一种采用传统闭胸技术建立心室颤动与复苏的大鼠模型

摘要

本文介绍了一种通过电击诱发心室颤动并采用胸外按压、通气和电除颤进行复苏的大鼠模型，该模型模拟了突发性心脏骤停及常规心肺复苏过程。该模型有助于深入了解心脏骤停的病理生理机制，并可用于探索新的复苏策略。

摘要

本文描述了一种采用闭胸技术进行心肺复苏的电诱导心室颤动大鼠模型，该技术包含了人类心肺复苏的基本要素。该模型于1988年建立，已被用于约70篇同行评审的出版物中，广泛研究了复苏的多个方面，包括其生理学与病理生理学、可复苏性的决定因素、药物干预，甚至细胞治疗的影响。本展示中所涉及的模型包括：（1）血管插管，用于测量主动脉和右心房压力，通过热稀释法测定心输出量，并用于电诱导心室颤动；以及（2）气管插管，用于吸入富氧气体的正压通气，并监测呼气末二氧化碳（CO₂）。典型的干预流程包括：（1）电诱导心室颤动，（2）使用机械活塞装置进行胸外按压，同时实施富氧气体的正压通气，（3）电击除颤以终止心室颤动并恢复心脏活动，（4）评估复苏后的血流动力学和代谢功能，以及（5）评估生存情况和器官功能的恢复。该模型可提供大量可靠的测量指标，包括但不限于血流动力学、代谢和组织学参数。该模型在发展新的复苏理念以及在更大、更具临床转化相关性的心脏骤停与复苏动物模型之前评估新型治疗干预措施方面，已被证明极为有效。

引言

每年，美国约有36万人¹以及全球更多人数²经历一次突发性心脏骤停。恢复生命的尝试不仅需要重新建立心脏活动，还必须预防、减轻或逆转对重要器官的损伤。目前的心肺复苏技术可实现约30%的初期复苏率；然而，最终存活至出院的患者仅占5%¹。复苏后出现的心肌功能障碍、神经功能障碍、全身性炎症、合并症或其组合，是导致大多数患者在初始循环恢复后仍死亡的主要原因。因此，迫切需要更深入地理解其潜在的病理生理机制，并开发新型复苏策略，以提高初期复苏成功率以及后续具有完整器官功能的生存率。

心脏骤停的动物模型在开发新型复苏疗法中发挥着关键作用，通过提供对心脏骤停及复苏病理生理学的深入理解，并为新干预措施的概念构建和初步测试提供切实可行的手段，从而为后续人体试验奠定基础³. 此处描述的闭胸式心肺复苏（CPR）大鼠模型发挥了重要作用。该模型由当时的研究员Irene von Planta及其合作者于1988年建立⁴ 在已故的马克斯·哈里·韦尔医学博士、哲学博士（Max Harry Weil M.D., Ph.D.）位于健康科学大学（2004年更名为罗莎琳德·富兰克林医学与科学大学）的实验室中开发，并主要由韦尔教授的博士后研究员及其培训人员在复苏领域广泛使用。

该模型模拟了采用常规心肺复苏（CPR）技术进行抢救的心脏骤停事件，包括通过向右心室内膜施加电流诱发心室颤动（VF），并使用由气动驱动的活塞装置实施闭胸式心肺复苏，同时给予富氧气体正压通气。心室颤动的终止通过经胸电击除颤实现。该大鼠模型在大型动物（e.g.，猪）和小型动物（e.g.，小鼠）模型之间取得了平衡，可在标准化程度高、可重复且高效的研究体系中探索新的科研构想，并获取丰富相关的测量数据。该模型在研究早期尤为有用，可在开展成本更高但转化价值更大的大型动物模型研究之前，用于探索新概念并评估混杂因素的影响。

通过在 Medline 数据库中检索所有经同行评审且报道了以心室颤动（VF）为心脏骤停机制并采用某种形式的闭胸复苏的类似大鼠模型的文献，共发现自1988年首次发表以来，另有69项原始研究使用了该模型⁴。这些研究领域包括复苏的病理生理学机制^5-17、影响预后的因素^18-30、药物干预的作用，如血管加压药物^31-43、缓冲剂⁴⁴、正性肌力药物⁴⁵、旨在心肌或脑保护的药物^46-70，以及间充质干细胞的作用^71-73。

本文所述的模型和方案目前正在复苏研究所使用。然而，根据各研究者可利用的条件以及研究目标的不同，该模型存在多种“定制化”的可能性。

方案

注意：本方案已获罗斯福大学医学院与科学学院机构动物照护与使用委员会批准。所有操作均遵循 实验动物护理和使用的指南 由国家研究委员会出版。

1. 实验设置与麻醉

1. 对将通过数据采集系统捕获的各种信号进行校准（压力、温度、活塞位移、心电图[ECG]、二氧化碳图） 等等。).
2. 灭菌器械和导管（例如，使用器械高压灭菌器或导管环氧乙烷灭菌器进行灭菌，并在涉及存活手术的实验中，穿戴无菌手术衣、口罩、帽子和无菌手套进行操作。对于非存活手术，手术器械和导管需清洁，但无需达到无菌要求。
3. 制备如下所述及图示的导管 图1 对于体重在0.45 kg至0.55 kg之间的大鼠。
   1. 用永久性记号笔在直径0.6 mm（2F）的T型热电偶导管尖端远端3 cm、5 cm和8 cm处做标记，用于插入胸主动脉。使用该导管测量温度和心输出量。
   2. 剪切聚乙烯管，内径0.46 mm，外径0.91 mm（PE25） ≈ 25 cm 长，一根用于进入胸主动脉，另一根用于进入右心房。
   3. 将每根PE25导管插入血管的一端剪成90度角° 角度。
      注意：45° 斜面尖端° 角度不当在使用PE导管时可能导致血管穿孔。然而，可通过砂纸修剪斜面尖端以降低其锐利程度。
   4. 将26号针头雌性鲁尔接头连接到每根PE25导管的近端。
   5. 在主动脉导管上距尖端3、5和8 cm处做标记，在右心房导管上距尖端3、5、8、10和12 cm处做标记。使用主动脉导管测量主动脉压力并用于采血。使用右心房导管测量右心房压力。
   6. 将每个鲁尔接头适配器连接至装有三通旋塞阀的压力传感器上。
   7. 剪切一根3F聚氨酯小儿静脉导管的尖端，该导管内径0.6 mm、外径1.0 mm（3F），以45°角剪裁° 进入右心房的角度。
   8. 从尖端起4 cm处标记3F外颈静脉导管。使用该导管将导丝插入右心室，以进行电诱导心室颤动，并可后续用于给药和采血。将三通阀连接至导管。
      注意：导管上的标记用于指导外科医生推进导管。经股血管插入的导管上3 cm处的标记提示医生，导管即将进入血管向上弯曲通向胸部区域的位置，此处可能存在阻力。主动脉导管和热电偶导管上的8 cm标记表示导管尖端已到达降主动脉。右心房导管上的12 cm标记表示导管尖端位于右心房。推进导管过程中的中间标记可作为阶段性参考。右颈外静脉导管上的4 cm标记表示导管尖端已进入右心房。
   9. 用含有10 IU/ml肝素的生理盐水预冲每根导管（以确保其通畅），并将相应的三通阀转向关闭位置。
   10. 将一根5F氟化乙烯丙烯导管（内径1.1 mm，外径1.6 mm）安装在导丝上，裁剪至所需长度 ≈ 长8 cm，形成钝端。使用此导管插入气管，使其尖端进入 ≈ 距气管隆突2 cm处进行正压通气，用于心脏复苏期间及复苏后的呼吸支持。
       注意：套管的金属导丝需弯曲成145°角° 角度 ≈ 距尖端3 cm处，以助于推进至气管。
4. 准备大鼠以进行手术操作。
   1. 通过腹腔注射戊巴比妥钠（45 mg/kg）对大鼠进行麻醉。必要时，在建立血管通路后，每30分钟通过静脉追加给药（10 mg/kg），以维持手术麻醉深度。
      注意：大多数研究使用了雄性退役繁殖用斯普拉格-道利大鼠。
   2. 剪除手术区域及电击区域的毛发，包括背部胸段、左右腹股沟、颈部以及胸廓前表面。
   3. 皮下注射0.02 mg/kg（1 ml/kg）布托啡诺以进行镇痛。
   4. 将大鼠仰卧位固定于手术板上，用胶带将其前肢和后肢固定成45°角° 中线夹角。
   5. 用碘伏擦拭切口区域，随后用70%乙醇重复处理3次。
   6. 在角膜上涂抹一层薄薄的抗菌眼膏。
   7. 插入直肠热敏电阻器 ≈ 将探头插入直肠4 cm，并将热敏电阻固定在手术板上。
   8. 维持核心体温在36.5之间 °C 和 37.5 °在整个实验过程中使用白炽加热灯。
   9. 将心电图针电极皮下植入右上肢、左上肢和右后肢，并在实验全程记录心电图。

2. 血管插管

2.1）左侧股动脉用于将T型热电偶导管插入降胸主动脉

1. 在左侧腹股沟区域做一长度为2 cm的切口，切口方向与身体纵轴呈90°° 相对于其沟槽的角度。
2. 使用止血钳钝性分离周围结缔组织，暴露股动静脉及股神经。
3. 使用弯头显微解剖镊暴露血管周围的血管鞘。
   注意：避免刺破任何血管或神经。
4. 用显微解剖镊在股动脉、股静脉和神经下方穿过，并将其以90度角支撑住° 相对于血管的角度。在支撑住两根血管和神经后，使用另一把弯头显微解剖镊开始将动脉与神经和静脉分离。
   注意：分离应从血管下方进行，且与血管平行，以最大程度降低对血管和神经的损伤风险。
5. 重新放置支撑镊子，松开神经，仅支撑静脉和动脉。
6. 用镊子插入动脉与静脉之间，将两者分离至指定长度 ≈ 1 cm
7. 轻轻松开夹持已分离静脉的支撑镊，仅保留对动脉的支撑。
8. 插入两根3-0编织丝线不可吸收结扎线，分别置于远端和近端 ≈ 1 cm 间隔。
9. 用外科结在动脉仍受支撑时牢固扎紧远端结扎线 随后打两个单结。用松散的外科结收紧近端结扎线。 结
10. 使用显微解剖剪在远端结扎线附近以60°角于血管上做一小切口° 相对于血管切割角度的大致角度 ¼ 其横截面积。
    注意：切口处渗出少量血液表明已到达管腔。
11. 将肝素化生理盐水滴加到血管上，以利于导管顺利插入。
    注意：可使用1%利多卡因溶液一至两滴，以防止血管痉挛。
12. 插入一根22号针头——其针尖已定制弯曲成70度角° 角度并用砂纸磨钝（即，导引器）插入血管开口，同时用止血钳轻轻牵拉远端结扎线以稳定血管。
13. 轻轻抬起导入器以暴露管腔，在导入器下引导T型热电偶导管，当导管尖端插入后，移除导入器。
14. 一手固定导管位置，同时另一手置于舒适的位置以推进导管。
15. 夹闭支撑镊子，并在推进导管时将其向远端移动。
    注意：若在推进导管过程中遇到任何阻力，应停止操作，后撤导管并以不同角度重新插入。
16. 将导管向前推进至8 cm标记处，使其尖端位于降主动脉胸段。
17. 通过收紧将导管固定在血管上 近端结扎并再打两个单结。
    注意：结扎应足够牢固，以防止导管周围出血和意外移位；同时应留有适当松动，以便在需要重新定位时可进行前后移动。
18. 轻轻移除镊子和止血钳。

2.2）左侧股静脉用于将PE25导管插入右心房

1. 轻轻提起已用T型热电偶导管插管的股动脉，通过牵拉结扎线暴露相邻的股静脉。
2. 使用镊子从静脉下方穿过并张开镊子，以支撑抬起静脉。
3. 重复步骤2.1.8至2.1.18，但将PE25导管（而非T型热电偶）推进至12 cm标记处，使其尖端位于右心房附近。
4. 确认可通过导管抽出血液，以验证其位于管腔内且无阻塞，并用0.2 ml肝素化生理盐水冲洗导管。
5. 用单个外科结关闭手术切口。

2.3）右侧股动脉用于将PE25导管插入降胸主动脉

1. 执行步骤 2.1.1 至 2.1.18，但将 PE25 导管推进至 8 cm 标记处，使其导管尖端置于降胸主动脉内。
2. 重复步骤 2.2.4 和 2.2.5。

2.4）右侧颈外静脉用于将3F聚氨酯小儿静脉导管插入右心房

1. 从颈部基部开始，在气管右侧1 cm处做一长度为1.5 cm的切口，止于甲状腺下方。
   注意：避免损伤或暴露甲状腺。
2. 使用止血钳轻轻分离周围结缔组织，以暴露颈外静脉。
3. 用镊子从静脉下方穿过，并张开镊子以托起静脉。
4. 重复步骤2.1.8至2.1.18进行静脉插管，但将3F导管推进至4 cm刻度处，使其尖端位于右心房。
5. 重复步骤2.2.4。
6. 用三通旋塞封闭导管，并将其旋转至关闭位置。

3. 气管插管

3.1）气管暴露

1. 使用止血钳将先前做好的颈部切口向中线方向扩大。
2. 使用止血钳和镊子以钝性分离技术分离胸骨舌骨肌、胸骨甲状肌和头半棘肌的锁骨头部分，暴露气管，并用组织牵开器保持其暴露状态。

3.2）气管插管

1. 将舌头拉出以伸展气道。推进5F导管（即，气管插管导管）安装在导丝上。固定导管，向前推进时使导管尖端朝上，逐步进入上呼吸道、声门和气管。
2. 在推进气管插管时，通过透光法观察以引导其进入正确位置。
3. 从套管中取出导丝，并连接红外 CO₂ 将分析仪适配器连接至套管的远端。
4. 通过识别特征性的呼气末二氧化碳波形来确认气管插管成功； 即，气道CO₂ 呼气时增加，吸气时减少。

4. 基线稳定性的确认

1. 完成手术器械的准备以及各种导管、插管和心电图导联的连接 通过 将其相应的传感器和信号调节器连接至数据采集系统，并根据心输出量和血压测量结果确认血流动力学稳定性，以及通过检测血气和乳酸水平确认代谢稳定性（建议进行）。
   注意：心输出量是通过计算机分析在胸降主动脉中经热电偶记录的热稀释曲线来测定的，注射冷生理盐水200后 μ经右心房注射室温下0.9% NaCl溶液1升。
2. 定义各项参数的特定基线参考值；这些参考值可能因大鼠品系、性别和体重而异。本文所述大鼠模型在代表性实验中获得的基线及复苏后参考值列于 表1.

5. 实验方案

5.1）心室颤动（VF）的诱导

1. 在大鼠腹壁皮下插入一根针，连接至60 Hz交流电（AC）发生器的负极（0至12 mA）。注意勿将针头推进至腹腔内，以免意外损伤内脏器官。
2. 将一根预弯的外径0.38 mm、长40 cm的导丝一端（通过导丝连接器）连接至交流信号发生器的正极。确保极性正确，不可接反，否则可能无法诱导出室颤（VF）。
3. 从插入右侧颈外静脉的3F聚氨酯导管中移除三通旋塞，将导丝较软的一端向前推进约7 cm，同时监测心电图和主动脉压力，以尝试进入右心室。
   注意：导丝位置正确可通过心电图和主动脉压力监测到的异位心室搏动来判断。
4. 打开60 Hz交流电源发生器，并在监测主动脉压力的同时逐步增加电流。
   注意：通常2.0 mA的电流足以诱发心室颤动，但具体所需电流强度取决于导丝相对于右心室的位置。可能需要对导丝顶端位置进行微调，以便在较低电流水平下诱发心室颤动。
5. 通过记录以下指标确认心室颤动（VF）的诱导：（1）主动脉搏动停止，以及主动脉压力呈指数衰减至 ≈ 20 mm Hg 以内 ≈ 5 秒钟以及（2）心电图中出现无序的电活动，如图 2 所示。
6. 持续维持当前电流3分钟，在第一分钟后将强度降低至诱发心室颤动（VF）所需水平的大约一半。
7. 3分钟后关闭电流，并记录心室颤动（VF）在无需施加电流的情况下仍持续存在。
   注意：较小的心脏由于传导路径较短，其颤动波前缘可在不应期内到达尾端，从而阻止折返，因而可自发除颤。只有在一段时间的心肌缺血之后； 即，3 分钟，足以减慢传导，从而允许折返发生，使心室颤动（VF）变为自持性，如图所示 图2.
8. 移除导丝，用三通旋塞重新封堵颈静脉导管，撤去接地针，并在开始复苏干预前，让心室颤动（VF）根据实验方案所需时长持续自发进行。即，根据已发表的研究，为4到15分钟。

5.2）胸外按压与正压通气

注意：本出版物中介绍的胸部按压器是一种定制的、由气动驱动并由电子控制的活塞装置。呼吸机为市售设备。

1. 以未处理的室颤持续时间作为执行下述操作的依据；尽管这些操作也可在诱发室颤前进行。
2. 在剑突基底部上方2.8 cm和4.2 cm处做标记。胸外按压的起始最佳区域通常位于这两个标记之间。
3. 在除颤板上涂抹导电凝胶，并将其滑入大鼠胸部下方，将除颤板固定于手术板上。
4. 将胸部按压器的活塞置于两个胸部标记之间，轻微接触胸部。
5. 将压缩器设置为每分钟提供200次压缩，初始活塞位移设为0 mm。
   注意：该按压速率适用于自主心率为 350 次/分钟的小型动物^-1 但压缩频率可以调整，因为大鼠模型的最佳压缩频率尚未确定。
6. 将呼吸机设置为25次/分钟^-1 输送 6 ml/kg 的潮气量和吸氧浓度（FiO₂）₂1.0，未与胸外按压同步。
7. 将呼吸机管路（末端为连接吸气支和呼气支的Y型接头）连接至气管套管，中间连接红外CO₂₂ 分析仪适配器
8. 打开呼吸机，并在第一分钟内将按压深度从0毫米逐渐增加至10毫米，开始胸部按压。轻微横向和头尾方向移动活塞，以寻找在特定按压深度下能够产生最高主动脉舒张压（即按压间期压力）的位置。
   注意：按压深度的逐步增加是复苏研究所特有的；大多数研究者从最大按压深度开始。
9. 在第二分钟内持续增加按压深度，直至达到目标主动脉舒张压。
   注意：目标主动脉舒张压达到或超过24 mm Hg时，减去右心房舒张压后可获得至少20 mm Hg的冠状动脉灌注压，此值对应于该大鼠模型的可复苏阈值⁴目标主动脉舒张压——可能超过可复苏阈值——应由研究者根据研究目的决定。然而，为避免胸壁和胸内器官损伤，不建议超过17 mm的按压深度。
10. 在尝试除颤前，应持续进行规定时长的胸外按压。
    注意：6 分钟的胸外按压似乎是创造有利于成功除颤的心肌条件所需的最短时间²⁶然而，随着持续时间的延长，胸外按压的血流动力学效果会逐渐下降，大多数研究采用的按压持续时间为6至10分钟。

5.3）除颤

1. 使用市售的双相波除颤器，该除颤器具备体内除颤功能，起始释放能量为 5 J，并配备适用于大鼠的定制化除颤板。
2. 将导电凝胶涂抹于除颤板上。
3. 在完成预定时长的胸外按压前，立即对除颤器进行充电。
4. 中断胸外按压，通过心电图（ECG）确认心脏仍处于心室颤动（VF）状态。
5. 若存在心室颤动，则在胸壁上间隔 5 秒给予最多两次 5 J 的电击，并观察是否恢复电活动有序的心电图，同时伴有主动脉搏动及平均主动脉压 ≥25 mm Hg。
6. 如果平均主动脉压 < 25 mm Hg，无论电活动节律如何，均应重新开始持续 30 秒或 60 秒（根据具体实验方案而定）的胸外按压。
7. 根据具体实验方案，重复步骤 5.3.4 至 5.3.6 最多 5 次；若初始 5 J 电击未能终止心室颤动，则逐步将除颤能量提升至 7 J。图 3 展示了复苏研究所采用的除颤方案，图 4 展示了除颤阶段的代表性实验过程。
8. 仅在出现心室颤动时实施电击；否则不进行电击，直接恢复胸外按压，并认定心脏处于无脉电活动或心脏停搏状态。
9. 在完成除颤-按压循环后，确定复苏结果（图 3）。

5.4）复苏后处理

1. 自主循环恢复后，将通气频率从 25 min^-1 增加至 60 min^-1，并在自主循环恢复 15 分钟后将吸入氧浓度（FiO₂）从 1.0 降至 0.5。
2. 若心室颤动（VF）复发，应以与上一次相同的能量进行电击。然而，VF 通常在数秒内自发转复为窦性心律。
   注意：VF 复发可能作为再灌注心律失常的一部分，在自主循环恢复后不久出现，但极少发生在 15 分钟之后。
3. 根据研究者确定的特定复苏后方案观察动物；在急性实验中通常观察 180 至 240 分钟，期间动物不从麻醉状态恢复，随后实施安乐死。典型急性实验的时间线见图 5。
4. 在急性实验中进行尸体解剖，以记录导管位置及内脏损伤情况，这些因素可能导致实验无效。
5. 在存活实验中，移除所有导管，结扎血管，并使用金属夹闭合伤口，随后按照以下所列步骤操作。
6. 若动物能够自主呼吸，则拔除气管插管。
7. 当动物从仰卧位完全且无需协助地自行恢复正常体位时，表明已从麻醉中恢复，此时可将其转移至清洁的笼具中。
8. 腹腔注射加温的 0.9% 氯化钠溶液（1 ml/100 g 体重），以降低低体温和脱水的风险。
9. 在给予镇痛剂 4 小时后，皮下注射美洛昔康（2 mg/kg），之后每日一次皮下注射 1 mg/kg，持续最多 72 小时。
10. 为确保更安全的恢复，将动物单独饲养并提供环境丰富化措施，最多持续 48 小时，并按照机构标准操作程序进行术后护理和监测。

结果

本研究中描述的大鼠模型最近被用于比较两种心肌细胞膜钠氢交换体亚型1（NHE-1）抑制剂在胸外按压期间及复苏后对心肌功能和血流动力学功能的影响⁶¹。既往已有报道指出，NHE-1抑制剂可通过限制钠离子介导的胞质和线粒体钙超载，减轻心肌再灌注损伤，从而有助于在胸外按压期间维持左心室的可扩张性，并减轻复苏后心肌功能障碍¹²。在本研究中，既往已被广泛研究的NHE-1抑制剂卡立泊利（cariporide，1 mg/kg）与较新的化合物AVE4454B（1 mg/kg）以及对照溶剂，在三组各10只大鼠中进行了比较，所有大鼠均经历10分钟未处理的室颤，随后进行8分钟胸外按压，再给予电击除颤。在开始胸外按压前，将药物或对照溶剂随机注入右心房，研究者对分组情况设盲。NHE-1抑制剂的作用分别进行单独分析，并合并分析（即，与对照组比较）。如图6所示，NHE-1抑制可使在较浅按压深度下达到预设的主动脉舒张压（介于26 mm Hg至28 mm Hg之间），提示左心室可扩张性得以保留。当以按压深度校正冠状动脉灌注压（CPP/按压深度比值）——作为左心室可扩张性的指标——...

讨论

实验方案中的关键步骤

该方案中存在若干关键步骤。掌握这些步骤后，制备过程及操作流程可按以下简要描述顺利进行：手术准备应迅速完成，通过小切口快速插入导管，尽量减少或避免血管痉挛，并将导管尖端准确置入预定位置；随后经一次或少数几次尝试即成功实施气管插管，从而完成制备过程 ≈ 从首次注射戊巴比妥钠至诱发心室颤动历时90分钟，期间基线测量值均在参考范围内表1）。在每次实验中，通过3分钟不间断的电刺激诱发心室颤动（VF），之后VF可自发持续。 >95% 的情况下。在胸外按压期间，主动脉舒张压应 ≥24 mm Hg，且呼气末二氧化碳分压₂ ≥10 mm Hg 的压力可在不超出17 mm 压缩深度且不损伤胸腔内器官的情况下产生。实施除颤方案（例如，如图所示 图3) 容易发生且具有 <胸外按压中断5秒。最终，自主循环恢复发生 >采用本方案或类似方案进行的实验中，有60%会导致复苏后心肌功能障碍，并维持240分钟存活期 >40% 以...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
戊巴比妥钠	Sigma Aldrich	P3761	http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en®ion=US
直肠热敏电阻	BIOPAC Systems, INC	TSD202A	http://www.biopac.com/fast-response-thermistor
同心双极针电极 25 mm TP	BIOPAC Systems, INC	EL451	http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm
PE25 聚乙烯导管	Solomon Scientific	BPE-T25	http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing
26G 女性鲁尔接头短管适配器	Access Technologies	LSA-26	http://www.norfolkaccess.com/needles.html
带鲁尔接头的三通旋塞阀；带阳锁，非无菌	Cole-Parmer	UX-30600-02	http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _10_pack_Non_sterile/EW-30600-23
TruWave 一次性压力传感器	Edwards Lifesciences	PX600I	http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1
T型热电偶	Physitemp Instruments	IT-18	http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html
中心静脉儿科导管	Cook Medical	C-PUM-301J	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds
Abbocath-T 锁骨下静脉导管（14G × 5.5 英寸）	Hospira	453527	http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427
Novametrix 医疗系统红外 CO₂ 监测仪	Soma Technology, Inc.	7100 CO2SMO	http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp
Harvard Model 683 小动物呼吸机	Harvard Apparatus	555282	http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323
双柔性尖端导丝	Cook Medical	C-DOC-15-40-0-2	https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds
高精度交流 LVDT 位移传感器	Omega Engineering	LD320-25	http://www.omega.com/pptst/LD320.html
HeartStart XL 除颤监护仪	Phillips Medical Systems	M4735A	http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/
Graefe 显微解剖镊 4 英寸	Roboz	RS-5135	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135
Graefe 带齿显微解剖镊 4 英寸	Roboz	RS-5157	http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157
超细显微解剖剪 4 英寸	Roboz	RS-5882	http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp
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