需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

用于ICPMS样品引入的微流控芯片

11.1K 次观看

⸱

DOI：

10.3791/52525

⸱

2015年3月5日

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Applied Biosciences, ETH Zurich

本文内容

摘要

我们介绍一种用于电感耦合等离子体质谱（ICPMS）的离散液滴样品引入系统。该系统基于一种廉价且可弃用的微流控芯片，可在40−60 µm尺寸范围内以90至7,000 Hz的频率生成高度单分散的液滴。

摘要

本方案介绍了用于电感耦合等离子体质谱（ICPMS）样品引入系统的低成本一次性微流控芯片的制备与使用方法。该芯片可在全氟己烷（PFH）中生成单一分散的水相样品液滴。水相液滴的尺寸和频率可分别在40至60 µm和90至7,000 Hz范围内调节。液滴由第二股PFH载流从芯片中喷出，并在喷出过程中保持完整。通过自行搭建的去溶剂化系统去除PFH后，将液滴输送至ICPMS中。在此条件下可获得非常稳定的信号，且信号强度分布窄，体现了液滴的高度均一性。我们展示了该样品引入系统可用于定量测定单个牛红细胞中的铁含量。未来，通过集成额外的微流控模块，可轻松扩展该引入装置的功能。

引言

采用电感耦合等离子体质谱法（ICPMS）对液体样品进行元素分析时，通常使用雾化器结合喷雾室作为样品引入系统1。在此样品引入系统中，样品通过雾化器喷雾生成多分散气溶胶。下游的喷雾室用于过滤较大的液滴。该方法存在样品消耗量高（>0.3 ml min-1）2 和样品传输不完全的问题。因此，在仅可获得微升级样品体积的应用中（如生物学、法医学、毒理学和临床研究）3，该方法变得不切实际。为降低样品消耗，已开发出喷嘴尺寸更小的雾化器3。然而，当需要分析未经消解的生物流体或高浓度盐溶液时，喷嘴尺寸减小会增加堵塞风险3。

Olesik 等4提出了一种不同的样品引入方法。作者通过压电驱动的微泵将液体以单分散微液滴的形式注入ICPMS。尽管该系统本身并未得到广泛应用，但它推动了ICPMS中离散液滴引入概念的进一步发展。如今，已有可购买的压电驱动分配系统，能够生成直径为30、50、70和100 µm、频率为100–2,000 Hz的液滴。这些液滴可被几乎100%高效地输送至ICPMS5。此类微液滴分配器已被用于单个纳米颗粒的定量测量5,6以及单个生物细胞的表征7。基于热喷墨技术8的类似系统也已用于生物样品分析测试9。尽管现有的单液滴引入系统效率高、适用于微量样品，并在纳米颗粒和细胞分析方面具有前景，但仍存在若干局限性。对于固定喷嘴尺寸，液滴尺寸仅能进行微小调节（除非使用自定义设置10）。液体物理性质的变化（如pH、盐含量）可能改变液滴特性（如尺寸、喷射速度）。此外，这些设备价格昂贵，易发生堵塞，且难以清洗。

另一种生成液滴的方法在液滴微流控领域已有报道11。近年来，液滴微流控技术因其在（生物）化学反应12-15和单细胞研究16,17中的应用而受到广泛关注。此外，该技术还被用于向电喷雾电离质谱法中引入样品18,19，以及用于基质辅助激光解吸/电离质谱法的样品制备20,21。

最近，我们介绍了一种基于微流控技术的样品引入系统，用于电感耦合等离子体质谱（ICPMS）22。该引入系统的核心部件是液相辅助液滴喷射（LADE）芯片。该芯片完全由聚二甲基硅氧烷（PDMS）制成。在第一个通道交汇处，采用流动聚焦技术生成单分散的水相样品溶液液滴（图1）。为此，使用高度挥发性（沸点为58–60 °C23）且与水不混溶的全氟己烷（PFH）作为载流相（图1）。PFH的这些特性有助于实现稳定的液滴生成，并能快速去除载流相。与其他液滴发生器相比，该生成方法受样品液体性质变化的影响较小。通过调节水相和PFH的流速，可在较宽范围内调节液滴尺寸。在下游的第二个交汇处，额外加入更多PFH以提高流速至至少1 m sec-1。在此流速下，液体可从芯片中以稳定且笔直的射流形式喷出（图1），而不会破坏液滴结构（图1插图）。这种双交汇结构设计使得射流稳定性可独立于液滴生成过程进行调控。液滴通过定制的传输系统被输送至ICPMS。该系统包括一根下落管和一个膜去溶剂装置，用于去除PFH。水相液滴的干燥残留物随后在ICPMS的等离子体中被离子化，由质量检测器对离子进行检测。芯片前端呈桶形设计，以确保与液滴传输系统的紧密连接。将水相样品以PFH中的液滴形式喷出具有优势，因为避免了样品与喷嘴的直接接触。这显著降低了喷嘴堵塞的风险，而喷嘴堵塞在处理细胞悬浮液或高浓度盐溶液时可能成为问题。采用PDMS软光刻技术制备的LADE芯片成本低廉（材料成本约为每片2美元）、可一次性使用且易于修改。结合其制备过程仅需少量人工操作的特点，每次实验均可使用全新的芯片。因此，无需繁琐的清洗步骤，交叉污染也被降至最低。

本文介绍了通过软光刻技术制备LADE芯片及其在电感耦合等离子体质谱（ICPMS）中的应用。展示了对水溶液和细胞悬浮液进行测量的实例。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. SU-8 母版制作（图 2）

注意：SU-8 原模的制备需在洁净室中进行，以防止灰尘颗粒导致缺陷。制备过程需要两片晶圆，一片带有微流控结构，另一片不带。

  1. 准备微流控芯片的主模具。首先在硅片上涂覆一层粘附层。
    1. 将硅片在 200 °C 下脱水 10 分钟。将硅片冷却至室温后，放入旋涂仪中，并按照以下程序使用 SU-8 2002 进行旋涂。
    2. 在硅片上滴加约 3 ml 光刻胶。
    3. 以 500 rpm 的转速旋涂 10 秒，使光刻胶均匀覆盖整个硅片。
    4. 以 2,000 rpm 的转速旋涂 30 秒，获得厚度约为 2 µm 的光刻胶层。
  2. 用浸有丙酮的棉签去除硅片边缘多余的光刻胶，以防止下一步中硅片粘附在热板上。随后在热板上于 95 °C 烘烤 60 秒。
  3. 用紫外光（365 nm 处 80 mJ/cm2）整体曝光硅片。曝光后在 95 °C 下后烘 120 秒。
  4. 将硅片冷却后，立即按照以下程序再次使用 SU-8 2050 进行旋涂：
    1. 以 100 rpm 的转速旋涂 20 秒（此过程中滴加约 3 ml SU-8 光刻胶）。
    2. 以 500 rpm 的转速旋涂 10 秒，使光刻胶均匀覆盖整个硅片。
    3. 以 3,250 rpm 的转速旋涂 30 秒，获得厚度约为 40 µm 的光刻胶层。
  5. 再次使用浸有丙酮的棉签去除硅片边缘多余的光刻胶，并在热板上进行软烘：先在 65 °C 烘烤 180 秒，再在 95 °C 烘烤 360 秒。
  6. 将光刻掩膜贴附于钠钙玻璃上以制备掩膜。掩膜设计参见图3。使用掩膜对准仪透过制备好的掩膜以紫外光（365 nm 处测得 160 mJ/cm2）曝光光刻胶。曝光后的硅片再次在热板上烘烤：先在 65 °C 烘烤 60 秒，再在 95 °C 烘烤 360 秒。
  7. 将硅片冷却至室温后，浸入装有显影液的玻璃培养皿中显影 5 分钟。轻轻晃动培养皿以去除未曝光的 SU-8。随后用异丙醇冲洗硅片，并用氮气枪吹干。
  8. 在显微镜下检查硅片。若特征结构上仍有未显影的光刻胶残留，按照步骤 1.7 的方法再次显影数分钟。
  9. 将硅片在 200 °C 下烘烤 2 小时，以去除任何残留溶剂。使用台阶仪检测特征结构的高度。若实测高度与目标高度不符，则重新开始本方案，并调整步骤 1.1.4 中的旋涂速度。
  10. 为防止 PDMS 粘附在硅片上，需对其进行硅烷化处理：将硅片与盛有 50 µl 1H,1H,2H,2H-三氯硅烷十八氟癸烷的小瓷皿一同放入干燥器中。将干燥器内压力降至 100 mbar，并孵育 12 小时。
    1. 对于空白 PDMS 部件，使用步骤 1.10 的方法对另一片硅片进行硅烷化处理。为节省时间，可在同一干燥器中同时处理两片硅片。

2. LADE 芯片制备

注意：LADE芯片由两块通过粘合剂键合24连接在一起的PDMS部件构成。第一部分包含微流控结构，另一部分为平坦表面，用于密封通道。两者键合后形成圆形结构，以便芯片与液滴传输系统对接。本文描述了这两个部件的制备及其键合过程。所有工艺步骤如图4所示。

  1. 通过将40 g预聚物与4 g PDMS固化剂混合，配制44 g PDMS（可制备最多6个芯片）。将PDMS置于真空干燥器中脱气，直至无气泡（约需20 分钟）。
  2. 结构化半片的复制模塑。
    1. 将浇铸模具放置在晶圆上方，并利用设计周围的导向结构将其卡紧固定（参见图5）。对于平整的PDMS半片，无需进行卡紧操作。
    2. 向浇铸模具中倒入约3至4 g脱气后的PDMS，然后将其置于150 °C的加热板上加热6 分钟。待PDMS固化后，在模具中冷却，再用刮刀小心抬起并取下浇铸模具晶圆。
    3. 为防止微流控通道受到污染，使用胶带覆盖芯片此前与晶圆接触的一面。沿PDMS部分边缘小心裁剪胶带，以去除多余的PDMS。
  3. 使用空白硅烷化晶圆，重复上述步骤2.2.1至2.2.3，制备平整的PDMS半片。
  4. 剥离胶带，并使用活检打孔器在结构化半片上打穿流体连接孔。储存期间用胶带保护结构部分。
  5. 通过使用PDMS固化剂进行粘合，将PDMS部件键合在一起24。
    1. 取一片未经处理的硅晶圆，在6,000 rpm转速下旋涂PDMS固化剂30 秒。将晶圆从旋涂仪中取出。
    2. 移除结构化半片上的胶带，将其结构面朝下放置在晶圆上。轻轻按压PDMS顶部以排除气泡。
    3. 移除空白PDMS半片上的胶带。从晶圆上取下一个结构化半片，手动将其对准并放置在平整PDMS半片之上。轻轻挤压两部分以排除气泡，并将组装好的芯片在室温下静置固化24 小时。切勿用力按压，以免导致通道塌陷。
  6. 使用美工刀沿指示线垂直于喷嘴通道方向切割芯片尖端，以打开出口喷嘴。使用对准装置确保切口平直，这是实现液体直线喷射的必要条件。在显微镜下检查芯片是否存在微流控通道缺陷或灰尘颗粒。用胶带覆盖进样孔，以在储存期间保护芯片。
  7. 将沃尔夫瓶通过管路连接至干燥氮气源及LADE芯片的所有入口。在沃尔夫瓶底部加入50 µl的1H,1H,2H,2H-三氯全氟癸烷，然后密封瓶口。
  8. 通过以约1 ml/sec的流速通入携带1H,1H,2H,2H-三氯全氟癸烷的氮气流，持续冲洗所有通道20 分钟，完成微流控通道的硅烷化处理。芯片现已可用于实验，并可在室温下储存至少数周。

3. 测量前准备 / 液滴传输系统

注意：整个液滴传输系统需构建在光学平台上，因为需要为装置建立一个稳定的支撑结构。整个液滴传输系统的示意图如图6所示。

  1. 安装一个定制的旋风式聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）适配器，其上垂直连接一根50 cm的不锈钢管。将该适配器连接至带有质量流量控制器的氦气源。在适配器相对两侧分别安装（高速）相机和光源，用于液滴可视化观察。
  2. 将筒式加热器置于钢管中部，并使用聚氯乙烯（PVC）管和Legris管接头将钢管末端与膜去溶器的入口连接。
  3. 用另一段PVC管将去溶器的出口连接至层流适配器，该适配器直接连接至ICPMS进样口。将层流适配器连接至带有质量流量控制器的氩气源，随后用于混入氩气以实现稳定的运行条件。
  4. 使用水平仪将适配器及钢管调整至垂直状态。若未准确对齐，可能导致液滴大量损失。在系统预热期间，向适配器内插入一个密封塞，防止气体泄漏。
  5. 根据表1中的设置启动上述所有气体流量及相关设备。让系统预热15分钟。筒式加热器需2小时才能使温度稳定，应提前开启。
  6. 将注射泵安装在与旋风气流氦气适配器等高的支架上，并尽可能缩短注射泵与适配器之间的距离。

4. 测量

注意：由于可使用的溶液和悬浮液种类繁多，以下方案以通用术语撰写。然而，在进行单细胞分析时，应将细胞悬液稀释至浓度低于< 1 × 107 个细胞/mL，以确保大多数液滴仅包含一个细胞。使用细胞进行测量时，应将注射泵倾斜放置，使注射器出口朝下，并以出口朝下的方式安装管路。

  1. 将管路连接至注射器。用全氟己烷填充两支5 mL注射器，用样品溶液或悬浮液填充一支1 mL注射器。彻底排除注射器和管路中截留的所有气泡。
  2. 将注射器安装至注射泵，并连接至芯片的进样口。使用表1中的起始设置（或更高的流速）启动注射泵。让流体流动3至5分钟以达到稳定状态。
    1. 用纸巾擦去芯片尖端多余的液体。此时液体应以直线射流形式从芯片喷出。若擦拭后仍无法获得直线喷射，则更换芯片并从本步骤重新开始。 
  3. 取下适配器上的堵头，小心地将芯片插入适配器中。如有必要，使用FC-40对芯片进行润滑。单个芯片可用于至少2小时的实验。
  4. 将流速调整至表1推荐的测量设置范围内。降低PFH的流速不仅可节约PFH用量，还可减少由同量异位素干扰引起的信号背景。
  5. 让系统稳定2至5 分钟（具体时间取决于所选流速）。优化ICPMS参数，以获得目标分析物的最高信号强度。
    1. 依次调节质量流量控制器上所有气体的流量（参见表1中推荐的范围），直至目标分析物的信号强度达到最大。以相同方式调节ICPMS上的等离子体功率和聚焦透镜电压（依据制造商推荐的范围）。
  6. 将ICPMS的驻留时间设为10 ms（该参数适用于所用的特定ICPMS仪器，其他仪器可根据需要调整，以确保实现时间分辨采集）。按照制造商的操作规程，开始记录特定m/z值的信号。
  7. 测量完成后，将原始数据传输至数据分析软件进行处理。使用内置函数对以每10毫秒计数形式给出的数据进行分箱，绘制分箱中心值与计数值的关系图。采用高斯函数对所绘频率分布直方图中的每个峰进行拟合。拟合所得的均值和标准差分别代表信号强度的平均值及其标准偏差。

5. 校准概念

  1. 以与样品相同的流速，测量含有目标元素的单元素或多元素标准溶液。
  2. 将一块LADE芯片置于显微镜下的培养皿中。为获得更清晰的图像，使用非圆形芯片。该芯片的制备方法如步骤2所述，但采用简单的矩形模具，而非部分圆形的模具。
  3. 按照步骤4.1至4.2.1启动液滴生成，并将流速设定为步骤5.1中所用的流速。
  4. 使用连接显微镜（20倍物镜）的高速相机记录水相液滴的图像。采用图像分析软件（如Basu25开发的液滴形态测量与速度分析软件）从录像中获取液滴的平均直径。
  5. 利用平均液滴直径计算液滴体积，假设液滴为球形物体。
    1. 根据该体积及液滴中分析物的已知浓度，计算相应原子的数量。将每液滴测得的离子数除以原子数，得到检测效率。利用该检测效率计算未知样品中的原子数量。
      注：由于不同芯片之间的差异较小22，若流速保持不变，则无需对每块芯片或每种溶液重复测量液滴尺寸。Verboket et al.22已发表不同流速下对应的液滴尺寸与频率列表。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

该系统可用于测量含有细胞或纳米颗粒的溶液或悬浮液的小体积样品。本文展示了标准溶液的测量以及单个细胞表征的示例。更多示例可参见 Verboket 等22。

通常，单个液滴溶液的信号是一个非常短暂的事件，持续时间仅为几毫秒。 100 µsec26由于所用的ICPMS（停留时间10毫秒）无法对如此短暂的信号进行时间分辨。 图7a 和 图7b 显示钠标准溶液的信号及频率分布直方图。液滴到达等离子体时存在时间抖动 > 10 毫秒。检测不同步。在一个驻留时间内检测到一个（201 ± 24）、两个（381 ± 34）或三个（560 ± 45）液滴的信号。信号强度的低变异表明液滴具有高单分散性。首个拖尾峰可能是液滴碎片所致；该碎片化的成因仍在研究中。

使用铁标准溶液的校准方法（步骤5所述）已用于测定单个牛/小牛红细胞（6-7 µm 直径）悬浮于磷酸盐缓冲液（PBS）中。该悬浮液为 1 x 107 <...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

尽管芯片的制备具有很高的可靠性，但在制备过程中仍有一些关键步骤需要特别注意。首先，组装过程中的清洁度至关重要，以防止灰尘污染芯片。灰尘可能堵塞通道，导致液滴无法稳定生成。其次，切割毛细管尖端时必须确保其与喷嘴通道垂直。切割角度会显著影响液体的喷射角度；若液体以倾斜角度喷出，可能导致喷射出的液滴损失。

搭建装置时，需确保其稳定性。金属管与适配器的垂直对齐至关重要。此外，在测量过程中有一些要点需要特别注意。将芯片插入适配器时必须小心操作，否则可能在插入过程中破坏射流，导致射流中断。进行细胞测量时，注射泵和管路的位置与方向非常重要，正确放置可减少细胞在注射器和管路中的沉降。

本文所介绍的LADE芯片相较于现有的商用液滴发生器具有多项优势。该系统更为稳定，能够产生更宽范围的液滴尺寸，且通过调整通道几何结构还可进一步扩展液滴尺寸范围，并具备一次性使用的特点。对于含有高浓度盐分或固体残留物的样品（例如纳米颗粒或细胞悬浮液）而言，单次使用装置尤为适用，因为这类样品容易堵塞微小通道，且难以彻底清洗。目前，LADE生成的单个微液滴向质谱仪（MS...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

致谢

本工作由欧洲研究理事会（ERC起始资助项目nμLIPIDS，编号203428）和苏黎世联邦理工学院（项目编号：ETH-49 12-2）资助。本论文作者谨此感谢Bodo Hattendorf在ICP-MS方面的协助，以及F. Kurth在细胞计数方面的帮助。作者还感谢Christoph Bärtschi和Roland Mäder在搭建机械装置方面提供的支持。特此感谢苏黎世联邦理工学院的洁净室设施FIRST在微加工方面提供的支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
100 毫米硅晶圆Si-Mat (德国考弗灵)
SU-8 2002Microchem Corp. (美国马萨诸塞州)
SU-8 2050Microchem Corp. (美国马萨诸塞州)
丙酮Merk VWR (德国达姆施塔特)100014
MR显影剂600Microresist Technology GmbH (德国柏林)
异丙醇Merk VWR (德国达姆施塔特)109634
1H,1H,2H,2H-三氯(全氟癸基)硅烷ABCR-Chemicals (德国卡尔斯鲁厄)AB111155
Sylgard 184 硅橡胶弹性体试剂盒 (PDMS)Dow Corning (美国密歇根州)39100000
99% 全氟己烷Sigma-Aldrich (美国密苏里州)281042
FC-40ABCR-Chemicals (德国卡尔斯鲁厄)AB103511
磷酸盐缓冲液 Life Technologies (英国佩斯利) 10010-015
磷酸盐缓冲液中的红细胞Rockland Immunochemicals Inc. (美国宾夕法尼亚州) R400-0100
单元素标准溶液 Na, FeInorganic Ventures (美国弗吉尼亚州)
多元素标准溶液 Merck Millipore (美国马萨诸塞州)IV
硝酸亚沸蒸馏
超纯水Merck Millipore (美国马萨诸塞州)
热板 HP 160 III BMSawatec (瑞士萨克斯)用于晶圆制备
旋涂模块 SM 180 BMSawatec (瑞士萨克斯)用于晶圆制备
高分辨率薄膜光掩模Microlitho (英国埃塞克斯)
台阶轮廓仪 Dektak XT advancedBruker  (美国马萨诸塞州)
热板 MR 3002Heidolph (德国施瓦巴赫)用于复制模塑 
1.5 毫米活检打孔器Miltex (美国宾夕法尼亚州)33-31AA/33-31A
旋涂机  WS-400 BZ-6NPP/LITELaurell (美国宾夕法尼亚州)用于粘合
注射泵 neMESYSCetoni (德国科堡)
1 毫升注射器 Codan (德国伦萨恩) 62.1002
5 毫升注射器 B. Braun (德国美尔松根) 4606051V
聚四氟乙烯 (PTFE) 管路 PKM SA (瑞士吕斯) PTFE-AWG-TFT20.N
基于四极杆的电感耦合等离子体质谱仪 ELAN6000PerkinElmer (美国马萨诸塞州) 
膜去溶剂化器 CETAC6000AT+CETAC Technologies (美国内布拉斯加州) 仅使用去溶剂化单元
高速相机 Miro M110Vision Research (美国新泽西州)
数据分析软件 Origin ProOriginLab Corp. (美国马萨诸塞州)版本 8.6
显微镜Olympus (日本东京)IX71

参考文献

  1. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , Elsevier. Amsterdam. 10-1016 (2008).
  2. Sutton, K. L., B'Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis - A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
  3. Todoli, J. -L., Mermet, J. -M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
  4. Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector - A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
  5. Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
  6. Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
  7. Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
  8. Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
  9. Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
  10. Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer - optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
  11. Teh, S. -Y., Lin, R., Hung, L. -H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
  12. Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
  13. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  14. Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
  15. Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
  16. Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
  17. Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
  18. Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
  19. Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
  20. Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
  21. Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
  22. Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
  23. Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
  24. Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
  25. Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
  26. Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
  27. Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
  28. Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501(2008).
  29. Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
  30. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
  31. Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
  32. Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
  33. Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
  34. Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
  35. Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
  36. Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

用于ICPMS样品引入的微流控芯片
联系我们
向图书馆推荐

隐私

使用条款

政策

版权所有 © 2026 MyJoVE Corporation。保留所有权利。