独立的聚酰亚胺带(300 µm),用以说明电极对LG区域(红色)的靶向定位。B. 设计主体的草图。将蓝色轮廓旋转180°,得到三维设计主体模型(插图)。C. 在设计主体上添加聚酰亚胺槽和驱动手柄。将B图中红色高亮的轮廓旋转13°,形成聚酰亚胺半槽(左上)。通过将B图中的绿色轮廓旋转15°添加一个驱动手柄(右上)。使用圆形阵列功能添加第二个手柄(左下)。相同功能可用于生成16个聚酰亚胺半槽(右下)。D. 在设计中添加一个新的平面(上图),用于创建微驱动接收器的新草图,包括螺钉孔、聚酰亚胺孔和防扭轨(下图)。E. 使用切割和拉伸功能将这些特征引入设计,并旋转360°以形成16个接收器。F. 顶部部件草图的尺寸(左)和三维模型的尺寸(右)。请点击此处查看该图的放大版本。

图 2. 超驱动装置底部组件的制备。 A. 将第一根聚酰亚胺管放置在双面胶带上。B. 随后逐个放置其他聚酰亚胺管,注意尽量减少管之间的间隙。C. 第一层排列完成后,迅速涂上一层薄薄的氰基丙烯酸酯胶水。D. 在胶水未干之前,快速添加第二层聚酰亚胺管。E. 在聚酰亚胺束的顶部,插入一根26 G套管,作为光学纤维的占位孔。F. 整个结构用一滴环氧树脂牢固固定。G. 移除套管后,可用刀片从中间将结构切开,得到两个相同的底部组件。H. 展示完成后的底部组件切割面视图,可见两排各四个聚酰亚胺管以及用于光学纤维的孔道。请点击此处查看该图的放大版本。

图 3. 组装高密度驱动装置(hyperdrive)。 A. 将聚酰亚胺基质插入驱动主体中,并使用 26 G 套管与电子接口板(EIB)对齐。B. 使用少量环氧树脂将聚酰亚胺基质固定在驱动主体上。C. 可能需要进行第二次环氧树脂涂覆,之后应使用打磨工具去除多余的环氧树脂。D. 驱动主体顶部视图,显示已插入的基质。E. 使用一小段 33 G 聚酰亚胺管,将外层导管安装到驱动主体对应的槽位中。F. 所有外层导管均应分配至相应轨道,注意尽量减少导管上的张力。G. 在所有外层导管定位完成后,应用环氧树脂固定,并在其内唇上方剪断。H. 组装一个微驱动组件,包括定制螺钉、5 mm 弹簧和顶部部件,并将其安装到与某一导管对应的轨道上。I. 每个微驱动组件应小心地旋入驱动主体中。J. 组装完成后,每个导管应对应一个微驱动装置。K. 聚酰亚胺基质的底部视图。L–M. 将聚酰亚胺管(0.005 英寸)插入每个外层导管中。N. 每个内层导管应紧密地嵌入其对应微驱动装置的叉形结构中。O. 使用环氧树脂将内层聚酰亚胺管固定到对应的微驱动装置上,并尽可能剪短。在所有内层导管粘接后,从聚酰亚胺基质中伸出的内层导管应与基质边缘齐平剪切。P. 内层导管装载过程中驱动装置的倒置宏观视图。Q. 内层导管装载过程中驱动装置的顶部宏观视图。R. 完全组装好的高密度驱动装置,已连接电子接口板(EIB),准备装载电极。请点击此处查看该图的放大版本。

图 4. 制备屏蔽锥。 A. 打印在透明胶片上的锥形模板。B - D。将一张铝箔用一层薄环氧树脂粘贴到模板上。E. 剪下模板后,将锥体成型并用环氧树脂粘合固定。

图 5. 使用超轻型多通道记录装置进行多部位记录。 A. 植入多通道记录装置后自由活动小鼠的图像。 B. 该小鼠记录到的两个单细胞单位波形示例。 C. 左图:小鼠脑冠状切面,标示外侧膝状体核(LGN),部分电极由此处插入;右图:两个LGN神经元在视觉刺激(黄色条表示刺激时段)下的刺激相关时间直方图(PSTH)示例。 D. 左图:冠状切面标示海马(HPC),另一组电极由此处插入;右图:海马区尖波涟漪(红色高亮部分)的局部场电位记录示例。

图 6. 驱动装置组件概览。(左)Hyperdrive 各组件的完整示意图。(右)单个微驱动装置组件的示意图。
本方案概述了构建一种超轻量级微型驱动阵列的流程,用于靶向小鼠单个或多个脑区。完成最终组装步骤后,该高密度驱动装置即可通过标准外科手术植入技术进行植入,并使用牙科水泥固定在小鼠颅骨上。植入后,在用手固定小鼠的情况下,可使用小型螺丝刀独立调节每个电极的位置。每个电极每旋转一圈所推进的距离由螺丝的螺距决定。使用此处所引用的螺丝时,每个电极每旋转一圈约推进 150 mm,但也可采用半圈或四分之一圈的调节方式以实现更高的精度。
草图的尺寸 图1B 确定植入物的整体尺寸,因此,双向调整植入物尺寸的一个直接方法是修改该关键草图的尺寸。此外,可延长螺钉长度以靶向更深的脑区结构。我们推荐使用定制的钛合金螺钉,因为其重量轻且比钢制螺钉更不易脆断。请注意,防扭转导轨需随螺钉长度线性缩放,目前我们尚未确定这些结构可打印的最大长度。为靶向多个脑区,可修改底部部件的形状。添加已知尺寸的垫片(厚度200 µm)可为靶向不同脑区结构(例如海马体和前额叶皮层)的聚酰亚胺材料之间提供所需的间隔。这些垫片可在底部部件组装步骤中加入,待环氧树脂固化后再将其切除。
该设计的一个主要局限性在于其依赖专有软件(本例中为 Solidworks)。未来若能开发出开源程序,提供用户友好的界面,使神经科学领域研究人员在工程背景有限的情况下也能便捷地设计此类设备,将对神经科学界带来巨大裨益。
该方法相较于现有方法具有多项优势。首先,其设计简洁,仅依赖极少的示意图(图1)。其次,该装置超轻便,无需使用牙科水泥或任何沉重材料进行组装,整体重量约为1.7 g,仅为功能类似的商用植入体重量的三分之一左右。第三,其制备无需特殊设备:植入体主体可通过多种来源进行3D打印(例如approto.com,但还有其他选择);螺钉可定制(例如antrinonline.com);弹簧为市售产品(例如leesprings.com);因此整个组装过程可在一天内完成。最后,这些植入体已被成功用于在自然觅食、结构化行为任务以及睡眠过程中记录多个脑区的神经活动(图5)。
该方法的未来应用包括实现其可扩展性。通过简单地改变两个因素,该植入装置很可能实现双向扩展:1)图1B中示意图的尺寸;以及 2)所设计的微驱动接口数量(图1D)。例如,可将其向下扩展,用于记录早期发育阶段自由活动小鼠的神经信号;也可向上扩展,用于记录大鼠、兔子、雪貂,甚至非人灵长类动物的神经活动。
最后需要提醒读者的是,成功实施本文所述方法的关键在于,对所附 .stl 设计文件进行任何修改时,都必须先进行原型验证。例如,读者会注意到,所附设计中包含一个“8”字形防扭轨。鉴于3D打印的局限性,这是可实现的最佳设计,因为我们通常需要钻孔。若设计为圆形,会降低稳定性;而若为方形或带角度的形状,则会限制通过钻孔修正3D打印缺陷的能力。
作者无任何利益冲突需要披露。
我们感谢Wilson实验室成员在制备方法上提供的有益建议。
本工作得到了西蒙斯基金会、美国国立神经疾病与卒中研究所(NINDS)的NIH独立科研生涯奖、NARSAD青年研究者奖(授予M.M.H.)以及美国国立卫生研究院(NIH)资助项目(授予M.A.W.)的支持。
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 微型驱动螺钉 | Antrin | 半圆形 0.6 UNM 钛合金螺钉,螺纹长度 8 mm,从螺钉头下起总长度为 9 mm。 | |
| 攻丝润滑剂 | AGS CO. | #TA2 | 攻丝用润滑脂 |
| 微型驱动器 | 参见 .STL 文件 | ||
| 驱动体 | 参见 .STL 文件 | ||
| 外层聚酰亚胺导管 | Minvasive Components | IWG Item # 72113300022-012 | 长度:12’’,内径:0.0071’’,外径:0.0116’’,壁厚:0.00225’’ |
| 内层聚酰亚胺导管 | Minvasive Components | IWG Item # 72113900001-012 | 长度:12’’,内径:0.0035’’,外径:0.0055’’,壁厚:0.001’’ |
| 接地导线 | A-M Systems, Inc. | Catalog # 791900 | 裸线直径:0.008'',涂层后直径:0.011'' |
| 三重润滑剂 | 基于聚四氟乙烯的润滑剂——气雾剂 | ||
| 微型驱动弹簧 | Lee Spring | 部件编号 # CB0050B 07 E | 外径:1.016 mm,孔径:1.193 mm,线径:0.127 mm,自由长度:10.160 mm,压并长度:3.581 mm |
| Z-poxy 5 Minute | Pacer Technology (Zap) | PT37 | |
| 银漆 | GC Electronics | 部件编号:22-023 | 银导电漆 II |
| Tri-Flow | 20009 | ||
| 26 号皮下注射针管——不锈钢 | Small Parts | HTXX-26T-12-10 | 长度:12’’,内径:0.012’’,外径:0.018’’ |
| EIB 螺钉 | Component Supply Co. | MX-0090-03SP | #00-90 × 3/16’’ |
| 精细剪刀——Toughcut | Fine Science Tools | 14058-09 | 22 mm |
| 透明纸 | 3M | PP2500 | |
| 铝箔 | Reynold's Wrap Heavy Duty | 加厚型 |
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