方法文章

一步一步:显微外科培训方法相结合的两个无生命的动物模型

DOI:

10.3791/52625

2015年5月9日

本文内容

摘要

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本文介绍了如何建立一个小型显微外科练习工作站,以及一种使用无生命动物模型进行显微外科训练的简单且经济的方法。

摘要

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显微外科技术的学习与技能维持传统上依赖于使用活体动物,主要是实验大鼠。尽管该方法极具价值,但对术者及其资助机构而言,经济负担较重;此外,该方法还需要特殊的培训设施,而这些设施并不总是可用或可及。同时,伦理方面的顾虑也可能限制活体动物在培训中的使用。其他替代性培训方法,如使用惰性管路和手套,由于无法提供与临床情境相似的操作体验,因此在外科医生中并未得到广泛接受。非活体动物模型包括使用鸡大腿和鸡翅;这类模型在很大程度上能够提供接近临床实际的操作体验。此类培训相对廉价且易于获取。所需显微镜和器械可通过互联网购置,而鸡的部位则可在本地超市购买。

这种方法使有积极性的受训者能够在成本合理的情况下反复练习多种外科技术,有助于在缺乏更复杂设施时培养或保持其外科专业技能。本文将介绍如何建立一个小型练习台,如何解剖标本,以及如何逐步使用鸡大腿和鸡翅膀进行练习。该方法充分利用了鸡大腿模型的多功能性以及鸡翅肱动脉较小的尺寸优势。

引言

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已有大量训练模型被用于学习和掌握基础及高级显微外科技术。这些模型包括活体动物1,2、人体尸体标本3、惰性模型4,5以及非活体动物模型6-9。其中,使用大鼠的活体动物模型在显微外科教学中被广泛应用1,2,并被认为是当前训练的金标准。尽管其教学价值显著,但在需要高强度或长期训练的情况下,经济和伦理方面的考量可能限制其实际应用。

尸体模型3能够在与真实临床环境相似的条件下提供训练机会;但遗憾的是,这类模型仅限于解剖实验室及类似设施中使用,且实验室必须配备显微镜;因此,此类模型的可及性有限。惰性模型(如橡胶管或手套)4,5成本低廉且易于获取,其使用所需设备极少。然而,这些模型与真实临床情境的相似度较低,通常仅适用于培训初期阶段,即学员开始在大鼠上进行训练之前。据我们所知,Hino6是首位提出利用非活体鸡组织来发展和维持临床显微外科技能的研究者。该模型基于从市售鸡翅中提取并使用鸡肱动脉。这种方法无需机构审查委员会批准、无需使用啮齿类动物麻醉、无需实验技术人员参与,也无需术后护理。

继Hino描述鸡翅动脉模型之后,众多其他非活体动物模型相继被发表。Marsh等人7首次提出使用市售鸡腿进行训练,报道了利用鸡股动、静脉及神经进行教学的方法。该特定模型拓展了训练的可能性,纳入了除动脉以外的多种结构,使受训者能够进行多种复杂操作,如静脉移植、神经移植或束膜修复。Jeong等人8进一步研究了Marsh的鸡腿模型及其在住院医师教学中的应用。作者对鸡组织样本进行了组织学分析,发现其与人类组织具有相似性。在他们的研究中,受训者通过练习显著缩短了完成吻合所需的时间。他们得出结论:“鸡股部的神经血管束是用于教学和练习显微外科技术的合适且有效的模型”。2013年,我和同事9发表了一种显微外科训练方案,结合了鸡腿模型与鸡翅模型;该方法兼具鸡腿模型的多功能性以及鸡翅动脉尺寸较小的特点,对于更高水平的受训者而言,后者比股部血管更具挑战性。

本文详细描述了建立显微外科训练平台的逐步流程,包括所需材料、各模型中神经血管结构的解剖方法,以及如何有效实施训练方案。

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方案

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1.准备:

  1. 获得桌面立体显微镜,具有可变3,5- x可45倍放大200毫米的工作距离,55至75mm可变瞳孔间距和一个配件导致环形灯。任何类似的显微镜是足够的,它可以被设置在一个小桌子,是不是非常昂贵。
  2. 收集和编写一套显微仪器有两个显微拾音器,一个切除剪刀,一针驱动程序;这是所需要的最低限度,必须考虑到,这些都是实践手段,并且不需要高端品质仪器。
  3. 用9/0丝微缝合所有的做法。购买市售鸡大腿或翅膀和食品着色剂在当地的超市。
  4. 将20克血管导管用于对鸡的股动脉通畅试验。对于肱动脉,需要更薄的27G的导管。这些可以在当地药剂来获取在互联网上或与设置仪器。买市售注射器注射的食品着色剂。

2.宏观解剖技术:

  1. 该方法以股血管很简单。对于鸡大腿,执行钝器解剖技术只是内侧到股骨轴,从骨中分离股骨肌肉并暴露股动脉,静脉和神经。该神经可被进一步分解为不同类型的神经修复做法两个单独分册。
  2. 为了纵向向上进入鸡肱动脉的鸡翅,切开皮肤用剪刀,从肩膀到机翼的尖端。观察二头肌和肱三头肌之间运行的动脉。

3.推荐的培训方案:

  1. 培训与股动脉。
    注:在训练方案的第一步是用鸡股动脉练习。

  1. 放置在显微镜下的片,并启动显微解剖。释放从下面的组织的股动脉;和水平划分它。执行adventicectomy。使用微皮卡和微型剪刀修剪任何adventicia覆动脉管腔。冲洗内腔与普通自来水。记下开始时间
  2. 执行端到端吻合。
    1. 开始对相反的操作者侧的动脉的后壁。将第一针;左侧开始,如果工作水平,在下部侧,如果工作垂直。从朝向管腔动脉的外侧通过所述针,然后从腔到动脉的外侧。
    2. 领带针,先执行双结,然后两个单抛出交替方向。完成整个后壁与上述技术。
    3. 开始在右手侧如果正在工作的水平或上侧,如果你是禾rking垂直,放置一个单针从外部向管腔,然后从腔到外部。喜结良缘如上所述。完成前壁重复在3.1.2.2中描述的方法。
    4. 写下最后的时间,这将让你保持一个时间记录,这样你就可以控制你的进展。
      注:笔者喜欢的一种方式了技术;但是任何类型的显微缝线可以排演。值得推荐的是学员完成约25显微外科吻合术以这种方式,才可以尝试其他的临床方案。这些措施包括静脉移植动脉间隙,端到端神经修复,并利用静脉导管的神经差距的治疗。微血管手术的重要技术,可以与该训练方法学是连续或连续缝合,以执行该技术学员收益为3.1.2.1,但施蒂希不琢,继续履行针在无3.1.2.1削减他们üNTIL你完成整个缝合并绑到原来的针在末端。

  1. 训练用肱动脉
    1. 将在显微镜下的棋子。完成如上述的股动脉的过程。
      注意:唯一的区别是大小。的肱动脉比股动脉小得多,该吻合是相当多的困难。
  2. 通畅试验
    1. 通过交叉吻合平稳20或27G的血管导管,检查所造成的缝合针两种血管壁一起障碍物。
    2. 应用与商业食品着色剂的注射器的血管性导管的末端,并灌注染入动脉来测试喷墨泄漏
    3. 打开动脉纵向以可视化的针,其并行和墙壁的量服食。

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结果

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作者们chronometered其次,本训练方法,并且已经看见它显著降低吻合次为一股动脉在第三周结束。受训者可以通过检查他的时候,他的通畅百分比和他的线圈的对准控制上他的技术的改进。在这个手稿中描述的系统在图1中被描述,它包括一个桌面显微镜和一组显微仪器。宏观解剖示于图2和3股动脉显微吻合的一个例子示于图4中。图5示出了肱动脉显微吻合。图6示出一个股动脉修复用静脉移植物。通畅试验示于图7。

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图1:科尔esponding作者自己的显微做法站。它包括一个桌面显微镜和一组训练显微仪器。它可以设置在办公室或在家里的空间十分有限。

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讨论

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显微外科的临床实践需要持续训练和高水平的专业技能,其应用包括游离皮瓣移植、再植术和血管重建手术、神经外科手术中的颅内外吻合、周围神经手术等。尽管有许多手术需要显微外科技术,但其中一些手术在许多医疗中心很少开展。因此,外科医生有时需要通过在不同训练模型上反复练习手术操作,以维持其技术水平。

目前应用最广泛的培训模型是大鼠1,2;许多人认为其在显微外科教学中是“金标准”。大鼠确实是显微外科教学与学习中非常有价值的工具,能够提供与临床实际情况非常相似的环境。然而,这种方法存在一些固有的局限性。使用活体动物会引发伦理争议,通常需要经过机构审查委员会的批准。此外,实验还需要麻醉,以及专门的技术人员和设施。所有这些因素都意味着较高的经济成本,从而将活体动物培训限制在具备相应资源的特定教学单位、实验外科部门和医院内。

本方案中所述的非生命动物模型具有无需考虑伦理问题的优势,因此不需要机构审查委员会的批准。在经济性方面,其相较于活体动物培训也更具优势。所需设备有限,且可通过互联网以合理价格购得;作者的台式体视显微镜购价约...

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披露

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作者无任何利益冲突需要披露。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
体视显微镜AmscopeSM-1BX显微镜
LED 光源AmscopeLED-80S-YA照明系统
显微外科器械套装Chen hen microsurgical instrumentsHC- X803-1显微外科器械
显微外科缝合线S/T microsurgical9/0 Suture缝合线

参考文献

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  1. Lee, S. Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation. Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).
  2. Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).
  3. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaveric infusión model for neurosurgical training. Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).
  4. Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. Microsilicone anastomoses. Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).
  5. Gluer, N. M., Rao, G. S. Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery. Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).
  6. Hino, A. Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery. Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).
  7. Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. Microsurgical training the Chicken thigh model. Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).
  8. Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics. Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).
  9. Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. Microsurgical training regimen with nonliving chicken models. Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).
  10. Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model. Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).
  11. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).

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