使用高分辨率脑电图记录在局灶性癫痫的临床前大鼠模型中进行脑源成像

摘要

本视频介绍了在非侵入性条件下，对采用特定局灶性癫痫临床前模型的镇静大鼠进行高分辨率脑电图的制备、记录及源分析操作流程。

摘要

脑电图（EEG）传统上用于确定局灶性癫痫患者最可能需要进行切除的脑区。该方法基于一个假设，即癫痫发作起源于与发作间期癫痫样放电（IEDs）相同的脑区。临床前模型对于发现 IEDs 位置与局灶性癫痫发作起始实际脑区之间的相关性非常有用。大鼠常被用于癫痫的临床前研究¹，因此在该物种中已建立了多种局灶性癫痫模型。然而，在如此小型的动物中记录多通道脑电图并进行脑源成像仍具有挑战性。为解决这一问题，我们结合了一项已获专利的技术，用于从啮齿类动物获取 32 通道脑电图记录²，并利用 Wistar 大鼠脑解剖结构的 MRI 概率图谱进行脑源成像。在本视频中，我们介绍了从患有局灶性皮质发育不良的 Wistar 大鼠获取多通道脑电图的操作流程，并描述了如何利用 MRI 图谱构建容积导体模型以及如何准确识别 IEDs 的步骤。最后，我们通过获取 IEDs 的脑源成像图，并将其与癫痫发作起始不同时段所获得的图像进行比较，对整个方法学进行了验证。

引言

已有研究表明，通过脑电图（EEG）观察到的痫样间歇期放电（IEDs）可作为局灶性癫痫患者癫痫发生过程中的有效生物标志物³。这些 IEDs 在脑内产生的区域被称为激惹区，在临床上可根据 EEG 记录进行定位⁴。为了寻找激惹区与实际癫痫发作起始区域之间的关联，临床前模型至关重要。然而，由于小动物头部表面积远小于人类头皮，对其进行脑电图记录具有较大挑战性。尽管可采用侵入性方法对大鼠进行慢性记录^{5, 6}，但目前尚无技术能够在无需麻醉的急性条件下，在啮齿类动物中获取传统的 EEG 记录。

为了解决这一问题，我们采用了一种专利的脑电图微型帽（EEG mini-cap）²，可实现对啮齿类动物无创记录32通道脑电图数据。本研究还提供了证据，表明使用镇痛药物对于维持痫样放电（IED）频率具有必要性。因此，尽管脑电图微型帽的固定是在异氟烷麻醉下进行的，但脑电图记录仅在镇静（dexdomitor）⁷状态下的大鼠中完成。本研究提出的方法可应用于任何局灶性癫痫的临床前大鼠模型。为了展示该方法的能力，我们将其应用于研究局灶性皮质发育不良（FCD）中激惹区与癫痫发作起始区之间的相关性。为此，我们在Wistar大鼠中采用了FCD的“二次打击”（double-hit）模型⁸。

进行脑电源分析需要做到：a) 从脑电图（EEG）原始数据中准确提取发作间期痫样放电（IEDs），以及 b) 获得个体动物头部的容积导体模型。为了构建实用的容积导体模型，我们采用了一种大鼠体内的 MRI 图谱（in vivo rat MRI atlas），该图谱由31只Wistar大鼠的T2加权图像经非线性配准后得到的平均强度和形状图像组成⁹。所构建容积导体的正向模型通过边界元法（BEM）计算得出¹⁰。与人类情况类似，通过智能特征提取、特征选择与分类流程¹¹，检测并进一步将IEDs分为两类典型模式（尖波和棘波），并进一步划分为不同的聚类。这些经亚分类的信号被用于估计与不同类型激惹区相关的脑电源定位。我们使用一种名为Brainstorm的知名开源软件来展示源分析步骤¹²。每种IED亚型及癫痫发作起始时间窗的脑电图电源定位，均采用标准化低分辨率脑电磁断层成像（sLORETA）方法完成¹³，该方法在Brainstorm软件中可直接使用。

方案

伦理声明：所有实验均遵循佛罗里达国际大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）制定的政策进行（IACUC 13-004）。

1. 脑电图记录

1. EEG微型帽的准备
   1. 将EEG微型帽的电极尖端浸入含0.2%氯化物的蒸馏水中至少12小时。用蒸馏水轻轻冲洗EEG微型帽。将帽体和电极在空气中晾干。
   2. 按体积比2:1将EEG电极膏与0.9% NaCl溶液混合。加入一滴亚甲蓝，有助于在电极内部及皮肤上观察电极膏的位置。将混合好的膏体吸入注射器中，确保注射器内无气泡。将凝胶注入全部32个电极中，填充时避免引入气泡。建议从底部而非顶部注入，以便更好地接触每个电极，并减少凝胶溢出的可能性。
   3. 打开EEG及生理记录系统，并在所用计算机上启动相应的记录软件。
2. 动物准备与麻醉
   注：慢性癫痫模型采用Wistar大鼠FCD⁸造模方案建立。EEG记录在成年Wistar大鼠（8周龄，300–400 g）中进行。
   1. 在实验记录表中记录大鼠体重，并据此计算镇静剂剂量（右美托咪定0.25 mg/kg）。使用5%异氟烷和100%氧气（流速1 L/min，压力14.7 psi）诱导麻醉。
   2. 修剪大鼠头部毛发后，将异氟烷浓度降至2%，并在整个EEG微型帽安装过程中维持该浓度。检查大鼠反射是否消失（脚趾夹捏无反应）。将大鼠固定于立体定位仪中，通过耳棒插入耳道进行固定，并确保麻醉面罩稳固。
   3. 为每只眼睛涂抹润滑性眼膏。
   4. 使用剃刀剃除大鼠头部和耳朵上的多余毛发，剃毛过程中避免出血。
      注：皮肤上残留的任何毛发都会在EEG记录中产生噪声。用90%异丙醇擦拭大鼠皮肤，以刺激血管并去除皮肤油脂。
   5. 在头皮上放置生理盐水棉片并完全覆盖，以保持良好的皮肤导电性，直至EEG微型帽准备就位。
   6. 连接体温、呼吸及三导联心电图探头。注意体温由直肠探头测量。在整个记录过程中持续监测大鼠生理状态。确保正常体温为37 °C，呼吸频率为30–60次/分钟，心率约为350–450次/分钟。
3. 记录流程
   1. 移除大鼠头皮上的生理盐水棉片，将准备好的EEG微型帽放置于其皮肤上。使用橡胶带固定微型帽。一条橡胶带置于头皮前部，通常位于眼睛前方；另一条置于耳后与颈部之间的头皮后部。在颈部下方使用塑料保护垫，以利于正常呼吸。
   2. 在接地电极和参考电极上均涂抹一层高导电性电极膏，并将其分别放置于对应耳朵上。
      注：参考电极也可置于其他位置。
   3. 将EEG微型帽连接至放大器，观察工作台界面上的电极阻抗预览。检查所有电极的工作状态。为获得高质量记录，确保阻抗值处于5–30 kΩ范围内。若存在噪声电极，可通过将电极在支架内向头皮方向移动，或从电极顶部轻轻注入更多凝胶，以改善与头皮的接触。
   4. 腹腔注射右美托咪定（0.25 mg/kg），并立即将异氟烷浓度降至0%。若呼吸频率未处于30–60次/分钟范围，可轻柔地逐步提高异氟烷浓度，但不得超过1%。此步骤需密切监测，因异氟烷与右美托咪定联用可能使动物进入危急状态。
      注：在局灶性癫痫的临床前模型中，异氟烷会影响发作间期放电（IEDs），而右美托咪定则无此影响。使用异氟烷麻醉的动物癫痫样活动较弱，i.e. 相比其他条件可检测到的IEDs相对较少^7,14。右美托咪定的有效作用时间约为2小时。因此，为节省其起效时间，准备工作在异氟烷麻醉下进行。
   5. 开始EEG记录。记录结束后，在移除EEG微型帽前，将彩色笔插入微型帽顶部三个突出圆圈内，在皮肤上标记其位置，作为MRI共配准的解剖标志。拍摄带有标志点的大鼠头部照片。将大鼠放回笼中，并持续观察直至完全从右美托咪定作用中恢复。
      注：本实验中使用红色（绿色的补色）以区别于电极位置（绿色）。但如果皮肤出现微小出血点，建议改用其他颜色（如紫色/绿色）。

图1. 一顶脑电图微型帽放置在某只大鼠头部的照片。

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2. 脑源成像

1. IED 分类
   注意：IED 检测与分类使用基于先前研究¹⁵在 MATLAB 中自主开发的代码完成。该软件可根据请求获取。
   1. 通过目视检查脑电图（EEG）轨迹，剔除噪声通道。使用基于模板和相关性分析的自动方法去除心电图（EKG）伪迹，该方法通过周期性波形减除实现。
      注意：通常，记录 EEG 的实验人员会提供书面实验记录，其中包含基于阻抗值判断的坏通道信息。用于去除 EKG 伪迹的软件也可根据请求获取。
      
      图2. 显示不同类型 IED 的脑电图示例。 红框标示了一种类型的 IED。
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   2. 离线应用截止频率为 3–150 Hz 的带通滤波器，并使用陷波滤波器去除工频干扰（通常为 60 Hz，部分国家为 50 Hz）。
   3. 检测两种类型的 IED（棘波和尖慢波）。棘波和尖慢波分别为持续时间为 20–70 ms 和 70–200 ms 的大幅电活动。因此，在分别应用相应的带通滤波器（棘波为 15–50 Hz，尖慢波为 5–15 Hz）后，基于幅度阈值检测 IED¹⁵。
      注意：阈值自动设为 4σ，如先前关于多单位活动的研究所建议¹⁵。其中，σ 是带通滤波后信号的估计标准差，σ = median{|滤波后信号| ⁄ 0.6745}。
   4. 将棘波和尖慢波进一步划分为不同簇。使用小波变换提取不同棘波和尖慢波的特征¹⁵，并通过 k 均值聚类进行子分类，最优聚类数 k 通过轮廓系数确定。
   5. 对同一簇内的子分类信号进行平均。每种 IED 亚型的平均 EEG 信号将用于脑源分析。
2. 容积导体模型
   注意：在以下各节中，将使用开源软件 Brainstorm¹² 及 Wistar 大鼠 MRI 图谱⁹。若有单个大鼠的 MRI 数据，也可用于构建容积导体模型。该 MRI 图谱⁹ 可在 http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/ 下载。该网站在“Wistar Rat MRI Atlas”部分以 NIFTI 格式提供图谱，注册后即可访问。预处理所需的软件也可在该网站获取。
   1. 将 MRI 数据和脑表面导入软件¹²。
      
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   2. 使用默认设置生成头部表面。
      
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   3. 基于 MRI 生成头皮及颅骨内外表面，用于导场计算¹²。
      注意：顶点数量影响估计源的准确性，但顶点过多会导致计算复杂度升高。推荐每层使用 642 个顶点，以在合理计算复杂度下获得可接受的精度。颅骨厚度可通过 MRI 检查，在图谱中约为 1 mm。在软件中输入上述参数后，将为各表面生成相应的三角面-顶点网格。
      
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   4. 使用可视化功能检查各表面相对于 MRI 的方向和位置。如有表面未正确配准，需相应调整¹²。
      
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   5. 利用步骤 1.3.5 中获取的大鼠头部图像，将 MRI 中的三个标志点（R1、R2 和 R3）进行配准。使用这些标志点的网格坐标作为参考，生成电极位置，因为电极固定在支架上（图3B）。
      
      图3. (A) 用于获取电极位置的大鼠头部图像，(B) 带坐标系的 EEG 小帽示意图。(A) 中的红点表示步骤 1.3.5 中提到的标志点，对应于 (B) 中的红色数字。此外，(A) 中的绿色标记表示 32 个电极位置，对应于 (B) 中的蓝色数字。
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   6. 基于三个标志点生成 N × 3 的电极位置矩阵。其中 N 为通道数（N = 32），各列分别表示对应的 x、y 和 z 坐标值。
      注意：EEG 小帽为刚性支架。因此，一旦确定三个参考网格（R1、R2 和 R3），电极位置即自动设定。用户仅需重新定义 z 值，使小帽在头皮上正确投影。N 个网格点可按 图3B 中蓝色数字顺序编号。EEG 小帽的标准支架可商业采购（材料表）。配准软件也向科研社区开放。
   7. 输入生成的通道文件。
      
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   8. 显示并确认所有电极的位置。修正任何位置错误的电极¹²。最终电极位置的坐标系应与前述各表面所用坐标系一致。
      注意：可通过可视化选项“MRI registration\Check MRI/surface registration”在 MRI 上直观检查所创建的表面，选中表面将以黄色线条显示在 MRI 上。此外，通过选择工具箱选项“Display Sensors\MRI Viewer”，可在 MRI 上显示三个标志点和 32 个电极位置。可通过与大鼠眼睛和耳朵位置分布的比较进行视觉检查（图4）。
      
      图4. (A) 带有配准脑表面（黄色线）的 MRI 图谱，(B) 包含对齐的 32 个电极和 3 个标志点（红点）的容积导体模型，(C) 带有配准参考网格 R1 的 MRI 图谱。
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3. 脑源成像
   1. 计算导场矩阵¹³。输入满足皮肤、颅骨和脑组织电导率比为 1 : 1/80 : 1 的电导率值。基于步骤 2.2 中创建的容积导体模型和电极位置，获得导场矩阵。
      注意：该工具箱¹² 提供与其他软件的接口以计算 BEM¹⁰，因此仅需输入电导率值。
      
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   2. 输入步骤 2.1.4 中存储的每种 IED 亚型的平均 EEG 信号。
      
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   3. 基于计算得到的导场矩阵和输入的 EEG 信号，获得 sLORETA 解¹³。通过选择源估计方法选项，可获得逆解¹²。
      
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   4. 绘制估计的源位置。

结果

当所有操作步骤均正确完成后，可在临床前模型的脑表面可视化估计的源。 图5展示了来自痫样放电（IEDs）中某一特定亚型的尖波（上方）和棘波（下方）的估计源。此外，图6显示了在癫痫发作形成过程中，连续时间帧内的源分布变化情况。这些结果验证了所提出方法的能力，即可在局灶性癫痫大鼠模型中记录高分辨率脑电图（EEG），并利用所记录的EEG进行源分析。

图5. 癫痫样放电（IEDs）在尖波（上）和棘波（下）不同簇中的估计脑源位置。 (A) 时间序列，(B) 脑电图地形图，以及(C) 皮层电流源。评估在(A)中以红色垂直线标记的特定时间点进行。
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图6. 癫痫发作期间估计的脑源活动。 时间点以红色垂直线标记。
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讨论

本文描述了一种在局灶性癫痫的特定临床前模型中非侵入性记录多通道脑电图（EEG）的新方法。文中提供了记录与分析过程的具体操作步骤及相应的实验技巧。为获得成功结果，需考虑若干关键因素。首先，在脑电图记录过程中，获取高质量信号至关重要。在制备迷你帽时，应将适当黏度的脑电图导电膏涂抹至每个电极上，并在剃毛过程中彻底清除大鼠头部及耳部的毛发。阻抗检测是确认脑电图记录质量的最重要步骤。其次，在脑源成像过程中，构建合适的容积导体模型至关重要。各表面应进行精确共配准，且所生成的电极位置与实际电极在大鼠头皮上的位置之间的距离误差应尽可能小。

尽管本论文使用 Brainstorm¹² 介绍了源分析流程，但这些流程也可使用其他开源软件^16,17和商业产品^18,19来完成。此外，除了 sLORETA¹³ 之外，还可应用其他逆解方法，如多偶极子模型和波束成形器⁴。

该方法的一个局限性在于，由于脑电图记录是在镇静状态下进行的，因此无法开展行为学分析。然而，与其他大鼠脑电图记录方法^5,6相比，该方法具有非侵入性的优势。

我们的初步结果支持对局灶性癫痫大鼠脑电图记录中的痫样放电（IED）标志物进行精确分类的重要性，以确定激惹区，并评估其与癫痫发作起始潜在机制之间的关系¹¹。此外，已有研究表明，针对此类特异性IED的脑电图源定位与相应的BOLD激活和去激活区域具有良好的对应关系²⁰。

本研究将促进利用临床前模型评估生物医学工程师开发的“病床到实验室再到病床”策略。例如，目前医院中的IED提取主要依靠人工完成，需要耗费大量人力。而本研究提出的方法可实现自动提取。我们假设，将该方法应用于局灶性皮质发育不良（FCD）患者时，将获得类似的结果。我们正在准备伦理审查委员会（IRB）相关方案，以在人类数据集中评估该方法及其他相关方面。

此外，使用临床前模型将有助于我们理解脑电图（EEG）源定位在癫痫研究中的能力与局限性²¹。准确估计癫痫发生背后的脑源活动对于治疗策略和手术规划至关重要。同时，建立一种标准化的大鼠脑电图记录平台，将有助于评估多种抗癫痫药物在临床前试验中的有效性。本研究是首次在镇静条件下对癫痫大鼠进行无创脑电图记录的研究，这将为癫痫脑电生物标志物的评估开辟新的途径。然而，本研究中所呈现的全部方法可推广至其他实验条件和脑部疾病。该脑电迷你帽也可用于其他类型的啮齿类动物。

过去，曾采用Wistar大鼠的前爪刺激范式来评估使用EEG微型帽所记录数据的质量和可重复性²。此外，还通过在胡须刺激范式下同步记录高分辨率颅骨脑电图与Wistar大鼠的层状局部场电位，对脑源定位重建进行了验证²²。该方法之所以针对Wistar大鼠开发，是因为存在适用于该特定大鼠品系的MRI图谱。然而，该方法也可推广至其他啮齿类动物，只要其具有标准格式的图谱，包括小鼠²³、Sprague-Dawley大鼠²⁴以及Paxinos和Watson大鼠²⁵。此外，本研究所提出方法的基本操作流程可应用于任何以脑电图作为重要检测手段的啮齿类临床前模型。但该方法的许多方面特别适用于癫痫研究，尤其是与脑电图预处理相关的部分（如痫样放电的检测与分类）。同时，研究人员必须注意在不同情况下选择合适的镇静药物。本研究中选用异氟烷和右美托咪定，是因其对痫样放电的影响较小。关于脑电图记录，在小鼠中，由于头皮表面积相对较小，可显著减少记录通道的数量。

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
数据采集计算机	惠普	Z210 工作站
Dexdomitor	Orion Pharma	6295000	盐酸右美托咪定
脑电图分析软件	The Mathworks Inc.	MATLAB R2011b
		头脑风暴	Sylvain 等，2001
		OpenMEEG	Gramfort 等，2010
脑电数据流工具	Tucker-Davis Technologies	RS4 数据流器
脑电图电极膏	生物电生理记录系统	YGB 103
脑电图前置放大器	BioSemi	Active Two
	Brain Products	BrainAmp
	Tucker-Davis Technologies	PZ3 低阻抗放大器
脑电图记录软件	BioSemi	ActiView
脑电图记录软件	Tucker-Davis Technologies	OpenEx - OpenDeveloper
EEG SCSI 连接器	BioSemi	Active Two SCSI 连接器
	Brain Products	D型连接器
脑电图处理器	Tucker-Davis Technologies	RZ2 BioAmp 处理器
	Tucker-Davis Technologies	Zif-Clif 数字头级放大器
高分辨率脑电图迷你帽	Cortech Solutions	DA-AR-ELRCS32	美国专利申请号 13/641,834
异氟烷，USP	VedcoPiramal Healthcare	NDC 66794-013-25
异丙醇	Aqua Solutions	3112213	90% v/v 溶液
润滑性眼膏	橄榄球	NDC 0536-6550-91	无菌的
NaCl	Abbott	2B8203	兽用 0.9% 氯化钠注射液 USP
生理学记录软件	ADInstruments	LabChart 7.0
生理信号记录系统	ADInstruments	PowerLab 8/35
注射器	Monoject	200555	12 cc